小口径血管支架生物材料的研究进展*

刘桂阳 周 媛

江苏工程职业技术学院， 江苏省先进纺织工程技术中心， 江苏 南通 226006

小口径血管支架生物材料的研究进展*

刘桂阳 周 媛

江苏工程职业技术学院， 江苏省先进纺织工程技术中心， 江苏 南通 226006

对目前用于小口径血管支架的合成生物材料、天然生物材料、复合生物材料及生物衍生材料这4类可降解生物材料的研究进展进行综述，并对血管支架的制备技术做简单介绍。

小口径血管， 血管支架， 组织工程， 人工血管， 生物材料

动脉硬化、栓塞、老化及破损等血管疾病是世界范围内致死率极高的疾病。据世界卫生组织估计，2013年全球大约有1 700万人死于心脑血管疾病，其中发展中国家的死亡人数占80%[1]。我国每年死于心脑血管疾病的人数约350万，占各类疾病死亡人数的41%[2]。

血管移植手术是治疗血管疾病的一个重要手段。目前，临床使用的血管移植物主要包括自体血管和非降解性合成材料人工血管2类。其中自体血管因其来源有限及供区创伤等原因，难以满足临床需求，而以涤纶和膨体聚四氟乙烯(ePTFE)等非降解性高分子聚合物制备的人工血管只适用于口径较大(内径大于6.00 mm)的血管[3]。血管疾病治疗的理想目标是在血管病损部位再生出新的血管组织。组织工程的发展为实现这一目标提供了可行性，构建能引导小口径血管再生的多孔支架已成为临床的迫切需求。

血管再生有2条途径。一是在体外将自体或异体血管细胞种植于血管支架中，形成血管细胞/支架复合物；然后，将该复合物植入的血管缺损部位，通过植入血管细胞的增殖和分化，以及与之相匹配的支架材料的降解和吸收，形成结构、功能和血管一致的新组织。二是将血管支架移植到血管缺损部位，暂时替代血管组织，保持血流畅通；然后，随着新生血管组织的长入，血管支架逐渐降解，被新的血管组织逐渐替代[4]。支架在血管再生中为细胞的增殖和代谢提供空间，传递化学或力学信号以调控细胞表型，引导血管细胞构建血管组织结构及功能[5]。因此，选取合适的可降解生物材料，制成细胞外基质(ECM)结构的血管支架，是血管再生最关键的步骤之一。

根据来源不同，目前用于血管支架的可降解生物材料主要有合成生物材料、天然生物材料、复合生物材料及生物衍生材料4种。

1 可降解生物材料

1.1 合成生物材料

已用于血管支架制备的可降解合成材料包括聚乙醇酸(polyglycolic acid， PGA)[6]、聚乳酸(polylacticacid， PLA)[7]、聚己内酯(poly-ε-caprolactone， PCL)[8]及这些材料的共聚物如聚乳酸-羟基乙酸共聚物(PLGA)[9]、丙交酯-己内酯共聚物(PLCL)[10]等。合成材料支架具有精确的可操作性，但因缺乏生物信号而不易被细胞识别。

Kuwabara等[11]采用PCL，通过静电纺丝技术制成内径0.70 mm的血管支架，并置换鼠主动脉18个月，通畅率达到72.5%，血管支架无动脉瘤和钙化现象，其管腔表面已完全内皮化，但是血管支架并未完全降解，它只引导部分血管组织再生。

Roh等[12]采用大、小口径2种管子相套作为模板，制备了2种小口径血管支架。其一是将PGA纤维网装入模板之间，然后浇注PCL/PLA溶液，制成内径0.90 mm的血管支架。其二是将PLLA纤维装入套筒之间，然后浇注PCL/PLA溶液，制成内径0.70 mm 的血管支架。PGA-PCL/PLA血管支架的爆破压达到(0.361±0.038)MPa，缝合强力为(3.13±0.72) N， 弹性模量为(33.000±7.000) MPa，拉伸断裂强度为(4.370±0.670) MPa。PLLA-PCL/PLA血管支架的爆破压达到(0.372±0.024)MPa， 缝合强力为(3.13±0.72) N，弹性模量为(24.000±5.900) MPa， 拉伸断裂强度为(3.700±0.530) MPa。体外试验表明2种血管支架上培养的平滑肌细胞的增殖活力无显著性差异。分别将2种血管支架置换鼠主动脉，第3周时均产生排异反应，有大量巨噬细胞浸入并包围在支架外周；第6周时均无血栓、动脉瘤及其他并发症，血管内腔完全内皮化，但血管管壁内只有少量细胞分布，主要是细胞分泌的胶原等物质。

Iwasaki等[13]采用内层为PGA纤维网、中间层为PCL多孔材料及外层为PGA纤维网的3层支架与血管细胞复合，制备了内径6.00 mm的血管支架，经过14 d的体外培养，形成了3层结构的血管细胞/支架复合物，其径向拉伸断裂强度为(0.827±0.155)MPa；而无血管细胞的3层支架的拉伸断裂强度只有(91.000±21.000) MPa，猪下肢动脉的拉伸断裂强度为(0.882±0.133)MPa。血管支架与细胞经体外培养后其力学性能增强，达到了体内置换的要求。

Wu等[14]采用静电纺丝及盐滤沥法制备了外层为PCL纤维层、内层为肝素化PGS的血管支架，其内径为0.72 mm，缝合强力为(0.45±0.031) N，弹性模量为(0.536±0.119)MPa，拉伸断裂强度为(3.790± 1.450)MPa，爆破压达到(0.315±0.090)MPa，顺应性为(11.000±2.200)%/kPa。将该血管支架植入鼠主动脉3个月，其内部无血管瘤及血栓产生，能保持血流搏动；血管支架内腔覆盖了完整的内皮层，血管壁形成一层平滑肌，且有胶原、弹性蛋白及糖胺聚糖产生。血管支架在植入后14 d时开始降解，并有ECM开始代替血管支架，在3个月时仍具有血管再生的活性。

Uchida等[15]采用溶解和盐滤沥法及浸入溶液法制备了PCL/PLA血管支架，其弹性模量为0.600～5.200 MPa。 体外试验表明该血管支架具有良好的细胞相容性。

Wang等[16]以内径4.00 mm 的PGA纤维网管为支架，与平滑肌细胞在体外脉动条件下共同培养8周，支架/细胞复合物的拉伸断裂强度约0.620 MPa，弹性模量为(10.500±1.250) MPa，缝合强力为(1.26±0.16) N，爆破压约1.200 MPa。人体隐静脉的拉伸断裂强度约0.950 MPa，弹性模量约14.500 MPa，缝合强力约2.25 N，爆破压约1.200 MPa。 该支架/细胞复合物的力学性能与人体隐静脉接近。组织学分析结果表明，经8周的动态培养，复合物中无未降解的PGA残留，平滑肌细胞紧密地排列在一起。

综上所述，采用可降解的合成材料，通过静电纺丝、编织及浇注等方法制备的血管支架具有优良的力学性能，能满足临床上对血管移植的力学要求。由于PCL具有优良的力学性能和易加工性，上述研究大多单独选用PCL或将其与其他合成材料复合制备血管支架。

1.2 天然生物材料

与合成材料相比，天然可降解材料含有能被细胞膜上的整合素受体识别的配体，更有利于细胞黏附和分化。

Syedain等[17]采用纤维蛋白制备了内径4.00 mm的双层血管支架，其中纤维蛋白和平滑肌细胞的复合物作为外层、高密度的纤维蛋白作为内层。经过2周的培养，双层血管支架的拉伸断裂强度约0.090 MPa，爆破压为(0.024±0.001)MPa；与之对照的单层纤维蛋白血管支架的拉伸断裂强度仅约0.065 MPa，爆破压为(0.002±0.001)MPa。两者相比，平滑肌细胞增强了纤维蛋白血管支架的力学性能。组织学分析表明，平滑肌细胞均匀地分布在血管支架的内层，未迁移至外层，保持了血管支架收缩的特性。

Marelli等[18]采用转轴接收静电纺制备的丝素蛋白，制备了内径6.00 mm的血管支架，其爆破压为(0.077±0.002) MPa，顺应性为(26.400±3.200)%/kPa，径向拉伸断裂强度约2.400 MPa，伸长率约57.00%。体外试验表明，NIH/3T3细胞能在该血管支架上黏附、增殖及生长，并能长入支架内部。后来，Marelli等[19]又采用转轴接收静电纺丝素和胶原蛋白制备了内径6 mm的血管支架，其力学性能有所提高，爆破压为(0.119±0.003) MPa，顺应性为(24.400±0.400)%/kPa，拉伸断裂强度为(3.170±0.320) MPa，伸长率为(58.96±4.07)%。体外试验表明，NIH/3T3细胞能在该血管支架上黏附、增殖及生长。

Zavan等[20]将透明质酸(Hyaff)涂覆在直径4.00 mm的圆棒上，然后通过乙醇处理制备了血管支架，并替换猪肢动脉5个月，动物全部存活。其中，2例分别在第2、第3个月时血管完全堵塞，1例在第4个月时血管堵塞，7例未出现血管瘤、血栓、内膜增生及并发症。血管支架在第5个月时几乎全部降解，再生出新的类血管组织(血管管腔已内皮化，管壁有平滑肌细胞、胶原及弹力纤维分布)。

Mckenna等[21]采用转轴接收静电纺重组的弹性蛋白原制备了内径4.00 mm的血管支架，其顺应性为(20.200±2.600)%/kPa，爆破压为(0.065±0.003)MPa，径向拉伸断裂强度为(0.340±0.140) MPa、伸长率为(79.00±6.00)%，轴向拉伸断裂强度为(0.380±0.050) MPa、伸长率为(75.00± 5.00)%， 弹性模量为(0.150±0.030) MPa。天然猪颈动脉的顺应性为(3.400±0.500)%/kPa，径向拉伸断裂强度为(2.590±0.310) MPa、伸长率为(125.00± 15.00)%、弹性模量为(0.410±0.090) MPa，轴向拉伸断裂强度为(0.950±0.130) MPa、伸长率为(105.00±11.00)%、弹性模量为(0.200±0.060) MPa。 重组弹性蛋白原血管支架的力学性能无法满足临床上血管移植的需求。体外试验表明，BMEOCs细胞能在重组弹性蛋白原血管支架上很好地黏附、增殖及生长。

上述研究将天然高分子材料用于构建小口径血管支架，其显示了良好的细胞相容性。然而，这些利用天然可降解材料构建的血管支架的力学性能普遍不如自体血管的力学性能。在这些天然生物材料中，丝素因具有优良的生物相容性及可靠的生物安全性而成为研究的热点。

1.3 复合生物材料

由上述可知，不论是合成生物材料还是天然生物材料，都存在一些不足或缺陷。由于自体血管的结构及功能的复杂性，单一材料很难同时满足血管支架的要求。因此，有很多研究构建了复合基质的血管支架，其兼具良好的生物相容性和适当的力学性能。

Mcclure等[22]采用转轴接收静电纺丝，制备了内径2.00 mm的血管支架，其以PCL和弹性蛋白的共混纺丝作为外层、以Ⅰ型胶作为内层。力学性能测试结果显示，该血管支架的缝合强力为0.89～1.86 N，爆破压为0.318～0.400 MPa，顺应性为2.830～0.770%/kPa，并且随着PCL的含量增多，血管支架的缝合强力及爆破强度增加、顺应性下降。

Wise等[23]采用直径2.80 mm的转轴接收静电纺制备的纤维，制备了双层血管支架，其外层为PCL纤维网、内层为重组弹性蛋白原纤维网。该血管支架的弹性模量约0.300 MPa、爆破压约0.253 MPa、顺应性约0.065%/kPa，其力学性能与人的胸廓内动脉相似(弹性模量约0.267 MPa、爆破压约0.302 MPa、顺应性约0.009%/kPa)。该血管支架体外支持内皮细胞的黏附及增殖。血液相容性测试表明，与ePTFE和PCL制备的血管支架相比，血小板在该血管支架内腔的黏附更少。将该血管支架植入兔颈动脉，1个月内支架保持物理形态不变，无破裂、膨胀及吻合口撕裂等现象。

Yokota等[24]制备了内径4 mm的双层结构血管支架，其内层为Ⅰ型胶原多孔材料、外层是由PLLA/PGA壳/核结构的喷气纱编织而成的管状织物。该血管支架的拉伸断裂强度约30.000 MPa，弹性模量约210.000 MPa。移植到体内后，该血管支架的拉伸断裂强度为5.000～9.000 MPa、弹性模量为70.000～100.000 MPa，与狗颈动脉相似(拉伸断裂强度约7.500 MPa、弹性模量约60.000 MPa)。体外细胞培养显示，NIH/3T3及HUVEC细胞都能在管腔上良好地黏附和增殖。将该血管支架替换狗颈动脉12个月，血管全部通畅，无动脉瘤和血栓产生，血管支架内腔已经完全内皮化，管壁中有平滑肌细胞、弹性纤维和胶原纤维分布；PGA在2个月时已完全降解，PLLA在12个月时还没有完全降解。

Lee等[25]采用转轴接收静电纺PCL和Ⅰ型胶原的共混纺丝，制备出内径4.75 mm的血管支架，其缝合强力为(3.00±1.10) N，爆破压为(0.655±0.021) MPa，顺应性为(42.100±12.000)%/kPa，轴向拉伸断裂强度为(4.000±0.400) MPa，弹性模量为(2.700±1.200) MPa，伸长率为(140.00±13.00)%。 该血管支架的力学性能和猪冠状动脉相似(拉伸断裂强度约2.500 MPa、弹性模量约1.000 MPa、伸长率约100.00%)，并且其在4周灌注过程中能保持力学性能。体外细胞培养结果显示，该血管支架能支持内皮细胞和平滑肌细胞的黏附及增殖，经过48 h的培养，在管腔内形成了单层内皮细胞覆盖，在管外壁则形成了多层平滑肌细胞。

Tillman等[26]采用转轴接收静电纺PCL和Ⅰ型胶原的共混纺丝，制备出内径4.75 mm的血管支架。该血管支架的径向拉伸断裂强度约1.800 MPa，植入后的径向拉伸断裂强度约0.800 MPa，与人体主动脉的拉伸断裂强度(约1.200 MPa)接近。体外动态细胞培养显示，经过15 d的培养，在管腔形成了单层内皮细胞覆盖，在管外壁形成了多层平滑肌细胞。将该血管支架植入绵羊动脉15 min， 种植了细胞的血管支架表面无血小板黏附，而未种植细胞的血管支架表面黏附了大量的血小板。将该血管支架植入兔颈动脉1个月，大多数血管支架能保持畅通，无血管瘤产生，也没有炎症反应。

He等[27]采用转轴接收静电纺PCL/PLA共混纺丝，然后通过等离子处理将Ⅰ型胶原涂履在表面，制备出内径分别为1.00、3.00 mm的血管支架。血管支架的轴向拉伸断裂强度为(7.000±0.400) MPa、弹性模量为(16.000±7.100) MPa、伸长率为(289.00±55.00)%，径向拉伸断裂强度为(3.900±0.300) MPa、弹性模量为(16.600±4.400) MPa、 伸长率为(292.00±87.00)%。将内皮细胞在旋转状态下种植在该血管支架内腔4 h，再静态培养10 d，细胞均匀地分布在血管支架的内腔表面；然后将血管支架/细胞复合物移植替换兔颈动脉7周，血管支架无血液渗漏、结构完好，并保持通畅，无细胞迁移至管壁内部。

Koch等[28]将经编的聚乳酸(PLDLA)管状织物表面涂层纤维蛋白，制备出内径约5.00 mm的血管支架。将内皮细胞在旋转状态下种植在血管支架的管腔表面，并在动态反应器中动态培养21～28 d，细胞均匀分布在血管支架管壁上，并产生了大量胶原。将血管支架/细胞复合物移植替换绵羊颈动脉，3个月时，1例血管产生严重栓塞，其他保持通畅；血管支架无动脉瘤、血栓形成，也无感染和钙化现象。血管内腔有完整内皮层，血管壁上有胶原、弹性纤维和其他ECM成分分布。纤维蛋白在1个月时已完全降解，PLDLA在6个月时仍有残留。

上述研究表明，将天然与合成生物材料复合，综合了两者的优势，在血管支架的制备上较单一组分材料更具优势。

1.4 生物衍生材料

目前还有采用生物衍生材料制备血管支架的研究。这种生物衍生材料是生物管道经脱细胞后的ECM。由于导致免疫排斥的主要抗原被去除，ECM具有低免疫性及抗微生物活性，并含有多种生物活性成分(VEGF、bFGF等)，生物相容性良好。有研究者将主动脉壁、静脉及小肠黏膜下层等制成脱细胞基质，用于制备血管支架。

Lv等[29]利用酶将牛颈静脉经多次脱细胞处理后，再经交联处理，制备了脱细胞血管支架，经脱细胞和交联处理后血管支架管壁的胶原纤与弹性纤维结构完整，其拉伸断裂强度约6.000 MPa，高于牛颈静脉血管(约5.000 MPa)。体外细胞培养结果显示，培养7 d时，血管支架表面覆盖了纤维连接蛋白、明胶及胶原蛋白Ⅳ，并且覆盖了1层内皮细胞。将该血管支架移植至鼠主动脉12周，血管支架较为稳定，但存在慢性免疫反应。

Assmann等[30]将鼠主动脉经脱细胞处理后，作为血管支架移植至鼠主动脉8周，试验结果表明，纤维连接蛋白覆盖在血管支架的表面，而纤维连接蛋白的存在促进了血管支架管腔的内皮化及局部成纤维细胞的畸形生长，促使细胞由支架外层向内部迁移，但无炎症细胞及血栓产生。

Piterina等[31]将新西兰兔膀胱浸泡在生理盐水中进行机械分层，然后浸泡在磷酸盐缓冲溶液(PBS)中，制备出基膜完整的血管支架，其中1层血管支架的拉伸断裂强度为1.900～2.300 MPa、伸长率为38.00%～40.00%，4层血管支架的拉伸断裂强度为21.000～30.000 MPa、伸长率为38.00%～40.00%。体外细胞培养结果显示该血管支架能够良好地支持内皮细胞的黏附、伸展及增殖。

Pellegata等[32]将猪主动脉和颈动脉用酶进行多级脱细胞处理，制备了内径2.00～11.00 mm的血管支架，其具有天然ECM结构，无细胞及DNA物质残留。该血管支架的径向拉伸断裂强度约2.010 MPa， 伸长率约135.00%，弹性模量约0.220 MPa， 顺应性约1.700%/kPa，爆破压约0.341 MPa，缝合强力约7.19 N，力学性能和猪动脉相似(径向拉伸断裂强度约1.550 MPa，伸长率约183.00%，弹性模量约0.220 MPa，顺应性约1.960%/kPa，爆破压约0.311 MPa，缝合强力约8.66 N)。

Gui等[33]采用多级酶脱细胞处理人脐动脉，制备出内径约1.50 mm的血管支架，其保持了ECM的结构。力学性能测试结果显示，该血管支架的爆破压为(0.112±0.015)MPa，拉伸断裂强度为(1.618± 0.691)MPa， 弹性模量为(7.410±3.850)MPa，顺应性为(32.000±22.300)%/kPa。人脐动脉的爆破压为(0.129±0.021)MPa，拉伸断裂强度为(1.372± 0.809)MPa，弹性模量为(13.330±6.850) MPa，顺应性为(44.000±23.000)%/kPa。可见脱细胞人脐动脉血管支架的力学性能和人脐动脉相似。将该血管支架移植至鼠主动脉8周，其中5例在几小时内因血栓死亡，血栓主要发生在近心端吻合口处；另外6例保持畅通，无血栓和动脉瘤产生。

Dahl等[34]将PGA血管支架分别与人和狗的平滑肌细胞在体外生物反应器中培养7～10周，然后用多级酶脱细胞处理，制备出内径6.00 mm的人细胞血管支架及内径3.00～4.00 mm的狗细胞血管支架。力学性能测试结果显示，前者的爆破压为(0.445±0.046)MPa，顺应性为(24.800±6.000)%/kPa，后者的爆破压为(0.216±0.009)MPa，和人的血管的力学性能相似。将人细胞血管支架植入狒狒动静脉通路6个月，通畅率达88%，只有1例在3个月时发生栓塞，其他均无动脉瘤和内膜增生。将狗细胞血管支架移植至狗冠状动脉旁路12个月，通畅性良好，血管支架能保持其原有形状，无狭窄、扩张及内膜增生，其中1例因堵塞死亡。

上述动物的脱细胞血管支架具有天然ECM结构及血管组织的力学性能，能够满足血管支架的要求，但制备过程复杂，且存在抗原性反应的危险。

2 血管支架的制备技术

欲获得有效的血管支架，只有符合要求的材料是不够的，还应将材料制成具有特定结构和形状的三维血管支架。有研究表明[35]，血管细胞在支架上的生长、增殖、分化等生物现象会受到支架材料的纤维粗细、孔隙大小及力学性能高低等因素的影响，而这些因素与支架的制备方法有直接关系。

目前能用于构建小口径血管支架的材料形式有编织、凝胶、多孔、超细纤维等，其中能仿生天然血管组织的是超细纤维。因为天然ECM主要是由纳米级蛋白纤维(胶原纤维直径50～500 nm)交织在一起而形成的三维网络结构[36]，其尺寸比细胞小1～2个数量级，这样才能允许细胞同时和几条ECM细丝接触来确定细胞的三维定位。细胞可识别纳米级别的结构[37-38]，这个性质也是小血管组织再生支架能否成功的关键之一。

静电纺丝技术是目前常用的制备纳米级超细纤维的方法，简单、有效，它的原理是聚合物溶液或熔体在高压静电场作用下克服表面张力，形成喷射流，再经高倍拉伸细化、溶剂挥发、固化，收集于接收装置上，得到静电纺纤维网。由于静电纺丝的纤维尺寸达到了超细尺度，其纤维网具有很高的比表面积和高孔隙度，可以仿生天然ECM，在组织工程领域具有非常大的应用潜力。有研究[39]通过静电纺丝技术将天然或合成生物材料制成不同口径的管状结构材料，结果表明内皮细胞、平滑肌细胞及成纤维细胞等多种哺乳动物细胞和人类成体细胞都能很好地黏附在静电纺纤维网上，并在其上生长、增殖。

3 结语

以血管支架为基础的体内血管组织再生是治疗小口径血管疾病的理想途径。小口径血管支架应采用兼具力学性能、生物相容性、可降解性的天然及合成材料的复合物加以构建。制备小口径血管支架的首要条件是材料。若能解决上述生物材料在小口径血管支架制备和结构控制方面的问题，并阐明血管支架的结构与细胞之间的关系，则可弥补现有研究的不足，而且能解决目前小口径血管修复材料的生物相容性、抗血栓性、力学性能及诱导组织再生等方面的关键问题。

[1] GAUDIO C D， ERCOLANI E， GALLONI P， et al. Aspirin-loaded electrospun poly(ε-caprolactone) tubular scaffolds： Potential small-diameter vascular grafts for thrombosis prevention[J]. Journal of Materials Science Materials in Medicine， 2013， 24(2)： 523-532.

[2] 陈伟伟， 高润霖， 刘力生， 等. 中国心血管病报告2013概要[J]. 中国循环杂志， 2014， 29(7)： 487-489.

[3] ZHANG Ze， WANG Zhaoxu， LIU Shuqin， et al. Pore size， tissue ingrowth， and endothelialization of small-diameter microporous polyurethane vascular prostheses[J]. Biomaterials， 2004， 25(1)： 177-187.

[4] HOERSTRUP S P， ZÜND G， SODIAN R， et al. Tissue engineering of small caliber vascular grafts[J]. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery， 2001， 20(1)： 164-169.

[5] LEPIDI S， ABATANGELO G， VINDIGNI V， et al. In vivo regeneration of small-diameter (2 mm) arteries using a polymer scaffold[J]. the FASEB Journal： Official Publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology， 2006，20(1)： 103-105.

[6] KIM B S， MOONEY D J. Development of biocompatible synthetic extracellular matrices for tissue engineering[J]. Trends in Biotechnology， 1998，16(5)： 224-230.

[7] VAZ C M， TUIJL S V， BOUTEN C V C， et al. Design of scaffolds for blood vessel tissue engineering using a multi-layering electrospinning technique[J]. Acta Biomaterialia， 2005， 1(5)： 575-582.

[8] HAJIALI H， SHAHGASEMPOUR S， NAIMI-JAMAL M R， et al. Electrospun PGA/gelatin nanofibrous scaffolds and their potential application in vascular tissue engineering[J]. International Journal of Nanomedicine， 2011， 6： 2133-2141.

[9] WANG Zuyong， TEOH S H， JOHANA N B， et al. Enhancing mesenchymal stem cell response using uniaxially stretched poly(ε-caprolactone) film micropatterns for vascular tissue engineering application[J]. Journal of Materials Chemistry B， 2014， 2(35)： 5898-5909.

[10] FAROKHI M， MOTTAGHITALAB F， SHOKRGOZAR M A， et al. Bio-hybrid silk fibroin/calcium phosphate/PLGA nanocomposite scaffold to control the delivery of vascular endothelial growth factor[J]. Materials Science & Engineering C， 2014， 35： 401-410.

[11] KUWABARA F， NARITA Y， YAMAWAKI-OGATA A， et al. Long-term results of tissue-engineered small-caliber vascular grafts in a rat carotid arterial replacement model[J]. Journal of Artificial Organs， 2012， 15(4)： 399-405.

[12] ROH J D， NELSON G N， BRENNAN M P， et al. Small-diameter biodegradable scaffolds for functional vascular tissue engineering in the mouse model[J]. Biomaterials， 2008， 29(10)： 1454-1463.

[13] IWASAKI K， KOJIMA K， KODAMA S， et al. Bioengineered three-layered robust and elastic artery using hemodynamically-equivalent pulsatile bioreactor[J]. Circulation， 2008， 118(14)： S52-S57.

[14] WU Wei， ALLEN R A， WANG Yadong. Fast degrading elastomer enables rapid remodeling of a cell-free synthetic graft into a neo-artery[J]. Nature Medicine， 2012， 18(7)： 1148-1153.

[15] UCHIDA T， IKEDA S， OURA H， et al. Development of biodegradable scaffolds based on patient-specific arterial configuration[J]. Journal of Biotechnology， 2008， 133(2)： 213-218.

[16] WANG Chen， CEN Lian， YIN Shuo， et al. A small diameter elastic blood vessel wall prepared under pulsatile conditions from polyglycolic acid mesh and smooth muscle cells differentiated from adipose-derived stem cells[J]. Biomaterials， 2010， 31(4)： 621-630.

[17] SYEDAIN Z H， MEIER L A， BJORK J W， et al. Implantable arterial grafts from human fibroblasts and fibrin using a multi-graft pulsed flow-stretch bioreactor with noninvasive strength monitoring[J]. Biomaterials， 2011， 32(3)： 714-722.

[18] MARELLI B， ALESSANDRINO A， FARS， et al. Compliant electrospun silk fibroin tubes for small vessel bypass grafting[J]. Acta Biomaterialia， 2010， 6(10)： 4019-4026.

[19] MARELLI B， ACHILLI M， ALESSANDRINO A， et al. Collagen-reinforced electrospun silk fibroin tubular construct as small calibre vascular graft[J]. Macromolecular Bioscience， 2012， 12(11)： 1566-1574.

[20] ZAVAN B， VINDIGNI V， LEPIDI S， et al. Neoarteries grown in vivo using a tissue-engineered hyaluronan-based scaffold[J]. the FASEB Journal： Official Publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology， 2008， 22(8)： 2853-2861.

[21] MCKENNA K A， HINDS M T， SARAO R C， et al. Mechanical property characterization of electrospun recombinant human tropoelastin for vascular graft biomaterials[J]. Acta Biomaterialia， 2012， 8(1)： 225-233.

[22] MCCLURE M J， SELL S A， SIMPSON D G， et al. A three-layered electrospun matrix to mimic native arterial architecture using polycaprolactone， elastin， and collagen： A preliminary study[J]. Acta Biomaterialia， 2010， 6(7)： 2422-2433.

[23] WISE S G， BYROM M J， WATERHOUSE A， et al. A multilayered synthetic human elastin/polycaprolactone hybrid vascular graft with tailored mechanical properties[J]. Acta Biomaterialia， 2011， 7(1)： 295-303.

[24] YOKOTA T， ICHIKAWA H， MATSUMIYA G， et al. In situ tissue regeneration using a novel tissue-engineered， small-caliber vascular graft without cell seeding[J]. the Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery， 2008， 136(4)： 900-907.

[25] LEE S J ， LIU Jie， OH S H， et al. Development of a composite vascular scaffolding system that withstands physiological vascular conditions[J]. Biomaterials， 2008， 29(19)： 2891-2898.

[26] TILLMAN B W， YAZDANI S K， LEE S J， et al. The in vivo stability of electrospun polycaprolactone-collagen scaffolds in vascular reconstruction[J]. Biomaterials， 2009， 30(4)： 583-588.

[27] HE Wei， MA Zuwei， TEO W E， et al. Tubular nanofiber scaffolds for tissue engineered small‐diameter vascular grafts[J]. Journal of Biomedical Materials Research： Part A， 2009， 90(1)： 205-216.

[28] KOCH S， FLANAGAN T C， SACHWEH J S， et al. Fibrin-polylactide-based tissue-engineered vascular graft in the arterial circulation[J]. Biomaterials， 2010， 31(17)： 4731-4739.

[29] LV Weidong， ZHANG Ming， WU Zhongshi， et al. Decellularized and photooxidatively crosslinked bovine jugular veins as potential tissue engineering scaffolds[J]. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery， 2009， 8(3)： 301-305.

[30] ASSMANN A， DELFS C， MUNAKATA H， et al. Acceleration of autologous invivo recellularization of decellularized aortic conduits by fibronectin surface coating[J]. Biomaterials， 2013， 34(25)： 6015-6026.

[31] PITERINA A V， CALLANAN A， DAVIS L M， et al. Extracellular matrices as advanced scaffolds for vascular tissue engineering[J]. Bio-medical Materials and Engineering， 2009， 19(4-5)： 333-348.

[32] PELLEGATA A F， ASNAGHI M A， STEFANI I. Detergent-enzymatic decellularization of swine blood vessels： Insight on mechanical properties for vascular[J]. BioMed Research International， 2013， 2013： 918753.

[33] GUI Liqiong， MUTO A， CHAN S A， et al. Development of decellularized human umbilical arteries as small-diameter vascular grafts[J]. Tissue Engineering： Part A， 2009， 15(9)： 2665-2676.

[34] DAHL S L M， KYPSON A P， LAWSON J H， et al. Readily available tissue-engineered vascular grafts[J]. Science Translational Medicine， 2011， 3(68)： 68-76.

[35] SORRENTINO S， HALLER H. Tissue engineering of blood vessels： How to make a graft[M]. Springer Berlin Heidelberg： Tissue Engineering， 2011： 263-278.

[36] TEEBKEN O E， HAVERICH A. Tissue engineering of small diameter vascular grafts[J]. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery， 2002， 23(6)： 475-485.

[37] SHIN H， JO S， MIKOS A G. Biomimetic materials for tissue engineering[J]. Biomaterials， 2003， 24(24)： 4353-4364.

[38] KWON I K， KIDOAKI S， MATSUDA T. Electrospun nano-to microfiber fabrics made of biodegradable copolyesters： Structural characteristics， mechanical properties and cell adhesion potential[J]. Biomaterials， 2005， 26(18)： 3929-3939.

[39] MIN B M， JEONG L， NAM Y S， et al. Formation of silk fibroin matrices with different texture and its cellular response to normal human keratinocytes[J]. International Journal of Biological Macromolecules， 2004， 34(5)： 223-230.

Research progress of biomaterials for small-diameter vascular scaffolds

LiuGuiyang，ZhouYuan

Advanced Textile Technology and Engineering Center of Jiangsu， Jiangsu College of Engineering and Technology， Nantong 226006， China

The research progress of four kinds of biomaterials adopted for small-diameter vascular scaffolds was reviewed， including synthetic biomaterials， natural biomaterials， composite biomaterials and bioderived materials. Then the preparing technique of the vascular scaffolds was introduced briefly.

small-diameter blood vessel， vascular scaffold， tissue engineering， artificial blood vessel， biomaterial

*中国纺织工业联合会科技指导性项目(2015030)；江苏省高校“青蓝工程”资助项目；江苏省先进纺织工程技术中心项目(XJFZ/2015/15)；江苏工院自然科学研究基金项目(GYKY/2015/2)；江苏工院自然科学研究基金项目(GYKY/2016/10)

2016-10-12

刘桂阳，男，1980年生，讲师，主要研究方向为生物医用纺织品

TB383

A

1004-7093(2017)04-0001-07