树突状细胞与轮状病毒相互作用机制研究进展①

叶丽萍 胡静涛 王春凤

(吉林农业大学动物科学技术学院，长春130118)

树突状细胞与轮状病毒相互作用机制研究进展①

叶丽萍 胡静涛 王春凤

(吉林农业大学动物科学技术学院，长春130118)

轮状病毒(Rotavirus，RV)属于呼肠孤病毒科轮状病毒属成员，是引起婴幼儿和其他幼龄动物腹泻的主要病原之一，全世界每年约有400 000名儿童因感染此病毒而死亡[1]。RV感染已成为全球性的健康问题，各国研究人员对其感染的特点、免疫反应及疫苗开发做了大量的研究[2-4]。RV感染机体首先入侵肠道，以肠道黏膜免疫为主诱导机体免疫应答[5,6]，但其免疫机理目前尚未完全清楚，研究RV感染的黏膜免疫机制将对疫苗的开发和疾病的防治至关重要。黏膜免疫是连接固有免疫和获得性免疫的桥梁，其中树突状细胞(Dendritic cells,DCs)作为重要的抗原递呈细胞(Antigen presentation cells，APC)起着衔接固有免疫和获得性免疫的关键免疫分子作用[7,8]。本文就RV感染对DCs的影响及相互作用机制的研究做一综述。

1 与RV感染相关的DCs分类

RV感染机体主要入侵肠道上皮细胞而导致肠绒毛损伤，肠道DCs的表型各不相同，但多以CD11chighMHCⅡhighDCs为主[9]。根据胃肠道淋巴结、派氏集合淋巴结(Peyer′s patch，PP)等是否表达CD11b和CD8α，将DCs分为CD11c+CD11b+CD8α-、CD11c+CD11b-CD8α+、CD11c+CD11b-CD8α-及CD11c+CD11cintCD8α+B220+四个亚群[10]。肠道中CD103+DCs还可分为CD103+CD11b+和CD103+CD11b-两个亚群，CD103+CD11b+DCs具有分泌淋巴细胞并促进T细胞产生免疫应答作用[9]；而小肠黏膜固有层(Lamina propria，LP)中的CD103+DCs主要是CD11chiCD11bhiDCs亚群，能特异表达TLR5和诱导固有B细胞分化IgA+类浆细胞[11]。除此，Henri等[12]发现小鼠肠系膜淋巴结(Mesenteric lymph nodes，MLN)中存在CD11b+CD4+和CD4-CD8-DEC-205intDCs亚群。

2 RV感染与DCs相互作用机制

DCs对肠黏膜部入侵的病原体起到免疫识别、免疫应答和免疫调节作用，其数量和成熟状态直接影响肠道免疫应答能力。当肠道发生感染，源于多能造血干细胞的未成熟DCs(Immature DCs，IDCs)通过外周血液循环进入淋巴组织，摄取抗原发育为成熟DCs(Mature DCs，MDCs)并促进T、B淋巴细胞产生相应的免疫应答。RV与DCs相互作用是诱导还是抑制DCs成熟，DCs如何在抗RV感染中起着衔接固有免疫和获得性免疫关键分子作用，学者们做了大量研究。

2.1RV感染诱导/抑制DCs活化成熟 正常情况下绝大多数组织和器官内的DCs属于IDCs，起到免疫监视作用，低表达共刺激分子CD80、CD86、CD40和MHCⅡ。当病原体侵入机体，DCs被活化为MDCs抗原递呈能力增强，能够有效的将处理的抗原递呈给初始T细胞使之活化，从而启动免疫应答[13,14]。DCs成熟主要表现为共刺激分子的表达上调，趋化因子受体和细胞因子产生的变化，涉及到的信号通路包括NF-κB/IκBα、PI3K/Akt、MAPK/Erk/p38和MyD88/IRFs[14,15]。作者研究表明猪轮状病毒DN30209株能诱导小鼠BMDCs的成熟与活化，上调表达MHCⅡ和共刺激分子CD40、CD80、CD86，DCs的抗原递呈能力增强，通过TLR3/TRIF/NF-κB信号和TLR2/MyD88/NF-κB信号通路参与免疫应答。

RV感染促进DCs活化成熟还是导致细胞凋亡仍无定论。Narvaez等[16]研究认为RRV不诱导IDCs和MDCs凋亡，能诱导大约20%的IDCs成熟但不会改变MDCs的表型变化；互作用24 h后MDCs较IDCs表达更多的CD83和NSP4，表明RRV易感染MDCs。Istrate等[17]认为活的牛轮状病毒RF-81株(RFV)、RF 2/6-GFP-VLP和RF 8*2/6/7-VLP中RFV能上调共刺激分子CD86的表达，刺激骨髓树突细胞(Bone marrow-derived dendritic cells ，BMDCs)活化成熟，而且RFV能在BMDCs中表达病毒蛋白。Rodriguez等[18]的研究发现，RRV感染Caco-2细胞上清液刺激IDC 与单纯用RRV刺激IDC HLA-DR和CD86表达明显增加；单纯用RRV刺激IDCs可以提高CD83、HLA-DR、CD86的表达。Rosales-Martinez等[19]的研究则认为恒河猴轮状病毒(Rhesus monkey rotavirus，RRV)能活化新生儿脐带血(Umbilical cord blood,UCB)DCs，上调表达CD40、CD86和MHCⅡ，流式细胞术检测发现2% UCB DCs和28% PB DCs感染RRV。Mesa等[20]的研究认为mDC和pDC与RRV作用的初期即被感染，pDC能产生RV特异性记忆性T细胞参与免疫反应。

2.2RV感染的Toll样受体信号通路 Toll样受体(Toll-like receptors，TLRs)作为重要的病原体相关分子模式(Pathogen-associated molecular patterns， PAMP)，其信号通路在诱导DCs成熟及激活固有免疫应答过程中起着重要作用[21,22]。RV感染时单核细胞表达的TLRs可通过识别dsRNA激活NF-κB和干扰素途径，导致细胞因子及辅助刺激分子的释放，调节机体非特异性免疫应答[22]。Pott等[23]的研究认为RV感染后TLR3的表达量明显高于TLR2、TLR4、TLR6-9，且成年鼠Tlr3诱导的免疫反应能更有效地抑制RV复制。Rosales-Martinez等[19]研究认为RRV能上调表达UCB DCs中TLR3、TLR4，产生大量的下游细胞因子IL-6、IL-12/23p40、IL-10、TGF-β、TNF-α和IFN-β，诱导Th1类细胞反应参与免疫应答。除此RV感染还可能与TLR2、TLR7、TLR8和TLR9参与并诱导致病后的免疫应答有关[24,25]。

TLRs通过激活下游核转录因子(NF-κB)和干扰素调节因子3(IFR3)等诱导DCs分泌细胞因子和Ⅰ型干扰素，激活固有免疫应答[22,26]。NF-κB的活化可以诱导多种抗炎细胞因子的分泌，刺激初始型CD4+T和CD8+T淋巴细胞，所以RV通过改变策略抑制NF-κB活化以保证病毒的复制[22,26]。Casola等[27]认为RV感染能诱导IκB激酶β(IKK-β)大量活化从而减少NF-κB基因转录利于RV的复制[28]。在感染初期RV可短暂地阻断STAT1、STAT2和NF-κB的活化逃避宿主固有免疫反应，但一些细胞因子可启动Jak-STAT信号途径增强机体的抗RV能力[29]。与TLR2、TLR4、TLR7、TLR8属于MyD88依赖型信号途径不同，TLR3进行MyD88非依赖型/TRIF依赖型的TLRs/NF-κB信号转导，诱导NF-κB晚期活化[26]。

2.3RV感染的干扰素途径 病毒感染可通过AMP与模式识别受体(Pattern recognition receptors，PRRs)结合，通过TLRs和RLR通路而启动干扰素调控因子(Interferon regulatory factor， IRF)，进一步表达Ⅰ型IFNs(IFN-α和IFN-β)或Ⅱ型IFN(IFN-γ)参与抗病毒感染反应[29]。IFN信号转导通路主要通过启动JAK-STAT或PI3K、PKC、MAP激酶途径分泌大量细胞因子产生抗病毒作用。NSP1与磷脂酰肌醇激酶-3(PI3K)亚基P85相互作用进而活化抗细胞凋亡 PI3K/Akt通路，这一通路的活化有利于RV的复制[30,31]。Douagi等[32]的研究则认为RRV和UV-treated RV均能促进mDCs 活化和产生Ⅰ型IFN，RRV刺激mDCs上调表达CD40也依赖于Ⅰ型IFN信号途径，且Ⅰ型IFN的产生不经过TLR依赖信号途径。此外RV感染后NSP1通过蛋白激酶降解IRF3、IRF5和IRF7阻断Ⅰ型IFN转录，逃避宿主固有免疫反应[33,34]。恒河猴轮状病毒RRV和人轮状病毒Wa株通过抑制STAT1和STAT2的核聚集对抗天然免疫过程中Ⅰ型和Ⅱ型IFN作用[29]。Sen等[35]认为RV通过蛋白激酶R(PKP)依赖途径分泌IFN-β，细胞缺乏PKR会导致IFN-β分泌量减少，机体抗RV反应依赖线粒体抗病毒信号蛋白(MAVS/IPS-1)、维甲酸诱导基因IRIG-Ⅰ、黑色素瘤分化相关基因5(MDA-5)和IRF3的参与。

最近的研究表明包括IFN-λ1(IL-29)，IFN-λ2(IL-28A)和IFN-λ3(IL-28B)的Ⅲ型IFNs也在固有免疫反应中起着重要作用[36]。与IFN-αβ-R-/-型和野生型小鼠比较IFN-λ缺陷小鼠更易受到RV感染验证了上述观点，成年小鼠IFN-λ表达需要完整的Tlr3/Trif信号[34]。总之RV感染机体Ⅰ型IFNs(IFNα/β)和Ⅲ型IFN(IFN-λ)都起着重要的抗病毒作用，它们的作用大小取决于病毒株的自然状态、病毒复制部位、IFN-λ的协同效应、病毒复制持续的时间及宿主的年龄等因素[37]。

2.4RV感染介导T细胞、B细胞免疫反应 DCs根据来源不同分为主要表达CD11c+的髓细胞来源DCs(DC1)和CD123+的浆细胞来源DCs(DC2)。DC1成熟活化后分泌大量IL-12、IL-β、IL-2α、IL-6、IL-10等促炎性细胞因子，促使CD4+T细胞向Th1分化；而DC2活化后主要分泌IL-8促使CD4+T细胞向Th2分化[38,39]，CD4+T细胞及其分泌的相关细胞因子能有效防止RV的再次感染。Jiang等[39]检测婴幼儿急性RV感染IL-1β、IL-2、IL-4、IL-6、IL-10、IL-12、IFN-γ、TNF-α的变化情况，结果IL-6、IL-10和IFN-γ表达量明显增高，暗示RV自然感染时Th1和Th2类细胞因子都发挥作用且急性感染后期以IL-12和IFN-γ为主的Th1 类细胞反应为主[40]。Wang等[41]研究认为，Wa株RV感染细胞能诱导TLR4、TLR5、TLR7和TLR9基因活化并刺激下游IFN-α、IFN-β、TNF-α、IL-6、IL-8和IL-17细胞因子的表达，参与细胞免疫应答。Narvaez等[16]的研究认为RV感染DCs不诱导IDC和MDC死亡，促进IDC分泌IL-6，但IL-1β、 IL-8、 IL-10、 IL-12、TNF-α、IFN-β分泌较少；MDC分泌IL-6和少量的IL-10和IL-12p70。

B细胞在抗RV感染中也起着重要作用，RV感染小鼠的脾脏和骨髓中IgG和IgA表达B细胞利于RV的清除，急性感染期黏膜B细胞也参与免疫反应[42]。Fenaux等[40]研究发现，RRV感染小鼠MLN中可检测到大量感染的B细胞和DCs,且NSP4阳性细胞能表达pDCs 标志分子B220、mDCs 标志分子CD11c以及CD11b。Deal等[43]的研究认B细胞识别的Ⅰ型IFN对RV调节的B细胞活化至关重要，RV感染鼠小肠中pDCs和IFN-α/β参与B细胞活化，RV刺激的pDCs与αIFN-α共培养能明显增加CD69+B细胞的表达。Pane等[44]的研究则认为RRV感染后B细胞的活化需要CD11c+DC的参与，Ⅰ型IFN能直接增加DCs和B细胞向T细胞递呈抗原的能力。

3 展望

综上所述，DC通过摄取、处理、递呈病毒粒子并产生相应的免疫应答，参与机体的抗RV感染作用。但是，病原体会通过抑制DC成熟、改变体内DC数量、促进DC凋亡、阻止DC迁移等多种方式逃避机体的免疫识别。随着对RV感染免疫机制的不断深入研究，细胞免疫和体液免疫的研究取得了巨大进展，但对RV感染的天然免疫和肠道黏膜免疫研究相对较少。更加深入地研究RV感染与宿主细胞互作机制、RV感染对DC的影响将更全面的了解RV感染致肠炎的发病机理及抗RV感染天然免疫机制，对有效预防RV感染，促进抗RV疫苗的研发具有重要意义。

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[收稿2016-09-03 修回2016-11-05]

(编辑 许四平)

10.3969/j.issn.1000-484X.2017.06.030

①本文受国家“863”计划项目(2013AA102806)、国家自然科学基金项目(31272541, 31272552)和吉林省科技发展计划项目(20160519011)资助。

叶丽萍(1975年-)，女，硕士，高级实验师，主要从事动物微生态学与动物黏膜免疫方面的研究，E-mail: yeliping1114@163.com。

及指导教师：王春凤(1972年-)，女，博士，教授，主要从事动物微生态学与动物黏膜免疫方面的研究， E-mail: wangchunfeng@jlau.edu.cn。

S852.65+9.4

A

1000-484X(2017)06-0947-04