人副流感病毒3型包膜糖蛋白相互作用机制的研究进展

姜晶晶 王志玉

250012 济南，山东大学公共卫生学院病毒学研究室

人副流感病毒3型包膜糖蛋白相互作用机制的研究进展

姜晶晶 王志玉

250012 济南，山东大学公共卫生学院病毒学研究室

人副流感病毒(Human parainfluenza viruses，hPIVs)属于副粘病毒科的单股负链RNA病毒，也是引起呼吸道感染的主要病原体，其中hPIV3是引起六个月以下婴幼儿发生细支气管炎和肺炎的第二大病原体，仅次于呼吸道合胞病毒。本文主要介绍人副流感病毒3型的两种与毒力相关的表面糖蛋白、血凝素神经氨酸酶(HN)蛋白和融合蛋白(F)，根据国内外最新的研究进展，介绍其蛋白结构和生理学功能，尤其是在膜融合过程中HN与F的相互作用机制。

人副流感病毒(Human parainfluenza viruses，hPIVs)是副粘病毒科的一类有包膜的单股负链RNA病毒，可以感染人类及多种哺乳动物。根据遗传学和抗原性的不同，可将其主要分为4个血清型(hPIV-1、2、3、4)，其中hPIV4又分为AB两种血清亚型(4 A、4B)。虽然hPIVs各型病毒的主要结构相似，但所引发疾病的临床特点及流行病学特征各有不同[1]。与hPIVs的其他亚型相比，人副流感病毒3型(Human parainfluenza virus type 3，hPIV3)的感染率最高的，感染持续时间更长，其所致疾病的住院率也明显增高[2]。流行病学研究显示：hPIV3常年均可检出，但主要流行于夏、春两季，是引起六个月以下婴幼儿发生细支气管炎和肺炎的第二大病原体，仅次于呼吸道合胞病毒(RSV)[3]。迄今没有有效的疫苗和治疗药物，hPIV3疫苗被WHO列为未来重点研发的疫苗[4]。

hPIV3电镜下呈现出多形性，以球形为主，其病毒颗粒直径一般为150～180 nm，核衣壳呈螺旋对称性。hPIV3基因组约有15 000个核苷酸，编码6种结构蛋白，从3′端到5′端依次分别为核衣壳蛋白(NP)、磷蛋白(P)、基质蛋白(M)、融合蛋白(F)、血凝素-神经氨酸酶(HN)、大蛋白(L)[1]。HN蛋白和F蛋白镶嵌于脂质包膜上，在病毒入侵宿主细胞的过程中，HN蛋白结合受体后激活F蛋白发生不可逆的构象改变，拉近病毒包膜与宿主细胞膜的距离最终导致膜融合的发生[5]。

1 F蛋白

F蛋白属于I型病毒包膜糖蛋白(N端在胞外，C端在胞内)，从N端到C端分为头部区(Head)、躯干部(Stalk)、跨膜区(Transmembrane region，TM)、尾部区(Tail)。F蛋白首先以惰性前体蛋白F0存在，相对分子质量约为59×103，成熟的F0蛋白呈以二硫键连接的同源三聚体结构。其从侧面看表现为圆形、甜甜圈样(Donut-like appearance)，而从顶部看则为三角形[6]。起初的惰性前体蛋白F0并没有膜融合活性，需被宿主蛋白酶裂解成两个亚单位(F1和F2)后才具有融合活性。其中F1位于亚单位的C端，F2位于N端，两者通过二硫键连接[7]。在宿主细胞内负责切割F蛋白的酶主要有弗林(Furin)蛋白酶、成对碱性氨基酸切割酶4(PACE4)和激素原转换酶6(PC6)等[8]。

F1亚单位的N端有一段高度保守的疏水性区域，即融合肽(Fusion peptide，FP)，FP主要负责锚定在细胞膜上以启动膜融合过程。此外F三聚体的融合核心是由两个七肽重复序列HR1和HR2组成。HR1位于F1亚单位的N末端，与FP的C端相邻；相反HR2位于C末端，与跨膜区(TM)的N端相邻[9-10]。启动膜融合后，HR1和HR2会发生构象改变形成一个稳定的6卷曲螺旋束(Six helical bundle，6HB)。目前的研究表明HR1和HR2在膜融合启动前并未结合，而是在膜融合发生后借助两者之间强大的亲和力才形成了复合体。每一个HR均可以形成α螺旋结构，在HR2内每七个氨基酸就会出现一次亮氨酸或异亮氨酸，所以当 HR2 形成α螺旋以后， 保守的亮氨酸或异亮氨酸均排列在螺旋的同一侧形成亮氨酸拉链，在副粘病毒中亮氨酸拉链对膜融合活性有重要作用[11-12]。

2 HN蛋白

HN蛋白是一种Ⅱ型病毒包膜糖蛋白(N端在胞内，C端在胞外)，从N端到C端依次为胞质尾区(Cytoplamic tail，CT)、跨膜区(TM)、茎部区和头部区。有活性的HN蛋白以同源四聚体的形式存在，C末端的每个单体头部上有一个六片层β折叠结构域，每一个片层都由4个反向平行 β 链构成。单体结构分析颈部与β-1及β-2六片层的相互作用对四聚体的形成至关重要[13-14]HN蛋白四聚体颈部会呈现一个平行的四螺旋束状结构(Four-helix bound，4HB)，HN头部区与颈部4HB上端相互接触形成广泛的相互作用界面。HN蛋白头部区主要发挥受体结合活性及神经氨酸酶活性，颈部结构域不仅能在CT区和TM区的协助下稳定HN蛋白的四聚体结构，而且是激活F蛋白并与F蛋白发生特异性相互作用的关键区域[15-16]。

HN蛋白的主要功能包括：①受体识别活性：识别易感细胞表面的唾液酸并与之发生特异性结合；②发挥神经氨酸酶(NA)活性：增加病毒粒子对细胞的粘附，并在病毒出芽时切割宿主表面的唾液酸以破坏受体活性；③促进F蛋白的膜融合功能：通过识别同源性的F，使其进行一系列构象改变最终导致膜融合[13-14]。

3 HN和F相互作用机制

为了在感染过程中将遗传物质传递给靶细胞，包膜病毒利用其表面特殊的蛋白结合受体并促进其包膜和靶细胞膜的融合[17]。作为副粘病毒科的一种单股负链RNA病毒，人副流感病毒3型通常是利用其表面两种糖蛋白的相互作用来介导病毒的入侵：HN蛋白—特异性识别靶细胞膜表面的唾液酸受体，再利用其神经氨酸酶活性切割靶细胞膜表面的唾液酸，增强病毒粒子对靶细胞的粘附；另一种是F蛋白，F蛋白一旦被HN激活就能够介导病毒包膜与宿主细胞膜的融合，将病毒的遗传物质传递到宿主细胞内。当感受到合适的生化触发或是在某种情况下暴露于极端温度时，F蛋白就会从一种亚稳定的前融合状态转变成高度稳定的后融合状态，研究发现在F蛋白介导的膜融合中HN与特异性受体的结合对膜融合来说是必不可少的，且膜融合过程中HN和F的相互作用也是十分关键的[18]。

3.1两种膜融合模型当前研究表明，副粘病毒表面糖蛋白在膜融合激活和病毒入侵过程中相互作用的模式主要有两种：⑴夹钳模型(Clamp model)，HN-F的相互作用在受体没有结合的时候就发生了，在膜的表面HN与亚稳定的状态F蛋白“钳制”在一起，防止F蛋白过早地被激活。当HN蛋白结合受体后，两个蛋白分离，从而激活F蛋白发生构象改变，最终导致膜融合的发生；(2)破坏模型(Provocateur model)，只有在HN蛋白结合受体以后才会发生HN-F的相互作用，受体结合后HN蛋白自身构象发生改变，激活F蛋白，启动膜融合过程[19]。

3.2HN四聚体头部的两种构象为了更多地了解hPIV3包膜糖蛋白构象改变及在病毒表面的空间分配，更好地解释两个蛋白的相互作用关系。Gui等[6]利用负染色(Negative-stain)和冷沉淀电子断层成像(Cryo-electron tomography)技术对未结合受体的hPIV3病毒粒子成像，发现HN至少存在两种空间结构模型，第一种是HN四聚化排列，但缺乏与F蛋白的亲密接触，HN蛋白同源四聚体头部采取一种“头部下垂”(4-heads dowm)的构象。除此以外，他们还发现表面密度复杂的区域所含有的HN采用一种“头部抬举”(4-heads up)的形式，与前融合形式的F蛋白三聚体共存，这样的共存发生在HN与受体结合之前，支持了之前提到的夹钳模型[6]。

3.3新的膜融合模型hPIV3是一种重要的呼吸道病原体，之前的研究中就发现hPIV3 HN蛋白和F蛋白在膜融合激活之前就存在相互作用[20]。Gui等[6]猜想HN对维持F蛋白融合前状态有作用，受体的结合将HN转换成活性模式，以此触发并激活F。为了强调受体结合的重要性并阐明HN蛋白和F蛋白在融合过程中是如何相互作用的，在活细胞中使用双分子荧光互补(BiFC)技术，观察HN-F在最小扰动条件下的相互作用，进而研究了HN和F介导的膜融合事件在实际过程中发生的顺序。BiFC的结果结合其它关于病毒入侵的研究，Gui等[6]提出了一种关于副粘病毒HN和F如何介导膜融合的模型。在此模型中，HN-F的联系发生在受体结合之前且有助于F蛋白的稳定，阻止其过早引发激活。在活细胞中，HN与受体的结合使得HN-F复合物的合成聚集于融合位点，且一个假定的第二受体结合位点在hPIV3 HN的二聚体交界面形成，直接控制F蛋白激活和与F蛋白的相互作用。在F蛋白最初的激活过程之后，HN和F保持结合状态，HN在融合肽插入靶细胞以后依然作用于F。随着融合过程的发展，HN-F复合物会分离开。

3.4HN头部两种构象与F蛋白不同的相互作用方式电子断层成像技术提供了hPIV3 HN表面糖蛋白的组织方式。与实验数据比对来看，结构信息能够初步阐释与病毒入侵相关的糖蛋白相互作用的特点。许多观察到的表面特征可以用HN和F已知的晶体学结构来解释，目前可以确定HN四聚体头部的两种构象与F蛋白在细胞表面的分布及不同的相互作用模式[6]。

3.4.1 头部下垂的HN与F蛋白没有相互联系:在对未结合受体的hPIV3断层成像中观察到的一个显著特征是HN以两个二聚体形成的四聚体“头部下垂”的模型存在，并且 F与“头部下垂”的HN不会发生联系[6]。另外，在这种构象中，没有唾液酸受体结合位点被调整成面向靶细胞的方向，且HN四个头部中只有两个更靠近靶细胞，另两个被假定为与HN茎部相互作用且无法与靶细胞表面受体接触[16]。对其他的副粘病毒来说，有实验数据表明NDV上具有两个活性位点，I类位点同时表现出NA活性和受体结合活性，而位点II只表现出受体结合活性，这两种位点在X射线晶体结构中也被确证。并且发现NDV的I类位点结合受体后会导致II类位点的激活并能有效地促进膜融合[21]。Yuan等[16]认为，在与靶细胞表面唾液酸受体相互作用的过程中，HN头部区可能会通过头颈连接区类似“铰链”的功能调整方向以暴露其他的头部位点。对于hPIV3来说，Porotto等[22]发现了HN假定的第二个唾液酸结合位点能调节HN-HN的二聚化和hPIV3-HN对F蛋白的激活。目前Gui等[6]已经观察到在未结合受体的hPIV3病毒表面 “头部下垂”的HN不与F蛋白相互作用，HN头部只有处于抬举状态时才有可能与F发生关联。那么下一步实验或许应该探讨，“头部下垂”且尚未与F相互作用的HN分子是否可以顺利结合到靶细胞表面的唾液酸受体。

3.4.2 头部抬举的HN与前融合状态的F蛋白三聚体共存:在病毒表面呈现双层密度的区域，前融合状态的F蛋白三聚体上方存在许多高密度区域。推断这个密度区域可能是HN的单体或二聚体形成的[6]。与晶体结构的结果相比，前期低分辨率的负染色图像和密度分布的研究发现，该双层密度区域是由于在一些未结合受体的hPIV3粒子表面“头部抬举”的HN和F共同存在所导致的[23]。这些发现也支持了生化和BiFC的数据结果：“头部抬举”的HN和F在没有结合到受体时就存在相互联系，而且能让F稳定地处于前融合构象中，使其无法轻易被高温激活[24]。当前的研究中高分辨率的冷冻和负染色数据也提供了关于hPIV3表面HN和F关系的构象更多细节。但目前获得的数据并不能解释共存状态下HN和F相互作用的强弱或这种作用是否具有特异性，也不能说明两者只是简单地聚集在相同区域。

3.5HN的低聚化对膜融合活性的影响大量生化和病毒学数据支持了HN在激活F蛋白膜融合过程中的重要作用[17,24-26]。hPIV3及相关副粘病毒HN蛋白的茎部特定氨基酸被认为与F蛋白的激活有关[27]。尽管发现相关hPIV3 HN茎部氨基酸在延伸模型中可能会暴露并能与附近双层区的F蛋白分子相互作用，但是单靠头部抬举HN茎部的暴露并不能充分激活F。HN蛋白茎部区聚合形成四螺旋束结构(4HB)，对于HN结合受体并触发F来说是必要的。BiFC数据支持了这种观点， HN和F在受体结合前就形成了聚集簇[24-28]。之前认为，HN转换到能够激活F的模式是受体结合介导的，受体结合后HN单体才会聚集为功能性二聚体或四聚体，从而导致F的激活[24]。对于仙台病毒来说，有人观察到四聚唾液酸GQ1b神经节苷脂对融合的诱发远比二聚唾液酸GD1a充分[29]。同样，在麻疹病毒无头H蛋白的膜融合激活的研究中，在特异性茎部突变体存在时，头部可有可无：茎部需要形成4HB结构来引发F的充分激活[30]。尼帕病毒受体结合蛋白G在缺乏头部时能够激活F蛋白，说明头部结合受体不是必需的；然而只有一小部分的这样的蛋白在具有特异性茎部时就可以激活F，且似乎只有这些特异性茎部区能够避开结合受体的需要[31]。对于hPIV3来说，发现影响HN二聚化的突变体依然可以影响F蛋白的激活和膜融合的效率；单体间相互作用的减弱导致膜融合活性降低[24-28]。因此，HN的低聚化特性在调整hPIV3 F蛋白的激活中起作用，且与细胞表面受体相互作用后HN和F的聚集可能会提高HN的四聚化或茎部高阶螺旋束结构(4HB)的形成。前融合状态的F与头部向上的HN在未结合受体时就共存，暗示至少观察到的头部向上的HN无法通过自己来为激活F提供足够的刺激[24-28]。此外，就像细胞实验暗示的，受体结合可能为触发F提供必要的激活信号。

“破坏模型”认为，受体结合触发HN经历从头部向下到头部向上的转变，导致HN茎部一个能与F相互作用的区域暴露[17]。如果这种机制存在，头部向下的HN阵列可能需要在结合受体时被破坏，从而转变为头部向上的HN构象，这才能与F相互作用或使其激活[13]；然而Gui等[6]观察到头部抬举的HN与F在未结合到受体时就有相互联系，这与hPIV3纯粹的破坏模型不一致。但经历从头部向下到头部向上的转变后HN是否可以更高效的激活F，及 HN低聚化是否会影响其与受体的亲和力？尚需进一步研究加以明确。

3.6膜融合的后续步骤副流感病毒的膜融合在中性pH下就可以完成，早期的步骤包括：粘附蛋白(HN/H/G)与其相关的细胞表面的受体结合，触发HN发生结构重排，随后激活F蛋白广泛的构象变化，最终导致膜融合的发生。膜融合过程的后续步骤包括融合孔隙的形成和扩张。双层膜的融合不是自发的，只有消耗储存在亚稳定前融合状态下F蛋白三聚体中的能量，通过不可逆的构象改变后，副粘病毒才能侵入宿主细胞[31]。 此外，该过程甚至可能需要6个F蛋白进行同步构象改变形成前发夹中间体(PHI)才能克服膜融合的高能屏障[32]。

起初F蛋白以亚稳定状态的惰性前体蛋白F0存在时，HR1和HR2由于相距较远，亲和力不强，所以不能够发生相互作用引起构象的改变，而此时FP也隐藏在分子结构的内部。当膜融合启动后，F蛋白发生不可逆的构象改变，与HR1相邻的FP暴露到病毒包膜表面并嵌入到宿主细胞膜中。FP是以一定角度的倾斜方式插入到细胞膜中的，这种插入方式与平行或垂直插入到靶细胞膜的方式相比能更有效地破坏脂质双分子层的稳定性，提高膜融合效率[9-10]。膜融合启动后，HR1和HR2发生构象改变，3分子HR1和和反向平行的3分子HR2形成一个稳定的6HB。位于螺旋的外侧的3分子的HR2紧紧缠绕着位于螺旋中心的3分子的HR1。此六螺旋结构在大多数包膜病毒的膜融合过程中均可观察到，该构象能进一步拉近F蛋白与细胞膜的距离，最终导致膜融合的发生[33]。

F蛋白跨膜区(TM)是形成融合小孔所必需的[34]。融合小孔起初形成时空隙只有1～2 nm，这对于病毒RNA来说实在太小无法通过，随后由胞质尾区(CT)来调节融合小孔的扩张[35-36]。对于PIV5来说，其肌动蛋白能够阻止孔隙的扩张，这说明细胞骨架可能是影响孔隙扩张的主要障碍[37]。然而目前对细胞孔隙扩张的相关研究较少，但细胞内蛋白质，例如RSV和HeV的Rho GTP酶，已显示能影响合胞体形成[38-39]。F蛋白的CT端或这些病毒蛋白不明功能的区域与细胞内蛋白的相互作用，一定程度上会使细胞骨架重排，随后导致融合小孔的扩张，最终实现病毒侵入宿主细胞及合胞体的形成[40-41]。

4 展望

hPIV3作为呼吸道感染的主要病原体，目前并没有针对hPIV3的有效药物，在发病早期阶段使用利巴韦林、干扰素和蛋白酶抑制剂等会有一定疗效。各类疫苗也在处于研发阶段，近年来取得了重要进展。然而对人体安全有效的疫苗仍未问世，其主要障碍是对病毒和靶细胞的融合机制尚未明确，所以加深对hPIV3入侵宿主机制的理解是研发疫苗和药物的重要环节。

目前国内外对hPIV3与靶细胞的融合机制及两种包膜糖蛋白在融合过程中主要的构象变化及相互作用模型也做出了几种假设，但目前尚未得出被公众认同的结论，各种猜想需要得到进一步实验验证。

针对hPIV3感染宿主的机制研究为抗病毒药物和疫苗的研发提供了主要的理论基础，以后应该加强对HN和F在促进膜融合过程中相互作用的理解，这两种蛋白含有有效中和抗原表位，将HN和F作为主要靶蛋白更有助于亚单位疫苗的研发。

[1] Henrickson KJ. Parainfluenza Viruses [J]. Clin Microbiol Rev，2003，16(2): 242-264.doi:10.1128/cmr.16.2.242-264.2003.

[2] Ren L，Gonzalez R，Xie Z，et al. Human parainfluenza virus type 4 infection in Chinese children with lower respiratory tract infections: a comparison study [J]. J Clin Virol， 2011，51(3): 209-212.doi:10.1016/j.jcv.2011.05.001.

[3] Xiao NG，Duan ZJ，Xie ZP， et al. Human parainfluenza virus types 1-4 in hospitalized children with acute lower respiratory infections in China [J]. J Med Virol，2016， 88(12): 2085-2091.doi:10.1002/jmv.24580.

[4] Englund JA，Karron RA，Cunningham CK，et al. Safety and infectivity of two doses of live-attenuated recombinant cold-passaged human parainfluenza type 3 virus vaccine rHPIV3cp45 in HPIV3-seronegative young children [J]. Vaccine，2013，31(48): 5706-5712.doi:10.1016/j.vaccine.2013.09.046.

[5] Aguilar HC，Henderson BA，Zamora JL，et al. Paramyxovirus Glycoproteins and the Membrane Fusion Process [J]. Curr Clin Microbiol Rep，2016，3(3): 142-154.doi:10.1007/s40588-016-0040-8.

[6] Gui L，Jurgens EM，Ebner JL，et al. Electron tomography imaging of surface glycoproteins on human parainfluenza virus 3: association of receptor binding and fusion proteins before receptor engagement [J]. MBio， 2015，6(1): e02393-02314.doi:10.1128/mBio.02393-14.

[7] Yin HS，Wen X，Paterson RG，et al. Structure of the parainfluenza virus 5 F protein in its metastable，prefusion conformation [J]. Nature，2006， 439(7072): 38-44.doi:10.1038/nature04322.

[8] Ghosh JK，Ovadia M，Shai Y. A leucine zipper motif in the ectodomain of Sendai virus fusion protein assembles in solution and in membranes and specifically binds biologically-active peptides and the virus [J]. Biochemistry，1997，36(49): 15451-15462.doi:10.1021/bi971152i.

[9] Xu Y，Lou Z，Liu Y，et al. Crystallization and preliminary crystallographic analysis of the fusion core from two new zoonotic paramyxoviruses，Nipah virus and Hendra virus [J]. Acta Crystallogr D Biol crystallogr，2004，60(Pt6): 1161-1164.doi:10.1107/s0907444904009515.

[10] Matthews JM，Young TF，Tucker SP，et al.The core of the respiratory syncytial virus fusion protein is a trimeric coiled coil [J]. J Virol，2000，74(13): 5911-5920.doi: 10.1128/JVI.74.13.

[11] Lou Z，Xu Y，Xiang K，et al. Crystal structures of Nipah and Hendra virus fusion core proteins [J]. FEBS J，2006，273(19): 4538-4547.doi:10.1111/j.1742-4658.2006.05459.x.

[12] Xu Y，Gao S，Cole DK，et al. Basis for fusion inhibition by peptides: analysis of the heptad repeat regions of the fusion proteins from Nipah and Hendra viruses，newly emergent zoonotic paramyxoviruses [J]. Biochem Biophys Res Commun，2004，315(3): 664-670.doi:10.1016/j.bbrc.2004.01.115.

[13] Welch BD，Yuan P，Bose S，et al. Structure of the parainfluenza virus 5 (PIV5) hemagglutinin-neuraminidase (HN) ectodomain [J]. PLoS Pathog, 2013，9(8): e1003534.doi:10.1371/journal.ppat.1003534.

[14] Lawrence MC，Borg NA，Streltsov VA，et al. Structure of the haemagglutinin-neuraminidase from human parainfluenza virus type III [J]. J Mol Biol，2004，335(5): 1343-1357.doi: 10.1016/j.jmb.2003.11.032.

[15] Adu-Gyamfi E，Kim LS，Jardetzky TS，et al. Flexibility of the Head-Stalk Linker Domain of Paramyxovirus HN Glycoprotein Is Essential for Triggering Virus Fusion [J]. J Virol，2016，90(20): 9172-9181.doi:10.1128/JVI.01187-16.

[16] Yuan P, Swanson KA, Leser GP，et al. Structure of the Newcastle disease virus hemagglutinin-neuraminidase (HN) ectodomain reveals a four-helix bundle stalk [J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2011，108(36):14920-14925.doi: 10.1073/pnas.1111691108.

[17] Jardetzky TS，Lamb RA. Activation of paramyxovirus membrane fusion and virus entry [J]. Curr Opin Virol，2014，5(1):24-33.doi:10.1016/j.coviro.2014.01.005.

[18] Palermo LM，Porotto M，Yokoyama CC，et al. Human parainfluenza virus infection of the airway epithelium: viral hemagglutinin-neuraminidase regulates fusion protein activation and modulates infectivity [J]. J Virol，2009，83(13): 6900-6908.doi:10.1128/JVI.00475-09.

[19] Bose S，Jardetzky TS，Lamb RA. Timing is everything: Fine-tuned molecular machines orchestrate paramyxovirus entry [J]. Virology，2015， 479(2):518-531.doi:10.1016/j.virol.2015.02.037.

[20] Porotto M，Devito I，Palmer SG，et al. Spring-loaded model revisited: paramyxovirus fusion requires engagement of a receptor binding protein beyond initial triggering of the fusion protein [J]. J Virol，2011，85(24): 12867-12880.doi:10.1128/JVI.05873-11.

[21] Porotto M，Fornabaio M，Greengard O，et al. Paramyxovirus receptor-binding molecules: engagement of one site on the hemagglutinin-neuraminidase protein modulates activity at the second site [J]. J Virol，2006，80(3): 1204-1213.doi:10.1128/JVI.80.3.

[22] Porotto M，Murrell M，Greengard O，et al. Triggering of Human Parainfluenza Virus 3 Fusion Protein (F) by the Hemagglutinin-Neuraminidase (HN) Protein: an HN Mutation Diminishes the Rate of F Activation and Fusion [J]. J Virol，2003，77(6): 3647-3654.doi:10.1128/jvi.77.6.3647-3654.2003.

[23] Porotto M，Salah ZW，Gui L，et al. Regulation of paramyxovirus fusion activation: the hemagglutinin-neuraminidase protein stabilizes the fusion protein in a pretriggered state [J]. J Virol， 2012，86(23): 12838-12848.doi:10.1128/JVI.01965-12.

[24] Porotto M，Palmer SG，Palermo LM，et al. Mechanism of fusion triggering by human parainfluenza virus type III: communication between viral glycoproteins during entry [J]. J Biol Chem，2012，287(1): 778-793.doi:10.1074/jbc.M111.298059.

[25] Plattet P，Plemper RK. Envelope protein dynamics in paramyxovirus entry [J]. MBio，2013， 4(4):e00413-13: 10.1128/mBio.00413-13.

[26] Farzan SF，Palermo LM，Yokoyama CC，et al. Premature activation of the paramyxovirus fusion protein before target cell attachment with corruption of the viral fusion machinery [J]. J Biol Chem，2011，286(44): 37945-37954.doi:10. 1074/jbc. M111. 256248.

[27] Bose S，Welch BD，Kors CA，et al. Structure and mutagenesis of the parainfluenza virus 5 hemagglutinin-neuraminidase stalk domain reveals a four-helix bundle and the role of the stalk in fusion promotion [J]. J Virol，2011，85(24): 12855-12866.doi:10.1128/JVI.06350-11.

[28] Xu R，Palmer SG，Porotto M，et al. Interaction between the hemagglutinin-neuraminidase and fusion glycoproteins of human parainfluenza virus type III regulates viral growth in vivo [J]. MBio， 2013，4(5): e00803-00813.doi:10.1128/mBio.00803-13.

[29] Markwell MA，Svennerholm L，Paulson JC，et al. Specific gangliosides function as host cell receptors for Sendai virus [J] Proc Natl Acad Sci USA，1981，78(9):5406-10.

[30] Brindley MA，Suter R，Schestak I，et al. A stabilized headless measles virus attachment protein stalk efficiently triggers membrane fusion [J]. J Virol，2013，87(21): 11693-11703.doi:10.1128/JVI.01945-13.

[31] Vigant F，Lee J，Hollmann A，et al. A mechanistic paradigm for broad-spectrum antivirals that target virus-cell fusion [J]. PLoS Pathogens，2013，9(4):e1003297.doi:10.1371/journal. ppat. 1003297.

[32] Dutch RE，Joshi SB，Lamb RA，et al. Membrane fusion promoted by increasing surface densities of the paramyxovirus F and HN proteins: comparison of fusion reactions mediated by simian virus 5 F, human parainfluenza virus type 3 F, and influenza virus HA [J]. J Virol，1998，72(10):7745-53.

[33] Yu M，Wang E，Liu Y，et al. Six-helix bundle assembly and characterization of heptad repeat regions from the F protein of Newcastle disease virus [J]. J Gen Virol，2002， 83(Pt 3): 623-629.doi:10.1099/0022-1317-83-3-623.

[34] Bagai S，Lamb RA. Truncation of the COOH-terminal region of the paramyxovirus SV5 fusion protein leads to hemifusion but not complete fusion [J]. J Cell Biol.，1996，135(1):73-84.doi:10.1083/jcb.135.1.73

[35] Hernandez LD，Hoffman LR，Wolfsberg TG，et al. Virus-cell and cell-cell fusion [J]. Annu Rev Cell Dev Biol，1996， 12(1):627-661.doi:10.1146/annurev.cellbio.12.1.627.

[36] Seth S，Vincent A，Compans RW,et al.Mutations in the Cytoplasmic Domain of a Paramyxovirus Fusion Glycoprotein Rescue Syncytium Formation and Eliminate the Hemagglutinin-Neuraminidase Protein Requirement for Membrane Fusion [J]. J Virol, 2003,77(1):167-78. doi: 10.1128/JVI.77.1.167-178.2003.

[37] Wurth MA，Schowalter RM，Smith EC，et al. The actin cytoskeleton inhibits pore expansion during PIV5 fusion protein-promoted cell-cell fusion [J]. Virology，2010，404(1): 117-126.doi:10.1016/j.virol.2010.04.024.

[38] Gower TL，Peeples ME，Collins PL，et al. RhoA is activated during respiratory syncytial virus infection [J]. Virology，2001，283(2): 188-196.doi:10.1006/viro.2001.0891.

[39] Schowalter RM，Wurth MA，Aguilar HC，et al. Rho GTPase activity modulates paramyxovirus fusion protein-mediated cell-cell fusion [J]. Virology，2006，350(2): 323-334.doi:10.1016/j.virol.2006.01.033.

[40] Taylor MP，Koyuncu OO，Enquist LW. Subversion of the actin cytoskeleton during viral infection [J]. Nat Rev Microbiol，2011，9(6): 427-439.doi:10.1038/nrmicro2574.

[41] Kallewaard NL，Bowen AL，Crowe JE，Jr. Cooperativity of actin and microtubule elements during replication of respiratory syncytial virus [J]. Virology，2005，331(1): 73-81.doi:10.1016/j.virol.2004.10.010.

2017-08-07)

(本文编辑：唐浏英)

Researchprogressininteractionmechanismofenvelopedglycoproteinsofhumanparainfluenzavirustype3

JiangJingjing,WangZhiyu

DepartmentofVirology，SchoolofPublicHealth，ShandongUniversity，Jinan250012，China

WangZhiyu，Email:zhiyu.wang@sdu.edu.cn

Human parainfluenza viruses (hPIVs)，a series of single-stranded RNA viruses of Paramyxoviridae，are the main pathogen of respiratory tract infection. hPIV3 is the main cause of lower respiratory tract infection leading to bronchiolitis and pneumonias in young children under the age of six months，and it is the second major pathogen only next to respiratory syncytial virus (RSV). In this paper，we mainly discuss two kinds of virulence-related surface glycoprotein of hPIV3: hemagglutinin-neuraminidase (HN) protein and fusion protein (F) by briefly introducing the protein structure and physiological functions of HN and F. According to the latest research progress，we focus on the models which have been postulated to explain how F and HN work in concert to bring about membrane fusion.

Parainfluenza virus；HN protein；F protein；Interaction mechanism；Membrane fusion

王志玉，Email：zhiyu.wang@sdu.edu.cn

10.3760/cma.j.issn.1003-9279.2017.05.020

副流感病毒；血凝素神经氨酸酶蛋白；融合蛋白；作用机制；膜融合

国家自然科学基金(81672011)

FundprogramsNational Natural Science Foundation of China (81672011)