运动预处理影响线粒体形态变化以及相关因子表达干预力竭运动后大鼠额叶细胞凋亡

王璐 邓文骞 袁琼嘉 李雪

成都体育学院（成都 610041）

运动预处理影响线粒体形态变化以及相关因子表达干预力竭运动后大鼠额叶细胞凋亡

王璐 邓文骞 袁琼嘉 李雪

成都体育学院（成都 610041）

目的：从线粒体形态结构变化以及检测相关调控因子的表达，探讨运动预处理干预力竭运动后大鼠额叶损伤的可能机制。方法：36只雄性SD大鼠随机分为对照组（C组，n=12）、力竭运动组（EE组，n= 12）、运动预处理组（EP组，n=12）。EP组进行持续4周的无负重60 min/day游泳训练后，EE组和EP组进行无负重一次性力竭游泳运动。运动结束后24 h，采用灌注取材和直接断头取材。用HE染色和透射电镜观察额叶神经元及神经元线粒体的形态结构；用TUNEL法检测细胞凋亡指数（AI），分析各组大鼠额叶神经元凋亡情况；用Real-Time PCR和Western blotting检测线粒体分裂和融合相关因子——Drp1和Mfn2 mRNA和蛋白表达水平。结果：一次性力竭运动引起了大鼠额叶神经元及神经元线粒体形态结构的异常。TUNEL法检测发现EE组大鼠大脑额叶神经元AI较EP组显著增加（P<0.05）。一次性力竭运动引起了Drp1和Mfn2 mRNA转录和蛋白的高表达，其中，EP组大鼠大脑额叶Mfn2表达强度较EE组显著升高（P<0.05），EP组大鼠大脑额叶Drp1表达强度较EE组显著下降（P<0.05）。结论：Drp1的表达水平与力竭运动后额叶细胞凋亡程度密切相关，而Mfn2的表达增加能够减轻力竭运动引起的脑细胞凋亡水平。4周的游泳训练运动预处理，能够相对减少Drp1表达而上调Mfn2基因表达，影响大鼠额叶线粒体的形态结构变化，增强脑对运动性缺血缺氧的耐受力，减轻一次性力竭运动造成的大鼠额叶缺血缺氧性损伤。

运动预处理；额叶；线粒体；力竭运动；Drp1；Mfn2

脑作为机体中对低氧或缺氧非常敏感的器官，其耗氧量占机体总耗氧量的23%，当发生低氧或缺氧时，往往对脑造成比较严重的损伤，特别是在社会老龄化进程中，提高脑对缺血缺氧的耐受力，维持脑的正常功能，对于提高生存质量具有非常重要的意义[1]。运动作为一种刺激可引起机体血氧的重新分配，不同负荷强度的运动均会引起一定程度的脑缺血缺氧。大量研究表明，适宜的运动可以对机体产生良好的影响，增进健康[2-4]；而不适宜的运动则对机体产生不良的影响，甚至造成机体的损伤，如：力竭运动造成大鼠大脑发生缺血缺氧性损伤[5，6]，然而运动产生的这种“双刃剑”效果的机制目前尚未十分明了。因此，研究运动性缺氧或运动预处理对脑缺血缺氧损伤的应答机制具有十分重要的意义，也成为了运动医学和预防医学关注的热点。

线粒体（Mitochondrion，MT）是细胞内非常重要的细胞器，近期研究表明，线粒体也是一种高度动态变化的细胞器，线粒体的形态、数量和质量，在细胞不同的生命时相、生理过程和环境条件下，具有高度可塑性，各种生理刺激都会引起线粒体的自噬[7]、分裂与融合[8-11]等。运动医学界研究表明，无论是短时间运动还是长期运动，均会通过调节肌细胞线粒体分裂融合基因的转录，对肌细胞内线粒体的分裂融合产生影响，提高能量代谢耦联效率，为适应骨骼肌对能量的需求作出应答。脑，作为对能量变化以及缺氧低氧极其敏感的器官，在运动中会受到能量代谢短缺以及缺血缺氧的双重影响。适宜的运动锻炼提高脑能量代谢水平，使其产生运动性缺血缺氧耐受力；而力竭性运动则会影响脑的供能，甚至导致缺血缺氧性脑损伤。线粒体作为脑细胞主要耗氧和供能的细胞器，当经历不同强度的运动时，线粒体的形态会发生什么样的变化？尤其是运动的积极效应能否对运动的消极效应产生干预？干预的机制如何？是否也涉及脑线粒体融合分裂的变化？目前少见报道。

本实验建立运动预处理模型，通过观察大鼠额叶线粒体形态结构变化，检测相关因子——Drp1和Mfn1的表达情况，探讨运动预处理对力竭运动引起大鼠额叶缺血缺氧损伤的干预作用，为科学运动健脑提供实验室数据。

1 材料与方法

1.1实验动物及分组

6周龄的SPF级雄性SD大鼠36只，体重225± 20 g。大鼠购于：成都市达硕实验动物有限公司。实验动物生产许可证号：SCXK（川）2013-24。使用许可证号：SCXK（川）2013-34，动物批号：20130624。国家标准啮齿类动物，实验室常规饲料，环境温度22℃左右，相对湿度50%～70%。将大鼠随机分组，分为空白对照组（Control Group，C组），力竭运动组（Exhaustive Exercise Group，EE组）和运动预处理组（Exercise Preconditioning Group，EP组），各组大鼠均为12只。

1.2造模

C组：常规饲养；EE组：前3天进行无负重10 min适应性游泳，随后和C组一样常规饲养，4周后，进行无负重一次性力竭游泳；EP组：前3天进行无负重10 min适应性游泳，从第4天开始进行无负重游泳训练，每天白天游泳训练60 min，每周游泳训练6 d，休息1 d，持续4周，最后一次游泳训练结束24 h后，进行无负重一次性力竭游泳，游泳运动至力竭。力竭标准[12]：（1）大鼠沉入水中，超过10 s无法返回水面透气；（2）大鼠在水中运动时，动作协调性消失，无方向性地乱窜，水下时间虽未达到10 s，亦判断为力竭。

1.3取材

根据后期实验方法的不同要求，分别采用断头处死取材和灌注取材两种取材方法。断头处死取材：EE组和EP组的大鼠分别于力竭游泳后24 h，各组随机选取5只大鼠进行断头处死，处死后迅速破坏其头盖骨取出大脑组织，剥离出额叶部分，随即放入液氮中冷冻保存，备用。灌注取材：EE组和EP组剩余的大鼠分别于力竭游泳后24 h，按2.3 ml/kg体重腹腔注射刚配制的2%的戊巴比妥钠，进行麻醉。麻醉成功后，各组随机选取4只大鼠进行4%多聚甲醛灌注，3只进行2.5%戊二醛灌注。灌注成功后，用断头铡将头取下，自枕骨大孔两侧沿耳朵稍后上方各剪一刀，翻起颅骨，将大脑轻轻取下，剥离出大脑额叶分别放入装有4%多聚甲醛固定液和2.5%戊二醛固定液的小瓶中浸泡固定，4℃冰箱贮存，备用。C组大鼠不进行游泳运动，按以上方法提前一天取材。

1.4HE染色方法

取出4%多聚甲醛固定大鼠额叶标本，常规石蜡包埋，蜡块置4℃冰箱中备用。从4℃冰箱中取出蜡块，制成4 μm的额状切片，每个额叶标本取3张切片，二甲苯脱蜡，梯度酒精脱水，苏木素染色，冲洗，伊红染色，梯度酒精脱水，二甲苯透明，封片，以备观察。

1.5TUNEL法检测方法

从4℃冰箱中取出蜡块，制成4 μm额状切片，每个额叶标本取4张切片，参照Jiamay公司说明书进行实验。脱蜡去水；用Proteinase K工作液处理标本；封闭液中室温封闭10 min；加100 μL TdT酶反应液避光，放入37℃孵箱60 min；用SSC终止反应；用0.3%H2O2/ PBS封闭内源性过氧化物酶活性；加100 μL Streptavidin-HRP工作液避光，放入37℃孵箱60 min；加90 μlDAB显色液显色；不复染，脱水，中性树胶封片，显微镜下观察计数，拍照。

TUNEL法结果判断方法：整个细胞核被标记为黄褐色的细胞，或者是胞浆中整个凋亡小体被标记为黄褐色的细胞，则可视为凋亡细胞。选取每张切片5-10个视野，在400倍镜下，计数每个视野的100个细胞中，凋亡细胞和凋亡小体数目，取其平均值作为凋亡指数（apoptosis index，AI）。

1.6透射电镜检测方法

取出2.5%戊二醛固定大鼠额叶标本，将制备好的标本电镜切片用，醋酸铀及枸橼酸铅双重染色，然后用透射电镜进行观察、拍片。

1.7Real-Time PCR检测方法

取部分液氮保存额叶组织，按60～100 mg/mlTrizol剂量加入Trizol提取总RNA。采用紫外分光光度计测定RNA含量、纯度；采用Thermo Scientific RevertAid First Strand cDNA Synthesis Kit逆转录试剂盒进行逆转录得到cDNA；采用Thermo Scientific SYBR-Green PCR mix进行Real-Time PCR。引物序列：Drp1（扩增长度222bp）上游：5′-gtgggaagagctcagtgctggaaa gc-3′，下游：5′-cttgtcgaatttcat caaaatctgtgtaaag-3′；Mfn2（扩增长度135 bp）上游：5′-gatgtcaccacggagctgga-3′，下游：5′-aga gacgctcactcactttg-3′；β-actin（扩增长度200bp）上游：5′-cacccgcgagtacaaccttc-3′，下游：5′-cccataccc accatcacacc-3′。待PCR扩增结束后，观察溶解曲线是否为单一峰，以确定PCR扩增产物的特异性；查看Drp1、Mfn2和β-actin标准曲线的扩增效率E是否接近1。用Bio-Rad CFX Manager system自动处理分析出数据，采用2－△△CT（Livak）方法进行数据处理，根据CT值，计算Drp1、Mfn2基因的相对表达量。

1.8Western blotting检测方法

取部分液氮保存的额叶组织，80 μl的裂解液（1 ml RIPA裂解液+10 μl PMSF溶液）中（蛋白裂解液购自北京百泰克生物试剂公司），加入4 mg组织样本，混合后加到玻璃匀浆管中充分匀浆至组织块完全碎裂，再用超声破膜，大约10 s，然后静止于冰上40 min，使其充分裂解。放入到4℃低温离心机中14000 rcf离心5 min，取上清，分装于EP管中，－80℃保存，待用。

采用碧云天BCA蛋白定量试剂盒定量检测各标本总蛋白浓度和胞浆蛋白浓度。各标本取20 μg总蛋白加入上样缓冲液后于热板上煮10 min，随后进行SDS-PAGE电泳，电泳后转至PVDF膜，X线胶片曝光进行免疫印记信号检测。Western blotting所用抗体：鼠单克隆一抗（英国Abcam公司），山羊抗大鼠l gG/辣根酶（英国Abcam公司）。电泳结果采用Quantity One图像分析软件进行定量分析。

1.9统计学分析

实验数据均用SPSS13.0进行统计学分析。实验结果的数据均以“平均值±标准差”的形式进行表示，用T检验组间差异。统计学分析差异性，用P<0.01表示非常显著性差异，用P<0.05表示显著性差异。

2 结果

2.1HE染色结果

各组大鼠额叶HE染色切片在光镜下观察结果：C组：100倍镜下观察，额叶神经元排列整齐有序，细胞间质致密、匀称（见图1），400倍镜下观察，额叶神经元细胞形态规则，细胞核清晰可辨，细胞质均匀（见图2）；EE组和EP组：100倍镜下观察，额叶神经元排列紊乱，多数细胞出现染色加深，细胞间质疏松，甚至出现空泡（见图1），400倍镜下观察，额叶神经元细胞染色加深，细胞核无法辨认。见图2。

图1　各组大鼠额叶HE染色结果（×10）

图2　各组大鼠额叶HE染色结果（×40）

2.2TUNEL法结果

2.2.1TUNEL法染色结果

在400倍光镜下观察各组大鼠额叶TUNEL法切片：与C组相比较，可见EE组和EP组的额叶中多数神经元胞核和胞浆中凋亡小体被标记呈黄褐色，而C组几乎没有。见图3。

图3　各组大鼠额叶TUNEL法染色结果（×40）

2.2.2细胞凋亡指数（AI）检测结果

与C组比较：EE组和EP组大鼠额叶的AI非常显著性上调（P<0.01，P<0.01）；EP组较EE组大鼠额叶的AI显著性下降，差异具有统计学意义（P<0.05）。见表1、图4。

表1　各组大鼠额叶细胞AI比较（±s）

表1　各组大鼠额叶细胞AI比较（±s）

注：▲：P<0.01，与C组比较；★：P<0.05，与EE组比较。

?

图4　各组大鼠额叶细胞AI比较

2.3大鼠额叶超微结构

通过透射电镜对大鼠额叶进行观察，发现C组大鼠额叶的神经元形态正常，细胞核大且圆；细胞质均匀，细胞内细胞器较丰富，可见线粒体、核糖体、内质网等多种细胞器；线粒体形态结构正常，如图中箭头所指（详见图5）。力竭运动后24 h，发现EE组和EP组大鼠额叶的神经元形态和细胞核出现不规则，细胞核染色质凝集、边缘化；部分线粒体形态结构正常，部分线粒体肿胀变形明显，嵴结构模糊或断裂，甚至产生空泡状，线粒体的完整性遭到损伤，如图中箭头所指。见图5。

图5　各组大鼠额叶神经元和线粒体透射电子显微镜结果

2.4Drp1和Mfn2 mRNA转录Real-time PCR检测结果

与C组比较：EE组和EP组大鼠额叶的Drp1和Mfn2 mRNA转录水平非常显著性上调（P<0.01，P<0. 01，P<0.01，P<0.01）；EP组较EE组大鼠额叶的Drp1mRNA转录水平下降，差异具有统计学意义（P<0.05）；EP组较EE组大鼠额叶的Mfn2 mRNA转录水平上升，差异具有统计学意义（P<0.05）。见表2、图6。

表2　各组大鼠额叶Drp1和Mfn2mRNA转录水平比较（±s）

表2　各组大鼠额叶Drp1和Mfn2mRNA转录水平比较（±s）

注：▲：P<0.01，与C组比较；★：P<0.05，与EE组比较。

?

图6　各组大鼠额叶Drp1和Mfn2 mRNA转录水平比较

2.5Drp1和Mfn2蛋白表达Western blotting检测结果

与C组比较：EE组和EP组大鼠额叶的Drp1和Mfn2蛋白表达水平非常显著性上调（P<0.01，P<0.01，P<0.01，P<0.01）；EP组较EE组大鼠额叶的Drp1蛋白表达水平下调，差异具有统计学意义（P<0.05）；EP组较EE组大鼠额叶的Mfn2蛋白表达水平上调，差异具有统计学意义（P<0.05）。见图7、8。

图7　各组大鼠额叶Drp1和Mfn2蛋白的表达

图8　各组大鼠额叶Drp1和Mfn2蛋白表达量比较

3 讨论

运动医学界研究表明，运动存在“双刃剑”效果，适宜的运动增进健康，预防疾病的发生发展，延年益寿；而过度剧烈运动或力竭运动，则会引起机体不适，甚至造成机体的损伤。前期研究表明，4周60 min/day的运动预处理存在着类似于缺血预处理和低氧预处理的作用，能有效增强大鼠中枢神经系统对运动性缺血缺氧的耐受力，减少一次性力竭运动引起的大鼠大脑皮质和海马细胞凋亡的发生，减轻对神经系统造成伤害[5，6]，然而其中的机制尚未阐明。

近期研究发现线粒体是具有高度动态变化的细胞器，当受到外界刺激，易出现超微结构上的异常改变[13]。研究表明在急性低氧和运动性缺氧条件下，电镜观察发现细胞的染色质凝集、边缘化，线粒体肿胀变形，嵴结构模糊，线粒体的完整性遭到损伤，电子传递链上的电子漏增加[14，15]；在低氧的环境下或者是运动造成运动性缺氧都会损伤大鼠大脑神经元，甚至影响线粒体的超微结构，造成线粒体电子传递链结构的不完整，从而使线粒体的呼吸功能下降，导致能量代谢障碍。本研究中同样观察发现，一次性力竭运动引起了EE组和EP组大鼠额叶的神经元形态异常，线粒体肿胀变形明显，嵴结构模糊或断裂，甚至产生空泡状。研究表明，线粒体形态结构的变化深刻影响其功能，线粒体形态结构是其功能可见的外在表现形式，本实验中一次性力竭运动破坏了线粒体形态结构的完整性，势必会影响线粒体的功能，从而造成额叶神经元的功能障碍。

线粒体的形态变化受控于保守的蛋白装置[16，17]，分别为作用于线粒体外膜融合的Mfn1/2，和作用于线粒体内膜融合的OPA1；触发线粒体分裂的Fis1和Drp1。近期研究表明，调节线粒体形态变化的因子在不同运动方式和运动强度中做出不同的应答反应。Cartoni等[18]发现，一次中等强度运动可增加人体骨骼肌线粒体融合基因的转录及其蛋白表达水平。长期有氧训练可以提高骨骼肌线粒体的氧化磷酸化能力，以及促进调控线粒体形态变化的Mfn2和Drp1的表达[19]。漆正堂等[20]研究表明，大强度间歇性运动可能通过调控Mfn2、Drp1 mRNA与蛋白表达水平，影响骨骼肌线粒体的融合与分裂；而长时间低强度耐力运动，可能通过调控Mfn1 mRNA发挥类似作用。Ding等[21]研究发现，运动诱导骨骼肌线粒体融合与分裂mRNA水平变化，以提高线粒体能量代谢耦联效率，为能够适应机体对能量需求作出快速应答，使线粒体呼吸链的电子传递能力始终能够满足氧化磷酸化耦联合成ATP的要求。也有研究表明：低氧复合运动能够增加骨骼肌线粒体的数量、体积，提高线粒体的网格化程度，从而通过增加骨骼肌的有氧代谢能力[22]。本研究发现，一次性力竭运动上调Drp1和Mfn2的表达，使线粒体分裂融合增加，以满足运动中机体对能量的需求和对运动性低氧的适应；然而EE组中Drp1表达极度上调，打破了线粒体分裂融合的平衡，使线粒体分裂融合平衡紊乱，反而使线粒体形态结构异常，导致其功能障碍。研究表明Drp1对细胞凋亡的有调控作用，在凋亡刺激下线粒体总是从网格结构转变为分散状[23]。线粒体的分裂是在细胞凋亡过程中不断发生的事件[24]。也有研究认为细胞凋亡是分裂事件引发的下游事件[25]。推测，一次性力竭运动引起额叶细胞凋亡的发生，可能是通过核基因上调Drp1的表达所引起的。

而在对运动预处理组相关基因的检测发现，4周60 min/day的游泳训练通过相对上调Mfn2的表达，有效抑制了细胞凋亡的发生。推测运动预处理诱导了Mfn2表达的增加，一方面是线粒体网格化程度增加，加强了线粒体与线粒体之间的交流，提高线粒体能量代谢效率，有利于能量和信息在不同线粒体中传递，线粒体内容物及mtDNA交换互补[26]。另一方面，研究表明Mfns的高表达有利于抑制细胞凋亡的发生[27]。

4 总结

运动通过调节额叶线粒体形态变化相关因子——Drp1和Mfn2 mRNA和蛋白表达，促使线粒体分裂融合改变，影响线粒体的形态结构，对运动性缺血缺氧做出应答；Drp1的表达水平与力竭运动后脑细胞凋亡程度密切相关，而Mfn2的表达增加能够减轻力竭运动引起的脑细胞凋亡水平。4周的游泳训练运动预处理，能够相对减少Drp1表达而上调Mfn2基因表达，影响大鼠额叶线粒体的形态结构和功能，增强了脑对运动性缺血缺氧的耐受力，减轻了一次性力竭运动造成的大鼠额叶缺血缺氧性损伤。

[1]Witt，KA Mark KS，Hom S，et al.Effects of hypoxia-reoxygenation on rat blood-brain barrier permeability and tight junctional protein expression.Am J Physiol Heart Circ Physiol，2003，285（6）：H2820-2831.

[2]Bota DA，Van Remmen H，Davies KJ.Modulation of Lon protease activity and aconitase turnover during aging and oxidative stress.FEBS Lett，2002，532（1-2）：103-106.

[3]LeeCK，Klopp RG，Weindruch R，et al.Gene expression profile of aging and its retardation by caloric restriction. Science，1999，285（5432）：1390-1393.

[4]Kotiadis VN，Duchen MR，Osellame LD.Mitochondrial quality control and communications with the nucleus are important in maintaining mitochondrial function and cell health.Biochim Biophys Acta，2014，1840（4）：1254-1265.

[5]王璐，袁琼嘉.运动预处理对力竭运动诱导的大鼠海马细胞凋亡的影响.体育科学，2009，29（3）：52-57.

[6]王璐，邓文骞，袁琼嘉.运动预处理对力竭运动诱导的大鼠大脑皮质细胞凋亡的影响.中国运动医学杂志，2012，31（7）：602-606，622.

[7]Lemasters JJ.Selective mitochondrial autophagy，or mi-tophagy，as a targeted defense against oxidative stress，mito-chondrial dysfunction，and aging.Rejuvenation Res，2005 Spring;8（1）：3-5.

[8]Zhan M，Brooks C，Liu F，et al.Mitochondrialdynamics：regu-latory mechanisms and emerging role in renal pathophysiology.Kidney Int，2013，83（4）：568-581.

[9]Detmer SA，Chan DC.Functions and dysfunctions of mito-chondrial dynamics.Nat Rev Mol Cell Biol，2007，8（11）：870-879.

[10]Hoppins S，Lackner L，Nunnari J.The machines that divide and fuse mitochondria.Annu Rev Biochem，2007，76：751-780.

[11]Seo AY，Joseph AM，Dutta D，et al.New insights into the role of mitochondria in aging：mitochondrial dynamics and more.J Cell Sci，2010，123（15）：2533-2542.

[12]Kirino T.Ischemic tolerance.Cereb Blood Flow Metab，002，2（1）：1283-1296.

[13]De Palma C，Morisi F，Pambianco S，et.al.Deficient nitric oxide signalling impairs skeletal muscle growth and performance：involvement of mitochondrial dysregulation. Biochem.Skelet Muscle，2014，4：22.

[14]吴伟奋，陈春美，苏德炎，等.不同运动强度影响大鼠脑缺血后神经功能修复机制的研究.中国医药导报，2013，10（10）：19-22.

[15]李海英，苗卫国，马静芬，等.线粒体自噬在运动预适应抗急性低压低氧大鼠脑海马损伤中的作用.中国运动医学杂志，2014，33（6）：524-529.

[16]Benard G，Karbowski M.Mitochondrial fusion and division：regulation and role in cell viability.Semin Cell Dev Biol，2009，20（3）：365-374.

[17]Jiang HK，Wang YH，Sun L，et al.Aerobic interval training attenuates mitochondrial dysfunction in rats post-myocardial infarction：roles of mitochondrial network dynamics.Int J Mol Sci，2014，15（4）：5304-5322.

[18]Cartoni R，Leger B，Hock MB，etal.Mitofusins1/2 and ERRalpha expression are increased in human skeletal muscle after physical exercise.J Physiol，2005，567（Pt1）：349-358.

[19]Garnier A，Fortin D，Zoll J，et al.Coordinated changes in mitochondrial function and biogenesis in healthy and diseased human skeletal muscle.FASEB J，2005，19（1）：43-52.

[20]漆正堂，郭维，张媛，等.不同运动方式对大鼠骨骼肌线粒体融合分裂基因及Mfn2、Drp1蛋白表达的影响.中国运动医学杂志，2011，30（2）：143-148.

[21]Ding H，Jiang N，Liu H，et al.Response of mitochondrial fusion and fission protein gene expression to exercise in rat skeletal muscle.Biochim Biophys Acta，2010，1800（3）：250-256.

[22]Powers SK，Jackson MJ.Exercise-induced oxidative stress：Cellular mechanisms and impact on muscle force production. Physiol Rev，2008，88（4）：1243-1276.

[23]Frank S，Gaume B，Bergmann-Leitner ES，et.al.The role of dynamin-related protein 1，a mediator of mitochondrial fission，inapoptosis.Dev Cell，2001，1（4）：515-525.

[24]Westrate LM，Drocco JA，Martin KR，et.al.Mitochondrial morphological features are associated with fission and fusion events.PLoS One,2014，9（4）：e95265：1-15.

[25]Seo AY，Joseph AM，Dutta D，et.al.New insights into the role of mitochondria in aging：mitochondrial dynamics and more.J Cell Sci，2010，123（15）：2533-2542.

[26]Gilad Twig，Orian S.The Interplay Between Mitochondrial Dynamics and Mitophagy.Antioxid Redox Signal，2011，14（10）：1939-1951.

[27]Otera H，Mihara K.Mitochondrial dynamics：functional link with apoptosis.Int J Cell Biol，2012：821676：1-10.

Exercise Preconditioning Ameliorates the Cell Apoptosis in Lobus Frontalis of Rats after Acute Exhaustive Exercise

Wang Lu，Deng Wenqian，Yuan Qiongjia，Li Xue Chengdu Sports University，Sichuan，China 610041 Corresponding Author：Deng Wen Qian，Email：deng_wen_qian@163.com

Objectives To explore the effect of exercise preconditioning on the acute exhaustive exerciseinduced ischemia anoxic injury in lobus frontalis of rats.Methods 36 male SD rats were randomly and equally divided into sedentary control group（C），exhaustive exercise group（EE）and exercise preconditioning group（EP）.Rats in group EP carried out 4-week swimming，60 min per day.Thereafter，rats in groups EP and EE underwent an acute exhaustive swimming.The morphological structure and mitochondria of neurons in lobus frontalis were observed through HE staining and transmission electron microscopy，and the apoptosis index（AI），mRNA and protein level of Drp1 and Mfn2 were detected by TUNEL method，real time RT-PCR and Western blot respectively.Results The neurons in lobus frontalis and their mitochondria became irregular after exhaustive exercise.There was a significant reduction of AI in group EP as compared with group EE（P<0.05）. The transcription and protein expression of Drp1 and Mfn2 increased significantly in both groups EE and EP after exhaustive exercise.Whereas，the transcription and protein expression of Drp1 decreased（P<0.05），andthe transcription and protein expression of Mfn2 increased（P<0.05）in group EP as compared with EE group. Conclusion 4-week exercise preconditioning enhances the tolerance ability of rats against toward the exhaustive exercise-induced ischemic injury in lobus frontalis by decreasing the expression of Drp1 and increasing the expression of Mfn2.

exercise preconditioning，lobus frontalis，mitochondria，exhaustive exercise，Drp1，Mfn2

2016.01.07

四川省教育厅基金资助项目（16ZA0317）；国家自然科学基金资助项目（81301195）；国家体育总局项目（2014B014）；四川省教育厅青年基金资助项目（14ZB0262）；成都体育学院青年科研基金（15YJQN07）；国家体育总局运动医学重点实验室暨运动医学四川省重点实验室资助基金（2015CTYY008）

邓文骞，Email：deng_wen_qian@163.com