辣木组织培养技术研究进展

郭梦桥，程薪宇，徐海军，王晓飞

（黑龙江省科学院大庆分院，黑龙江大庆163319）

辣木组织培养技术研究进展

郭梦桥，程薪宇，徐海军，王晓飞

（黑龙江省科学院大庆分院，黑龙江大庆163319）

从外植体、消毒方法、培养基、生长调节剂等方面，综述了国内在辣木组织培养技术上的研究进展。在此基础上针对一些问题进行探讨，旨在为辣木的研究和推广应用提供参考。

辣木；组织培养；研究进展

辣木（Moringa oleifera Lam.）又称鼓槌树，系辣木科（Moringaceae）辣木属（MoringaAdans.）多年生乔木，原产于印度北部的喜马拉雅区域［1，2］，全世界共13个种［3］，现广泛种植于亚洲、非洲和美洲的30多个热带、亚热带国家及地区［4，5］。辣木因其丰富的矿物质、维生素、蛋白质、多糖、辣木素、活性酶类等成分，具有消炎、抑菌、抗氧化、抗癌、降血糖、降胆固醇等功效［6-8］，被誉为“神奇之树”，日益受到关注，市场需求越来越大。但辣木种子随着贮藏时间延长萌发率迅速下降［9］，且在短期内难以获得大量苗木。针对这一问题，我国科研工作者在辣木组织培养技术方面做了大量的研究工作，通过组织培养建立植株再生体系，以解决辣木种苗供应，同时还保持了亲本的优良性状。本文就辣木在组织培养方面取得的研究成果作以综述，回顾和分析近十几年来辣木组织培养方面的主要研究进展，就辣木组织培养过程中外植体的选择、外植体的消毒方法、培养基的选择、生长素的含量及配比等关键因素进行探讨，为辣木的研究及推广应用提供参考。

1 外植体

外植体是影响辣木组织培养成功与否的关键因素之一。辣木的腋芽、茎段、叶片、无菌苗均可以作为外植体诱导形成愈伤组织。新梢、嫩枝相比于树龄大的茎段，消毒容易且更易成活［10］。尤其以辣木主枝嫩芽为外植体诱导愈伤组织并分化再生植株，5周即可获得一定量的试管苗［11］。成年的芽器官萌发启动快，不经过愈伤组织即可获得大量丛生芽，也是外植体的较佳选择［12］。而叶片和侧芽虽然也可诱导形成愈伤组织，但诱导形成的愈伤组织不易分化成芽［11，13，14］。而辣木主枝嫩芽的不同部位作为外植体时，诱导的效果差异显著，研究表明嫩芽诱导效果是中部（顶端下3～4节腋芽）＞下端（顶端下5～7节腋芽）＞上端（顶端下1～2节腋芽），采用主枝嫩芽中部茎段为外植体进行不定芽诱导，诱导率高且不定芽粗壮，是辣木不定芽诱导的最佳外植体［15］。此外，因胚不易污染且具有极幼嫩的分生组织细胞，所以种胚获得的试管苗是离体快繁的重要外植体来源［10］，无菌苗上胚轴和下胚轴均可作为外植体［16-22］。尤其以近种子部位的茎及根基段诱导效果最佳，可在1个月左右获得完整植株，大大缩短了培育周期［14］。

2 消毒方法

在辣木组织培养中，外植体消毒是必不可少的关键性步骤，消毒试剂和消毒时间因所选取的外植体而异。

2.1 种子的消毒方法

对辣木种子进行消毒时，部分学者提倡不剥壳处理，认为与种皮包裹对辣木种子起到一定的保护作用，辣木种子不剥壳消毒时，成活率较高［18］。另有研究表明，剥壳处理更有利于对辣木种子消毒，可降低污染率，提高发芽率［20］。消毒剂多采用酒精、升汞、NaClO溶液、H2O2等，通常两种或多种消毒剂配合使用。对不剥壳的辣木种子进行消毒时，采用70%酒精（30s）+0.1%升汞（8min），其成活率达73.3%［18］。采用15%H2O2（6～8 h）+0.1%升汞（25min）发芽率可达78.2%［16］。有学者提出升汞消毒对辣木种子造成一定的伤害，降低种子存活率，可替换为NaClO溶液，采用75%酒精（30s）+1% NaClO溶液（15min）消毒效果更佳［22］。对脱壳的辣木种子进行消毒时，75%酒精与0.1%HgCl2溶液配合使用为最常用的消毒方法［14，21］。此外，双氧水浸种（6～8h）+ 0.1%升汞（25～40 min）也可以达到消毒的效果［17］。84消毒液预处理+HgCl2消毒效果最佳，污染率仅10%［20］。

2.2 其他外植体的消毒方法

以辣木腋芽、茎段为外植体进行消毒时，需先经过过氧乙酸［15］、NaClO［23］或中性洗涤剂［24］预处理后，再于超净工作台上采用75%乙醇和0.1g/L HgCl2进行消毒。其中75%乙醇利用渗透压吸收细菌的水分，杀死外植体表面细菌。而HgCl2中含有的重金属离子可使含有巯基、氨基、二巯基、羟基等的酶受到损伤甚至失去活性，达到消毒的效果，但消毒时间过长将对外植体造成伤害，导致外植体失活。所以消毒试剂的浓度和时间是影响消毒效果和外植体成活率的关键因素。大量的研究表明，75%乙醇和0.1g/L HgCl2配合使用进行消毒时，75%乙醇的最佳消毒时间30～60s［11，15，23，25］，低于10s则达不到消毒的效果。0.1g/L HgCl2的消毒时间为10～15min最佳［11，15］，超过20min时外植体的活性大大降低。

3 培养基和生长调节剂

以辣木种子作为外植体诱导生成无菌苗过程中，通常将消毒后的辣木种子接种在MS［14，16-19，21］、1/2MS［22］或MC［20］培养基中。以无菌苗或茎段嫩梢为外植体进行组织培养时，通常以MS为基本培养基，添加一种或多种生长素。其中6-BA是一种最常用的细胞分裂素，单独使用6-BA浓度在0.4～2.0mg/L，可成功诱导丛生芽［20，21，23］。同时配合不同浓度的NAA或者KT对外植体芽的诱导效果更佳［14，16-19，21，24，26］。BA与NAA共同使用也可成功诱导愈伤组织并促进芽增殖［12，13］，有研究表明，MS中加入6-BA和马铃薯水汁诱导辣木不定芽时，诱导率可达83%［15］。生根培养基多以1/2MS为基本培养基，加入一种或多种生长素，最常用的是生长素是NAA和IBA，单独使用IBA0.01～0.5mg/L［13，16-18］或NAA0.2～1.0mg/L［14，26］均可促进不定根生长。两种生长素不同浓度配合使用，诱导效果更佳，生根率可达90%以上［11，12，23］，最高可达100%［19］。也可同时加入多种生长素，于1/2MS中同时加入NAA、IBA、AC［20］或香蕉水汁［15］时，可提高辣木生根率。

在辣木组织培养过程中，不加任何激素时，愈伤组织诱导率较低，分化出的芽长势较纤细。随着加入生长素浓度上升，愈伤组织诱导率增加，同时不定芽增殖也有增加的趋势，但过高生长素浓度反而会抑制芽的增殖和生长。

4 小结与展望

在辣木增殖分化培养过程中，常出现玻璃化苗和褐变现象，影响辣木的快繁，研究表明，适当提高光照强度，改善封口的通气性，有助于减少玻璃化现象［27］，而通过暗培养可以很好地解决辣木外殖体氧化褐变的现象，外殖体在全暗培养15d后转入光培养，解决褐变现象的同时，还可促进腋芽萌动生长［12］。此外，在组培过程中还易出现黄化落叶、顶端干枯、落叶萎蔫，基部长出白色膨松愈伤组织，不定芽细弱等现象，通过在培养基中添加不同天然提取物（马铃薯水汁、香蕉水汁等）［15］，或者更改基本培养基中Ca2+，PO4+的比例均可缓解上述现象［11］。

组织培养技术作为辣木繁殖技术的主要手段，在生产实践中占有重要的地位。我国在辣木组织培养方面的研究工作开展时间较短，目前尚处于初步研究和探索阶段，研究的重点主要集中在辣木组培苗分化、生长、生根的主要因素方面的研究，对于离体培养技术如细胞悬浮培养、原生质体培养、突变体筛选、体细胞胚的诱导、遗传转化等方面的研究还未见报道，仍需我国科研工作者进一步的研究。

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表6 填充料的湿热老化性能Tab.6Heat aging property of the epoxy syntactic foam

3 结论

低密度室温固化填充料具有良好室温及加温固化性能，具有优异的耐环境老化性能。室温固化3d或50℃固化3h后，即具有95%以上的强度，经各种环境老化、各种介质浸泡7d后的质量增加均小于1%，强度保持率大于95%。

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A review of tissue culture techniques ofMoringa oleiferaLam

GUOMeng-qiao，CHENGXin-yu，XUHai-jun，WANGXiao-fei
（DaqingBranch ofHeilongjiangAcademyofSciences，Daqing163319，China）

In this paper，a reviewof tissue culture techniques ofMoringa oleiferaLam was made in the aspects of explant，disinfection method，medium and growth regulator.The problems of tissue culture techniques have been discussed.The purpose of this paper is topromote the development ofMoringa oleiferaLam.

Moringa oleifera；Tissue culture techniques；Review

S792.99

A

1674-8646（2016）13-0010-03

2016-05-24

黑龙江省科学院青年创新基金

郭梦桥（1987-），女（蒙古族），黑龙江哈尔滨人，研究实习员，硕士，主要从事植物学相关实验研究。

王晓飞（1983-），女，黑龙江哈尔滨人，研究实习员，硕士，主要从事土壤及植物营养方向研究，e-mail：wangxiaofei.012345@163.com。