植物茎尖分生组织分化调控机制研究进展

陆维超, 赵建国, 张　莉, 金　飚

(扬州大学 园艺与植物保护学院, 江苏扬州 225009)

植物茎尖分生组织分化调控机制研究进展

陆维超, 赵建国, 张莉, 金飚*

(扬州大学 园艺与植物保护学院, 江苏扬州 225009)

摘要:茎尖分生组织是位于植物顶端具有持续分化能力的组织，通过细胞分裂、分化产生茎、叶和花等器官，形成植株地上部分。茎尖分生组织在分化过程中受外界环境因素、内源激素水平和分子调控等影响，表现出明显变化。该文综合国内外近年来有关茎尖分生组织分化调控的研究进展，从茎尖分生组织的形态结构和环境影响因素，以及激素调控和分子调控等方面，对茎尖分生组织分化活动的研究进行综述，并对目前研究现状存在问题及未来研究方向进行了分析和展望。

关键词:茎尖分生组织；分化；形态结构；环境因素；激素；分子调控

高等植物的生长发育是由分生组织不断分裂、分化所成。植株在早期胚形成后，上下顶端生长点开始有了保持分生能力的细胞群，称之为顶端分生组织，随着种胚萌发生长，形成地上茎尖分生组织(shootapicalmeristem,SAM)和地下根尖分生组织(rootapicalmeristem,RAM)。其中，茎尖分生组织分化为初生分生组织，并逐渐形成植物地上部分如茎、叶和花等[1-3]。在此分化过程中，茎尖分生组织在形态结构、生理生化、内源激素含量以及分子水平上发生诸多变化，这些变化显示了茎尖分生组织在不同发育过程的阶段性特征，常作为研究茎尖分生组织发育规律的重要指标。

近年来，随着显微解剖技术、高通量测序技术以及生物信息学的迅猛发展，茎尖分生组织发育分化及其影响因素等方面研究有了不少新发现。由于茎尖分生组织分化形成植物地上部分，这是农作物以及林木地上生物量来源的基础，因此，研究植物茎尖分生组织的发育分化规律，不仅是植物生长发育的基础问题，对农林植物产出也具有重要实际意义。本文通过对茎尖分生组织分化过程中形态结构变化、环境影响因素、内源激素变化以及分子调控机制等方面进行阐述，并对该领域目前研究进展、存在问题和未来研究方向进行讨论和展望。

1茎尖分生组织的形态结构

植物茎尖分生组织一般为半球形穹顶状结构、具有持续或周期性分裂能力的细胞群，下端有叶原基和腋芽原基，有的还有芽鳞原基。目前，关于茎尖分生组织的形态结构主要有两种学说。一种是细胞组织分区学说，即根据细胞质密度和细胞分裂率可将茎尖分生组织分为周缘分生组织区(peripheralzone,PZ)、中央母细胞区(centralzone,CZ)和肋状分生组织区(ribzone,RZ)[4-5](图1，a)。中央母细胞区细胞体积较大，高度液泡化且分裂缓慢；周缘分生组织区细胞围绕中央母细胞区而生，体积较小，胞质致密且分裂十分迅速，并能分化出为叶和花等器官提供前体细胞的侧生器官；肋状分生组织位于组织中心下方，主要分化为茎干组织。此外，作为干细胞源泉的中央母细胞区，分化过程中不断补充周缘分生组织区和肋状分生组织区，并始终保持中央母细胞区的完整性。研究证实，细胞组织分区学说在大部分种子植物中均适用。另一种是原套-原体学说，该学说认为茎尖分生组织是由细胞的同源独立层组成[6-7]。原套位于茎尖表面，由1层或数层排列整齐的细胞组成，原套细胞进行垂周分裂，扩大分生组织表面积；原体是原套内侧的一团不规则排列的细胞，可沿着各种方向进行分裂，增大体积。原套-原体结构是被子植物所特有，裸子植物并无此类结构，这也是被子植物和裸子植物的重要区别之一[8]。

被子植物中单子叶植物的茎尖分生组织只有表皮细胞与原体这两层，而大多数双子叶植物则由外表皮细胞层(L1)、亚表皮细胞层(L2)和原体(L3)组成(图1，b)。进一步研究表明，周缘分生组织区、中央母细胞区和侧生器官都含有来自这3个同源独立层的细胞，这意味着茎尖分化过程中需要不同细胞层之间的配合协作。如外表皮细胞层和原体在产生叶原基的过程中，相互适应生长，共同参与叶原基的分化[9]。

胚胎发育过程中，茎尖分生组织的起源问题一直成为研究的热点。关于起源时期的研究表明，原体-原套模型作为茎尖分生组织形成的重要标志，在拟南芥(Arabidopsis thaliana)子叶形成前并不明显，然而其他物种在子叶形成前，顶端分生组织细胞却有明显呈带状排列的现象出现，这表明不同物种茎尖分生组织起源时期并不相同，相关问题仍有待研究[10-11]。关于茎尖分生组织起源位置，目前普遍认为，双子叶植物茎尖分生组织形成于两片子叶中部，而单子叶植物茎尖分生组织形成于子叶基部[10]。此外，茎尖分生组织在形态上的重要特性是能保持相对稳定的大小。如树龄700年花楸(Sorbus pohuashanensis)茎尖分生组织大小与同源幼龄树苗相同[12]，这表明茎尖分生组织在生命周期中具有高度的稳定性，能够根据各功能区的相对位置决定分裂、分化还是维持不变，从而保持大小稳定性。

2环境因子对茎尖分生组织分化的影响

首先，光是影响茎尖分生组织分化活性的重要环境因素，它不仅是高等植物光合作用的能量来源，同时也是生长发育的重要信号。植物生长过程中，茎尖分生组织的分化活性会随光周期、光强和光照质量的变化而变化[13-15]。大多数多年生植物的休眠都受到光周期的影响。短日照能够诱导茎尖分生组织停止活动，进入休眠状态。而长日照则能激活分生组织的分化活性，使茎尖重新进入活跃生长期。譬如短日照能够诱导桦树(Betula pubescens)茎尖分生组织进入休眠状态，随后给予长日照处理则能使分生组织恢复活动[16]。此外，作为光照强度指标之一的光量子通量密度(photosyntheticphotonfluxdensity,PPFD)也会显著影响不同种蔷薇(RosaL.)茎尖的分化活性，茎尖分生组织的分化活性会随光量子通量密度的升高而增强，且茎尖分生组织的分化活性会被较低光量子通量密度激活[17]。在黑暗处理中，虽然蔷薇茎尖分生组织分化活性被完全抑制，但拟南芥、番茄(Solanum lycopersicum)和毛白杨(Populus tomentosa)等模式植物的茎尖分生组织仍保持一定分化活性，说明不同物种的植物对光照强度的需求有所不同[17]。

a.细胞组织分区学说: PZ.周缘分生组织区; CZ.中央母细胞区; RZ.肋状分生组织区; b. 原套-原体学说: L1.外表皮细胞层; L2.亚表皮细胞层; L3.原体图1　茎尖分生组织的结构(改自文献[7])a. Cellular compartment theory: PZ. The peripheral zone; CZ. The central zone; RZ. The rib zone; b. Tunica-corpus theory: L1. The epidermal layer; L2. The subepidermal layer; L3. The corpusFig. 1　Histology of the shoot apical meristem (SAM) (modified from Ref. [7])

其次，除了光周期因素，温度在茎尖组织分化过程中也起着至关重要的作用[18-20]。对于大多数北温带木本植物而言，一些蔷薇科植物，如苹果(Malus domestica)和梨(Pyrus communis)等，在短日照处理下并未出现茎尖分生组织分化停滞和休眠现象；然而当温度低于12 ℃时，分生组织分化活性受到显著抑制，分生组织细胞分裂速率放缓，并在生长停滞后分化出冬芽，进入休眠状态[21]。温度除了单独调控茎尖分化外，很多情况下还会与光周期协调作用[22]。在李属(Prunus)植物研究中就发现，酸樱桃(P. cerasus)、乌荆子李(P. insititia)和甜樱桃(P. avium)在21 ℃高温处理下，光周期对茎尖分生组织的分化活性均无显著影响；而在低温环境中，不同品种李属植物茎尖对光周期的反应差异显著，如当低温9 ℃时，有些品种无需光周期处理直接停止分化进入休眠状态，而有些品种仍需要短日照处理[23]。此外，也有研究发现光敏色素PHYA过表达的杂交山杨(Populus davidiana)，在低温处理下仍会导致周缘分生组织区细胞停止分化成叶等侧生器官，肋状分生组织区向下生长停滞，表明低温处理可改变光敏色素过表达所带来的影响，光周期需要配合温度来协同调控茎尖分生组织的分化过程[24]。

另外，水分和养分也会影响茎尖分生组织的分化。如当环境中的水分减少时，玉米(Zea maysL.)会从根部释放脱落酸，通过木质部运输至茎尖；随后，茎尖分生组织会对瞬间增加的脱落酸做出较为缓慢的反应，如抑制周缘分生组织区的细胞分化和茎尖外表皮产生蜡状物等，且分生组织分化活性也会受到影响[25]；而当环境中水分过多时，玉米根部处于缺氧状态，此时根部会通过茎干向茎尖输送乙烯等激素，从而使茎尖部位乙烯含量急剧增加，导致茎尖分生组织分化紊乱，叶片失绿早衰[26]。此外，也有研究发现在茎尖分化过程中存在着由不同糖类共同调控的多重信号通路，如近期对龙胆属(Gentiana)植物的研究发现，龙胆二糖能够解除顶芽休眠，但并不参与顶芽萌发的过程[27]。外界环境条件对茎尖分生组织分化活动的调控非常复杂，环境因素如光照、温度、水分和养分等在茎尖分化过程中都发挥着重要作用，且各种环境因素相互协作共同调控着茎尖分生组织的分化进程。

3植物激素对茎尖分生组织分化的调控

生长素(auxin,IAA)是调控植物茎尖分生组织发育和植物次生结构形成的重要植物激素之一，其梯度分布及极性运输(polarauxintranspot,PAT)在茎尖分生组织的分化过程中起着重要作用[28-30]。如拟南芥pin1突变体植株，由于生长素极性运输受到影响，茎尖分生组织不能正常进行分化，细胞分裂减少；而当突变体的分生组织用较低浓度的外源生长素处理后，周缘分生组织区细胞能够响应生长素浓度变化，细胞生长速度加快并能分化出新器官[31]，说明较低浓度下生长素能正向调控茎尖分生组织的分化。通过突变体和化学处理等手段减少生长素极性运输会导致叶原基形成受到抑制；随后对其施加外源生长素，茎尖分生组织分化活性重新恢复，并在处理位点有新叶形成。生长素在茎尖的空间梯度分布也证明这一观点，将侧生器官发育过程的相关阶段定义为间隔期(plastochron,P)，最新萌发叶片的区域定义为P1，紧接着萌发叶片的区域定义为P2，即将形成下一个叶原基的区域定义为P0，生长素主要分布在中央母细胞区和P0区(图2)。当生长素浓度低于最适浓度时，位于中央母细胞区的生长素主要用于加快茎尖细胞分裂活动，促进植株向上生长；位于周缘分生组织区P0处生长素则促使该区域细胞分化，形成新的叶原基，从而进一步执行茎尖分生组织的功能。较低浓度生长素对茎尖分生组织的分化起着促进作用，而当生长素浓度高于一定阀值(最适浓度)时，生长素则会对茎尖分生组织的分化起到抑制作用。如有研究发现，当P0区生长素浓度过高时，新叶无法形成；然而，随着茎尖分生组织的生长发育，P0区生长素浓度逐渐降低，当浓度低于最适浓度时，抑制作用失效，新叶开始萌发[32]。另有研究表明，光周期也与生长素的梯度分布密切相关。光周期通过影响生长素极性运输抑制剂萘基邻氨甲酰苯甲酸(N-1-naphylphtalamicacid,NPA)来调控生长素极性运输，改变生长素梯度分布，从而影响茎尖分生组织的分化活性[33]。

细胞分裂素(cytokinin,CTK)正向调控茎尖分生组织的细胞分化，并能控制分生组织的大小。拟南芥的相关研究表明，编码细胞分裂素受体组氨酸激酶(HISTIDINEKINASE,AHK)的基因突变体ahk2、ahk3和ahk4均表现出多效性表型，如促使茎尖分生组织变小和减少叶原基萌发率，并会抑制新叶分化[34]。Werner等研究也发现，在烟草(Nicotiana tabacum)和拟南芥中，通过提高细胞分裂素氧化酶(cytokininoxidase,CKX)的表达来降低内源性细胞分裂素含量，同样也会导致分生组织变小和新叶萌发率降低，并偶尔会有分生组织在产生少量新叶后不能再继续产生新器官[35, 36]。在空间分布上，细胞分裂素主要集中在中央母细胞区，该区域细胞分裂素的高含量有利于维持干细胞数量，进而控制分生组织大小(图2)。此外，在黑暗环境下，细胞分裂素的信号强度会发生减弱，而在光照条件下则相反，表明光照能够通过控制细胞分裂素信号通路的强度来影响茎尖分生组织的分化活性[37](图3)。

事实上，植物激素调控茎尖分生组织的分化是一个复杂的信号调控网络。许多研究表明，各激素信号及其协同互作在茎尖分生组织分化调控中具有重要作用，如细胞分裂素和赤霉素(gibberellin,GA)、乙烯(ethylene,ETH)，生长素和脱落酸(gbscisicacid,ABA)、细胞分裂素[38-40]。近期有研究表明，多肽激素(peptidehormones)作为信号分子在细胞与细胞之间短距离的信号传导中起着关键作用，同时也影响着茎尖分生组织的分化过程[41]。此外，独脚金内酯(strigolactone,SL)在分生组织中也可以通过影响生长素流出载体PIN1(PIN-FORMED 1, PIN1)来调控生长素极性运输，从而控制茎尖分生组织的分化过程[42]。

4茎尖分生组织分化的分子调控机制

4.1茎尖分生组织分化活动的转录调控

转录水平调控是真核生物基因表达调控的重要环节，可根据周边环境或自身发育需要通过转录因子(transcriptionfactors,TFs)在特定条件下对基因转录活性进行调控，进而影响茎尖分生组织的分化活动。转录因子是一群能与基因5′端上游特异性结合，进而促使目的基因以特定的强度在特定的时间和空间表达的蛋白质分子。有关茎尖分生组织分化活动的转录调控研究大多与植物激素相关。如I型KNOX基因家族(classIKNOXfamily)在茎尖分生组织中表达且与KNOTTID1序列相似，主要功能是维持茎尖分生组织的特征，且能与激素相互作用共同调控茎尖分生组织的分化活动。研究发现，I型KNOX基因家族与CTK/GA之间的表达水平存在密切关系，具体表现在控制器官分化过程[28, 43]。在拟南芥茎尖分生组织中，属于I型KNOX转录因子家族基因的STM(SHOOT STEMLESS, STM)可通过正向刺激CTK生物合成基因IPT7(ISOPENTENYLTRANSFERASE 7, IPT7)和激活CTK响应因子ARR5(ARABIDOPSIS RESPONSE REGULATOR, ARR)来调控CTK表达水平[44](图3)。同时，CTK也可通过STM迅速提升I型KNOX同源基因KNOX1(class I KNOTTED1-LIKE HOMEOBOX, KNOX1)的转录水平。此外，KNOX1能通过抑制GA合成基因如GA20ox(GA20 oxidase, GA20ox)，以及促进GA代谢基因如GA2ox(GA2 oxidase, GA2ox)的表达，从而抑制GA在茎尖分生组织中的表达水平[45](图3)。这些研究结果显示I型KNOX基因家族可通过影响CTK/GA的表达水平，进而调控茎尖分生组织的细胞分化。

KNXO1除了与CTK/GA之间关系密切外，与周缘分生组织区内源性生长素也密切相关，并由此影响细胞分化过程。研究发现，生长素通过参与生长素极性运输的跨膜蛋白PIN1来识别原基萌发的特异位点；随后，通过IAA-PIN1反馈调节环抑制KNOX1的表达，从而调控器官分化[28]。此外，转录水平上生长素也可通过调控蛋白AS1(ASYMMETRICLEAVES1,AS1)进而抑制KNOX1的表达。分生组织分化后期，生长素还能通过影响其他转录因子的活化作用，进而调控诱导新叶进一步分化的激素水平[46]。譬如生长素可通过ARF7(AUXIN RENSPONSE FACTOR7, ARF7)激活GA20ox，生长素也可在分生组织边缘处促进GA2ox酶的活性[47](图3)。表明I型KNOX基因家族在茎尖分生组织的分化过程中与植物激素CTK、GA和生长素关系密切，共同调控分化进程。

拟南芥AIL/PLT(AINTEGUMENTA-LIKE/PLETHORA,AIL/PLT)转录因子隶属于AP2/ERF(APETALA2/ETHYLENERESPONSEFACTOR,AP2/ERF)家族，主要特征是至少含有一个由60～70个氨基酸组成的高度保守DNA结合区，通过生长素调控通路在植物生长发育过程中发挥作用[48]。编码转录因子AIL/PLT家族的基因ANT(AINTEGUMENTA, ANT)、AIL6(AINTEGUMENTA-LIKE6, AIL6)/PLT3(PLETHORA3, PLT3)和AIL7(AINTEGUMENTA-LIKE7, AIL7)/PLT7(PLETHORA7, PLT7)均能参与调控茎尖分生组织的分化活性，这些基因的缺失会影响植株茎尖分生组织的分化活性。研究发现生长7d的ant、ail6和ail7拟南芥突变体小苗，干细胞区域出现细胞分裂分化减少的现象，并且参与调控茎尖形态稳定的WUS(WUSCHEL, WUS)、CLV3(CLAVATA3, CLV3)和STM基因也均发生异位表达[49]。

番茄茎尖环境扫描电镜图：a.茎尖细胞组织分区图; b.生长素(AUXIN)空间梯度分布图; c.细胞分裂素(CTK)空间梯度分布图; P1.新萌发叶片区域; P2.其次萌发叶片区域; P0.即将形成新叶原基区域图2　番茄茎尖生长素和细胞分裂素的空间分布(改自文献[38])The scanning electron microscope (SEM) image of a tomato SAM: a. Cellular compartment of SAM; b. The spatial distribution of auxin; c. The spatial distribution of cytokinin (CTK); P1. The primordium of the youngest initiating leaf; P2. The next oldest leaf; P0. The region recruited to produce the next leaf primordiumFig. 2　The spatial distribution of auxin and cytokinin (CTK) in the shoot tip (modified from Ref.[38])

CZ. 中央母细胞区; PZ. 周缘分生组织区; RZ. 肋状分生组织区; light. 光照; CTK. 细胞分裂素; CTK signal. 细胞分裂素信号;CLV3. CLV3基因; WUS. WUS基因; ARR. ARR基因; LCR. LCR基因; Auxin. 生长素; ARF. 生长素受体; GA2ox. GA2氧化酶基因;GA20ox. GA20氧化酶基因; GA. 赤霉素; KNOX1. KNOX1基因; IPT7. IPT7基因; SPL. SPL基因; AP2. AP2基因; IAA-PIN1 loop.生长素-PIN1蛋白反馈调节环; TCP. TCP基因; CUC. CUC基因; DNA methylation. DNA甲基化; histone modification.组蛋白修饰; chromatin remodeling. 染色质重塑蓝色区域为即将萌发叶原基部位; 黑色箭头为促进作用; 红色实线为抑制作用; 红色虚线为潜在抑制作用;红色框.miRNA; 蓝色框.激素; 基因.绿色框图3　茎尖分生组织分化分子调控网络CZ. The central zone; PZ. The peripheral zone; RZ. The rib zone; CTK. Cytokinin; CLV3. CLAVATA3; WUS. WUSCHEL; ARR.ARABIDOPSIS RESPONSE REGULATOR; LCR. LEAF CURLING RESPONSIVENESS; ARF. AUXIN RENSPONSE FACTOR; GA2ox. GA2 oxidase; GA20ox. GA20 oxidase; GA. Gibberellin; KNOX1. class I KNOTTED1-LIKE HOMEOBOX; IPT7. ISOPENTENYLTRANSFERASE 7; SPL. SQUAMOSA PROMOTER BINDING PROTEIN-LIKE; AP2. APETALA 2;TCP. TEOSINTE BRANCHED1, CYCLOIDEA and PROLIFERATING CELL FACTOR1; CUC. CUP-SHAPED COTYLEDON. The blue frame. the region recruited to produce the next leaf primordium; Black arrow. promotion; Red solid line. inhibition;Red imaginary line. potential inhibition; Red block. miRNA; Blue block. hormone; Green block. geneFig. 3　Regulatory networks in the control of the SAM cell differentiation

植物生长过程中，除茎尖分生组织分布有大量未分化的干细胞，根尖分生组织也含有大量干细胞，主要分化形成植物地下部分。虽然这两者都属于分生组织且均含有干细胞，但由于他们的结构和功能有明显的不同，所以在对干细胞活性及分化功能的分子调控机制上具有显著差别。如，转录因子WOX5(WUSCHEL-RELATEDHOMEOBOX5,WOX5)会在根尖QC(quiescentcenter,QC)区域特异表达，主要参与调控根尖中干细胞活性，并通过抑制CYCD3;3表达来阻碍细胞分化，从而促使根尖细胞沉默[50]。SHR(SHORTROOT,SHR)和SCR(SCARECROW,SCR)转录因子参与调控非对称性细胞分化，这种分化有益于根尖分生组织形成明显的细胞分层。当SHR或SCR缺失会导致根系长度变短以及QC区域细胞反常，表明这些转录因子在维持干细胞稳定的过程中起着重要作用[51]。但前人研究发现WOX5和SHR/SCR仅在根尖中有表达，茎尖中并无表达。此外，AIL(AINTEGUMENTA-LIKE,AIL)家族成员PLT1-3(PLETHORA1-3,PLT1-3)和BBM(BABYBOOM,BBM)也参与调控根尖分生组织特性的维持。PLTs在根尖分生组织中稳定表达，plt1 plt2双突变体表现出根尖分生组织尺寸严重缩小的现象，证明PLTs在QC内部及周边区域的梯度分布能够影响细胞的分化进程[52]。然而有研究发现同属于AIL家族的其他成员如ANT、AIL6和AIL7等同时也能参与调控茎尖分生组织的分化活性[49]。以上研究结果说明，有些转录因子仅在茎尖或根尖中表达，是根尖或茎尖中所特有的转录因子；有些可同时在茎尖与根尖中表达，但这些转录因子在根尖和茎尖中参与细胞分裂和分化的转录调控机制是否相同，相关研究未见报道，有待进一步研究。

4.2miRNA对茎尖分生组织分化活动的调控

miRNA是在真核生物中发现的一类大小长约20～25个核苷酸的内源性具有调控功能的非编码RNA，其可通过碱基互补配对的方式识别靶mRNA，进而降解靶mRNA或者阻遏靶mRNA的翻译，最终达到抑制特定基因表达的目的。植物miRNA是一种非常重要的转录后调控因子，广泛地参与到植物个体发育以及植物对环境信号的响应过程中。Ⅲ型同源异型-亮氨酸拉链(classⅢHOMEODOMAIN-LEUCINEZIPPER)蛋白是高等植物所特有的一类转录因子，它包含一个高度保守的同源异型结构域，结构域末端紧密连接着一个亮氨酸拉链结构域，并能广泛参与到植物生长发育过程中，如分生组织形成、侧生器官发生和维管系统发育等[53]。Ⅲ型HD-ZIP基因家族包括PHB(PHABULOSA, PHB)、PHV(PHAVOLUTA, PHV)、REV(REVOLUTA, REV)、AtHB-8和AtHB-15。研究发现，在拟南芥jabba-1D突变体中，miR166过表达则会导致Ⅲ型HD-ZIP基因家族中AtHB-9/PHV、AtHB-14/PHB和AtHB-15的mRNA下调，从而促使茎尖分生组织体积膨大[54]。除拟南芥外，在另一种模式植物烟草中，miR166也可通过抑制Ⅲ型HD-ZIP表达来调控茎尖分生组织的大小。另有研究表明，WUS基因在茎尖中特异表达，编码同源异构型转录因子，主要参与分生组织表型变化的过程。当miR166在植株中过表达时，WUS基因表达水平会有所降低，导致茎尖分生组织体积膨大[55]。这些结果表明，miR166可通过调控Ⅲ型HD-ZIP基因家族和WUS基因来影响茎尖分生组织的形态结构(图3)。miR165靶基因同样也是Ⅲ型HD-ZIP基因家族，但与miR166不同，miR165过表达则会导致Ⅲ型HD-ZIP基因家族全部5个基因转录水平均下降，并会导致茎尖分生组织的缺失[56]。由此可见，虽然miR166和miR165控制相同靶基因的转录后调控，但对干细胞维持的影响却表现出互逆关系。

在植物中，分生组织的分化过程都与miR156和miR172的拮抗作用有关[57-59]。随着分化进行，miR156表达水平随miR172表达的逐渐升高而降低，且miR156靶基因SPL(SQUAMOSA PROMOTER BINDING PROTEIN-LIKE, SPL)和miR172靶基因AP2(APETALA 2, AP2)在表达过程中呈现出互补模式。SPL是高等植物特有的功能基因，参与调控植物胚胎发育、顶端优势和叶片发育等，主要特征是含有一个由80个左右氨基酸残基组成的高度保守DNA结合域，称为SPL功能域；AP2基因在植物体内主要参与调控分生组织的分化发育，其所编码的AP2/EREBP转录因子的共有特点是都至少含有一个由60～70个氨基酸残基组成的保守DNA结合区，称作AP2结合域。有研究表明，提高miR156的表达水平会导致miR172活性减弱，从而阻碍分生组织分化进程，推迟新叶萌发；然而，当通过调控miR156释放更多SPL时，则会出现叶片更早成形和花期提前等现象，类似现象也可在miR172靶基因AP2表达水平偏低的植株中观察到[59]。另外，miR156靶基因SPL可分为两大类，一类是小型SPL蛋白，如SPL3、SPL4和SPL5；另一类是大型SPL蛋白，如SPL9、SPL10和SPL15。其中，大型SPL蛋白如SPL9可直接与miR172b促进因子相结合[58, 60]。这表明SPL蛋白可通过提高miR172的表达水平，进而影响茎尖分生组织的分化活性(图3)。此外，某些miRNA不仅在茎尖中能对其分化过程产生影响，而且在其他分生组织如花序分生组织(inflorescencemeristem,FM)中也能起到类似的作用。如miR172同样可通过降解AP2基因影响花序分生组织的分化过程，而AP2过表达植株会在花序分生组织侧翼处分化出过多雄蕊[61]。这说明miR172通过抑制AP2的表达，在花序分生组织干细胞调控过程中也起着重要作用，且AP2主要参与维持干细胞稳定，miR172则促使干细胞分化。

拟南芥中，分生组织的建立和维持已被证实受CUC(CUP-SHAPED COTYLEDON, CUC)基因调控，CUC基因隶属于NAC转录因子基因家族，主要结构特征是其编码蛋白的N末端具有高度保守NAM结构域，C末端则高度变异，为转录激活功能区。研究发现，CUC家族包含3个部分冗余基因CUC1、CUC2和CUC3，而miR164则可降解CUC1和CUC2的mRNA[62-64]。如miR164过表达植株的分生组织结构会有缺陷，且在cuc3-2突变体中miR164过表达会导致分生组织的形成受到抑制，而miR164突变体则会在叶腋处产生多余的幼芽[62]。并且降低miR164的表达水平会导致分生组织边缘区域膨大化，且这种膨大化现象与周缘分生组织细胞分化模式的改变有关[64]。这些研究表明，miR164通过降解CUC1和CUC2，进而抑制分生组织边缘区域膨大化，是茎尖分生组织分化调控网络的重要组成部分。另有研究发现，miR319在分生组织中的作用与miR164相似[65]。miR319能够抑制其靶基因TCP(TEOSINTE BRANCHED1, CYCLOIDEA and PCF, TCP)表达，而TCP在拟南芥中参与叶片形成的过程[66]。此外，TCP可直接结合到miR164调控序列，进而抑制其表达，从而诱导miR164的靶基因CUC异位表达[66, 67](图3)。由此可见，miR164和miR319在分生组织边缘区域关系密切，共同调控茎尖分生组织的分化过程。

值得注意的是，由于植物miRNAs与其靶基因在碱基序列上具有高度互补性，并且随着生物信息学的不断发展，通过技术手段已经能够预测一些miRNAs的靶基因，其中一些有关miRNAs潜在靶基因的假设也逐渐被越来越多的实验结果所证实[68-70]。有报道认为，生长素信号通路中的许多基因都是一些miRNAs的潜在靶基因[69, 70]。如生长素感受因子TIRI被预测为miR393潜在靶基因[69]。一些ARFs也包含潜在miRNA结合位点，如ARF10、ARF16和ARF17是miR160的潜在靶基因，ARF6和ARF8是miR167的潜在靶基因[70]。而ARF作为生长素响应因子，广泛参与到茎尖分生组织分化调控过程中，故miR160和miR167也有可能会影响茎尖分生组织的分化活性，相关领域仍有待研究(图3)。此外，miR394的靶基因LCR(LEAF CURLING RESPONSIVENESS, LCR)基因编码的F-box蛋白能够阻碍茎尖分生组织中干细胞的分化活动，这表明miR394能够间接影响茎尖分生组织的分化活动[71]。

4.3其他基因调控

随着遗传学研究的不断发展，越来越多参与干细胞功能调控的分子机制被发现，维持茎尖分生组织特征的基因主要有WUS、CLV1、CLV3和STM等，其中研究较为深入的机制是WUS和CLV3的反馈调节环[5]。研究表明，茎尖分生组织中存在一个位于中央母细胞区和肋状分生组织区交界处，由干细胞库组成的组织中心区(organizingcenter,OC)。WUS在茎尖分生组织的组织中心区特异性表达，有利于维持干细胞未分化的特性，且WUS梯度的维持也有利于调控茎尖分生组织中干细胞的数量[72]。当WUS活性丧失时，分生组织中的细胞会开始不断分裂分化，最终因其结构原因停止膨胀，且只有少量叶片萌发。此外，在组织中心区上方的中央母细胞区中有一个由信号肽CLV3、富亮氨酸受体蛋白CLV1和CLV2组成的负反馈调节环。有研究认为，这个配体-受体复合体能够抑制WUS在组织中心区的表达。如在拟南芥clv1突变体中，植株会表现出茎尖分生组织膨大、茎干扁平化和花果比例增加等性状[73]。并且，也有研究认为，WUS的转录水平能够促进CLV基因在中央母细胞区的表达[74]。上述结果表明，CLV3能够抑制WUS表达，而WUS则可促进CLV表达，两者共同调控茎尖分生组织中干细胞的分化(图3)。

WUS/CLV反馈调节环与植物激素之间的调控机制一直以来都是研究的热点[75]。有研究发现，WUS能够直接抑制CTK响应因子ARR(ARABIDOPSIS RESPONSE REGULATOR, ARR)基因的转录，如ARR5、ARR6、ARR7和ARR15(图3)。此外，CTK在茎尖分生组织中的分布也不均匀，CTK主要分布在CLV的表达区域中央母细胞区中，然而同时在WUS表达的区域中却发现了极强的CTK信号，这表明CTK能够通过CLV调控WUS的表达[76]。同时考虑到WUS能够抑制A型ARR，而A型ARR通常会阻断CTK的信号通路，说明CTK信号通路应该是与WUS成正反馈调节环[75](图3)。

除WUS/CLV与植物激素在茎尖分生组织分化过程中关系密切外，其他基因也可与植物激素协同互作，如AMP1(ALTERED MERISTEM PROGRAM1, AMP1)基因在拟南芥中的作用已见报道。拟南芥amp1突变体中发现CTK能够改变分生组织体积大小，amp1突变体的分生组织表现出体积增大，叶片萌发增多以及CTK含量增高等现象[77]。然而，有关AMP1基因在拟南芥中的具体调控网络尚未完全探明。现阶段研究表明，AMP1基因与生长素调控基因MP(MONOPTEROS, MP)呈现出互逆作用[78]。并且在玉米中，AMP1同源基因VP8(VIVIPAROUS8, VP8)的突变体vp8与拟南芥amp1突变体相似，也表现出叶片萌发减少、植株变矮以及发育时期改变等现象，同时在生长素和CTK含量不变的情况下，植株内ABA含量降低[79]。这些结果表明，AMP1基因可能通过多条激素信号通路在茎尖分生组织分化过程中发挥着作用，但具体调控网络仍有待进一步研究。

另外，SHO(shoot organization, SHO)基因也与茎尖分生组织的分化过程有关。在早期营养阶段，sho突变体叶片萌发率升高，且萌发出的叶片叶形短窄，茎尖分生组织呈扁平状。经统计分析发现，sho突变体叶片迅速随机产生，与分生组织细胞分裂的速率加快和无组织性以及同源基因OSH1表达量降低有关，sho突变体相比于野生型植株含有更少的未分化干细胞[80]。同时，在植株开花过程中FT(FLOWERING LOCUS T, FT)基因可使茎尖分生组织的状态发生转变，能够促使其由营养芽分化成花芽，同时多年生木本植物中，FT同源基因参与调控茎尖分生组织从营养芽转变为休眠芽。因此，FT基因被认为是调控茎尖分生组织状态转变的重要影响因素[81]。此外，光敏色素PHYA可以通过CO(CONSTANS, CO)基因控制FT基因的表达水平[82]。但有关FT/CO基因在茎尖分生组织分化过程中的调控机制尚不清楚，相关领域仍有待拓展。

5展望

植物茎尖分生组织分化过程的特征、规律及其影响因素一直是茎尖分生组织研究的热点之一。植物茎尖分生组织的分化是一个极其复杂的过程，涉及大量的形态结构变化、环境影响因素、内源激素变化以及分子调控机制。前人有关植物茎尖分生组织分化调控机制的研究主要集中在激素调控和转录调控方面，近年来随着相关miRNA研究明显增多，茎尖分生组织转录后调控的分化机制正在得到更多关注。相比之下，在其他非编码RNA以及DNA甲基化(DNAmethylation)、组蛋白修饰(histonemodification)、染色质重塑(chromatinremodeling)等方面研究仍然缺乏，而这些方面在动物干细胞的研究已经较为深入。其次，动物干细胞研究目前已经进入到单细胞水平，而植物干细胞仍停留在组织水平。这些研究方向都值得植物干细胞研究参考和进一步挖掘，以更好地阐明植物茎尖分生组织分化调控机制。

此外，目前茎尖分生组织分化相关研究主要集中于拟南芥、烟草和水稻等模式植物，相关分子生物学研究较为深入，但在非模式植物中分子水平上的研究很少。随着高通量测序以及单分子测序技术的快速发展，越来越多植物种类的全基因组得到测序和公开，为非模式植物茎尖分生组织的分子调控研究提供了背景遗传信息，一些重要经济作物和林木茎尖分生组织分子调控研究已经具备条件，而这方面研究有着更广泛的应用前景和经济价值。因此，应加强这些非模式植物激素、转录组、小RNA以及內源蛋白在分生组织分化过程中的功能研究，更全面地阐明不同植物茎尖分生组织分化过程的调控机制。

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(编辑:裴阿卫)

DifferentiationandRegulationoftheShootApicalMeristem

LUWeichao,ZHAOJianguo,ZHANGLi,JINBiao*

(CollegeofHorticultureandPlantProtection,YangzhouUniversity,Yangzhou,Jiangsu225009,China)

Abstract:The shoot apical meristem (SAM), which is the tissue located at the top of a plant, can continually undergo differentiation. The SAM gives rise to all above-ground organs, such as the stems, leaves, and flowers, through cell division and differentiation. SAM development is controlled by the external environment, endogenous hormones, and molecular regulation, accordingly with phased characteristics of the SAM. Here, we summarize recent advances in our understanding of the morphological structure of the SAM and how it is affected by environmental factors, hormones, and molecular regulatory networks. We also present the research status on SAM, including unsolved problems and future research directions.

Key words:shoot apical meristem; differentiation; morphological structure; environmental factors; hormone; molecular regulation

文章编号:1000-4025(2016)05-1055-11

doi:10.7606/j.issn.1000-4025.2016.05.1055

收稿日期:2015-12-22;修改稿收到日期:2016-04-20

基金项目:江苏省研究生实践创新计划项目(SJLX15_0672);江苏省林业三新工程(LYSX[2016]55)

作者简介:陆维超(1991-)，男，在读硕士研究生，主要从事植物干细胞分子生物学研究。E-mail: luweichao6@foxmail.com *通信作者:金飚，博士，教授，主要从事植物分子生物学研究。E-mail: bjin@yzu.edu.cn

中图分类号:Q 254; Q 944.63

文献标志码:A