申雪沂 牛长敏 郭佳倩 马海涛 夏静 综述 郑英 审校
扬州大学医学院组织学与胚胎学教研室(江苏扬州 225000)
雄性小鼠联会复合体的研究进展
申雪沂 牛长敏 郭佳倩 马海涛 夏静 综述 郑英 审校
扬州大学医学院组织学与胚胎学教研室(江苏扬州 225000)
联会复合体(synaptonemal complex , SC)是同源染色体之间具有三级结构的阶梯状聚合亚蛋白复合体,大部分由减数分裂特异性蛋白组成,联会复合体的装配开始于第一次减数分裂前期早期。在细线期,被命名为轴成分(axial elements, AEs)的蛋白沿染色体轴形成;在偶线期,配对的同源染色体的AEs ,现在称作为侧向原件(lateral elements, LEs),按同源染色体纵轴方向排列并由中央区域(central region, CR),即由横向纤维(transverse filaments, TFs)和中央元件(central element, CE),将其紧密连接;在粗线期时,联会复合体完成装配并成熟;在双线期时,联会复合体降解[1]。
联会复合体调节同源染色体联会,是正确重组,同源染色体分离以及基因组单倍体化的关键因素[2]。 其作用是为联会,双键断开(double-strand break,DSB)修复,同源染色体交叉提供框架[3]。若联会复合体出现装配错误,将会出现减数分裂阻滞,精母细胞凋亡,最终导致不孕不育[1,4]。本文以雄性小鼠为例,从联会复合体蛋白组成及作用,装配,与染色体重组之间的关系以及联会复合体异常对精子发生的影响等方面进行综述。
(一)中央区域(central region, CR)
1.中央元件(central element,CE): 近年来,已鉴定出CE是由4种不同的减数分裂特异性蛋白SYCE1(Synaptonemal complex central element protein 1, SYCE1),SYCE2,SYCE3和TEX12(testis-expressed protein 12, TEX12)组成。
SYCE1和SYCE3以连续的方式与SYCP1(synaptonemal complex protein 1,SYCP1)共定位,它们的缺乏导致了联会复合体三级结构形成的失败,表明SYCE1和SYCE3 的作用是联会的开始[5]。Lu等[6]研究表明 SYCE3可能形成一个二聚体或更高结构的低聚体, SYCE3的N’端螺旋与SYCE1的C’端螺旋相互作用,在形成联会复合体的中心成分起关键作用;而SYCE1稳固SYCP1 和CE之间的关系,是SYCE3 和SYCP1之间的桥梁。然而SYCP1的N’端与SYCE3之间的关系仍不清楚,免疫共沉淀也没有显示SYCE3能够绑定SYCP1的N’端。
SYCE2由218氨基酸编码而成,中心进化上保守,有3个α-螺旋结构盘绕卷曲结构,由侧面分开,形成无组织形态的N’端和C’端。TEX12由123氨基酸编码而成,进化上高度保守,中心和C’ 端有3个α-螺旋盘绕卷曲结构,在N’端散开形成无组织结构。SYCE2和TEX12组成高度稳定的复合体结构,该复合体是一个SYCE2四聚体和两个TEX12二聚体构成,并以不连续的方式与SYCP1(TFs)共定位。它们的缺乏导致联会的失败,说明SYCE2和TEX12作用是联会复合体延伸。完全同源染色体接合的完成可能是通过其开始点的重复和SYCE2-TEX12复合体的延长,最终形成同时且相互稳定的CE和明显的TFs排列[5]。
SYCE2和TEX12形成的复合体与SYCE1相互作用,而SYCE1 直接与SYCP1 相互作用,从而将中央成分锚定在TFs 上[4]。Davies等[5]用类似类推法,将联会复合体比作“拉链”,SYCP1分子比作拉链的“齿”,那么SYCE2-TEX12复合体可能就是拉链的“锁”,起滑动链接作用,将“齿”从起始端依次链接,并延伸联会复合体到整个染色体轴。
2.横向纤维(transverse filaments, TFs):SYCP1 是一个纤维状分子,是TFs 的主要成分,中央明显a-螺旋结构盘绕卷曲结构,侧面以球状N’端和C’端 结尾 ,SYCP1 主要是通过盘绕结构来调节同型相互作用。SYCP1自身能够形成多聚复合物,即是类似于SCs的堆叠。改变SYCP1中心a-螺旋区域的长度会影响多聚复合体宽度,删除非螺旋的N’端或C’端则会影响多聚复合体装配。因此,SYCP1是联会复合体宽度的决定因素[1,7]。电镜发现,交替的LEs和不同密度特性的CE通过TFs相连,SYCP1分子形成的多聚复合体N’端位于CE 处,C’端与LE结构相关,说明SYCP 1是联会复合体真正的结构组成蛋白之一[1]。
(二)侧向元件(lateral elements,LE)
近年来, 侧向组分是研究的热点,侧向元件构成了联会复合体的基本框架,也是联会复合体最为复杂的部分,涉及很多蛋白之间的协调组装,如非粘连蛋白(Non-Cohesins)、粘连蛋白(Cohesins)和浓缩蛋白(Condensins)等,但在阐述时,一般将非粘连蛋白作为AEs/LEs的构成部分[8]。
1.非粘合蛋白(Non-Cohesins): 哺乳动物中的非粘连蛋白主要是SYCP2和SYCP3。SYCP3形成高度延长的20nm螺旋形四聚体,SYCP3四聚体的螺旋链交织成一个相互反平行样式,在每个四聚体尾端都有两个N’端和C’端[9]。SYCP3的作用是其N’端序列形成高度延伸的类杆状结构,两端都能与双链DNA相连,使得SYCP3能够沿着姐妹染色单体远距离位点联接。SYCP2在进化上保守,通过其卷曲环绕区域与SYCP3结合,使得SYCP2和SYCP3能够形成异二聚体。SYCP3和SYCP2复合体是联会复合体的真正结构组成蛋白之一[1,9-10]。
2.粘连蛋白(Cohesins): 粘合蛋白,又称粘连蛋白复合体(Cohesin complexs), 具有亚基亚蛋白结构,在哺乳动物有丝分裂和减数分裂中,形成粘连蛋白复合体的4种核心亚基有所区别。
在有丝分裂中,粘连蛋白复合体的4种亚基分别为Smc1a (structural maintence of chromosomes 1a, Smc1a)、Smc3 、Rad21(Sisterchromatid cohesion1, Scc1/ Rad21)、STAG1或STAG2(stromalin antigens 1 and 2, STAG1,STAG2)[3,8]。 Smc1a和Smc3是染色体结构维持蛋白家族成员,是具有不寻常结构的较大ATP酶。在折叠过程中,Smc蛋白单条多肽链的N’端和C’端彼此靠近,在中心“铰链”折叠区域上方形成球形ATP酶“头”区域,这种折叠形成40nm宽度非平行的卷曲螺旋结构。Smc1和Smc3在“铰链”区域与彼此紧密相连,两个ATP酶“头”区域由Rad21亚基相连。Rad21是“klesin”成员蛋白,它是Smc1a和Smc3亚基ATP酶头部区域的桥梁。Rad21 N’端绑定在Smc3的ATP酶区域以及C’端绑定在Smc1的ATP酶区域。因此,Smc1a和Smc3蛋白通过ATP酶的“头”部与Rad21亚基相连,从而完成三重指环状结构[3,11]。
在减数分裂中,这4种亚基可形成4种不同减数分裂特异形粘连蛋白复合体,是联会复合体的侧向组分,分别为包含Smc1a复合体(Smc1a,Smc3,STAG3与Rad21L或Rec8)和包含Smc1β复合体(Smc1β,Smc3,STAG3与Rad21或Rec8或Rad21L)。其中,Rec8是Rad21的旁系同源蛋白;Smc1β是Smc1a的旁系同源蛋白;STAG3是STAG1/2的旁系同源蛋白;Rad21L是类似于Rad21的蛋白,拥有同Rad21和Rec8相似的序列,在小鼠睾丸中表达更为丰富,同时也是粘连蛋白复合体亚基。在所有减数分裂特异性粘连蛋白复合体中都含有STAG3亚基,说明STAG3是唯一所有减数分裂特异性粘连蛋白复合体所需的亚基,其作用是维持粘连蛋白复合体的稳定,在粘连蛋白复合体装载到染色体轴的过程中发挥关键作用,STAG3的缺乏将导致其余多聚复合体成分补偿性增加[3,12]。
粘连蛋白复合体参与染色体分离、DNA损伤修复、促进DNA复制与重组和联会复合体的形成[8,13,14]。粘连蛋白复合体通过特有的指环状结构将DNA片段粘合。 当两个DNA片段属于姐妹染色单体时,粘连蛋白复合体则作为调节蛋白, 对同源染色体分离和DNA修复具有关键作用;当两个DNA片段属于同一染色单体时,则在粘连蛋白复合体作用下形成染色体环,作用是控制增强子和启动子之间的联系,最终调节基因表达[13]。
当粘连蛋白复合体和染色体联合时需要一个二态复合体kollerin的协助,kollerin由一个进化上保守的较大蛋白Nipbl(Scc2)和进化上相对保守的较小蛋白Mau-2(Scc4)组成。存在于精母细胞联会复合体侧向元件上,Nipbl在粗线期的早期能够广泛定位,但在粗线期DSB修复之后从侧向元件上分离[15,16]。
3.浓缩蛋白(Condensins):浓缩蛋白是多亚基蛋白复合体,大部分真核生物中都有两种不同的浓缩蛋白,即浓缩蛋白Ⅰ(condensinsⅠ, condⅠ)和浓缩蛋白Ⅱ(condensinsⅡ, condⅡ),这两种蛋白复合体具有共同配对的Smc2和Smc4亚基,同属于Smc家族蛋白。各自具有三个独立的非Smc蛋白亚基,condI具有GAP-D2,GAP-G和GAP-H亚基;condⅡ具有GAPD3,GAP-G2和GAP-H2亚基。GAP-D2和GAP-D3、GAP-G和GAP-G2是彼此亲缘关系较近的蛋白,具有退化的重复序列,称为HEAT重复(热重复)。GAP-H和GAP-H2 是Smc相关蛋白klesin家族成员。在哺乳动物中,在G2前期,condⅡ定位在细胞核,而condⅠ沉寂在细胞质。在第一次减数分裂前期,condⅡ在核内参与染色体早期凝集,在进入第一次减数分裂中期之前,细胞核膜损坏之后,condⅠ进入染色体并与condⅡ共同作用使姐妹染色体完全凝集[17],见图1。
联会复合体的装配开始于第一次减数分裂前期的细线期,同源染色体为排列整齐宽度约为400nm,SYCP2和CYCP3以复合体形式在最开始形成的粘连蛋白复合体基础上装配到染色体轴, 为形成正确的AEs提供潜在的基础框架。此时AEs的装配与SYCP1以及CE-特异蛋白无关。在偶线期时,联会开始,配对的同源染色体则由多个开始点沿纵轴方向以“拉链”的方式开始延伸,CR开始装配,包括形成TFs;SYCP1通过C’端与LEs(此时的AEs成为LEs)相连形成蛋白异二聚体,N’端与CE-特异蛋白SYCE1、SYCE2、CYCE3、TEX12相连;SYCE1和SYCE3以连续方式装配到联会复合体 。粗线期时,SYCE2和TEX12以不连续方式装配到更高阶的联会复合体,使联会延伸到整个染色体,最终形成联会复合体的三阶结构,从而完成装配[1,9]。
图1 SC结构模式图
完成联会同时需要区域蛋白HORMAD1,在第一次减数分裂前期细线期到偶线期装配在未联会的染色体,独立于SYCP2和SYCP3;粗线期时,HORMAD1从联会的染色体区域消失;双线期时,联会复合体解体,HORMAD1再次装配到非联会的染色体,HORMAD区域蛋白作为“监视器”监视着联会和同源染色体之间的相互作用[9,18,19]。
同源染色体重组和联会复合体装配具有紧密暂时相关性,一旦其中一个过程被扰乱,那么这两个过程都将失败[1]。
同源染色体重组,形成重组蛋白复合体与第一次减数分裂前期的精母细胞的AEs具有很大联系,在联会开始前大约250~300个早期节(ENs)与AEs有关,这个过程包括重组酶RAD51和DMC1参与以及程序化的DSBs的标志位点形成等。在细线期/偶线期时,ENs转化为约200个过渡节(TNs),由RPA、BLM、MSH4、MSH5组成,位于并排的同源染色体AEs之间,调节它们起始结构联系。在粗线期时少部份NTs(小鼠约25个)与MLH1结合,形成晚期重组节(RNs),MLH1的结合对于第一级别的交叉形成是必不可少的。联会复合体的CE和未来的交叉位点都与MLH1聚集具有紧密联系[1,20]。
在联会复合体缺乏CR时,同源染色体无法完成重组,对最后转化成为MLH1依赖的交叉有明显影响。而且在SYCP1、SYCE1、SYCE2、SYCE3或TEX12缺乏的精母细胞中也没有MLH1的聚集。然而对于CE和重组体系之间的物理联系仍然不清楚,通过电镜下观察RNs和CE之间的关系,推测CE可能作为一个平台来绑定和组织RN成分为以后的交叉的产生所需[1]。目前有实验证明SPCY1缺乏时,RAD51和DMC1在细线期正常出现,同野生型数量一致,但是它们消失的速度变慢,甚至在粗线期后期或双线期早期还有相当数量的聚集。而且,重组相关的基因,如RPA、MSH4、SMH5 等消失速度均较野生型慢[20]。
联会复合体错误的装配会导致无法完成联会,影响染色体重组,无法形成单倍体的生精细胞,最终导致小鼠不育。
SYCP1缺乏的小鼠不育,而小鼠本身是健康的,精原细胞能够进入减数分裂前期,形成正常的AEs并沿同源染色体成排分布,却无法联会,并且大部分精母细胞阻滞在粗线期,只有小部分进入第一次减数分裂中期[20]。SYCP3缺乏破坏精子发生,阻滞在偶线期,通过对小鼠生精小管观察,发现3种不同的小管形态。第一类中只有2~5层偶线期精母细胞;第二类中只有较薄的一层精原细胞和支持细胞,位置在生精小管的基底部;第三类中除了偶线期精母细胞,还有一群在野生型生精小管内没有发现的细胞,可能与凋亡有关[21]。SYCP2缺乏的精母细胞同样阻滞在偶线期,生精小管所显示的表型与SYCP3缺乏所示的表型相似[10]。
SYCE1缺乏的小鼠不育,表现为 SYCE1突变的精母细胞由于染色体联会失败而阻滞在粗线期[22]。SYCE2缺乏的小鼠能够形成DSBs,同源常染色体配对正常并能够开始重组,却无法完成SC,同源性染色体无法配对,最终无法形成XY性染色体,DNA破坏和修复的标记仍保留在染色体轴,交叉受到损害,最终无法形成配子[23]。TEX12缺乏导致精母细胞完全阻止在精子发生阶段IV,最终小鼠导致不育[24]。SYCE3缺乏的精母细胞中只有部分对齐的AEs,却没有CE或类CE结构,因此联会无法开始,精子发生阻滞在减数分裂阶段IV。SYCE3 缺乏的小鼠没有明显的表型,但是将野生型小鼠和SYCE3缺乏小鼠交配后却无法生育,证明SYCE3缺乏可导致小鼠不育[2,20]。
Smc1β特异性表达在睾丸,而Smc3在体细胞和生精细胞都能够表达,但Smc1β能够与睾丸生精细胞核内的Smc3免疫共沉淀[25]。Smc1β缺乏导致两性小鼠不孕不育,雄性小鼠减数分裂阻滞在粗线期,而雌性小鼠减数分裂能够进程到第二次减数分裂中期,但伴有高度错误倾向[26]。
Rad21L缺乏出现染色体轴碎片,非同源染色体联会以及影响DSB修复[27]。Herra'n等[3]发现Rad21L缺乏的雄性小鼠在减数分裂前期,同源染色体联会失败并 阻滞在偶线期,精子缺乏,最终导致小鼠不育。Llano等[28]发现Rec8缺乏表现为第一次减数分裂过程中着丝粒复合体缺失,导致第一次减数分裂中期粘连蛋白复合体总体下降。缺乏STAG3的雄性小鼠不育,表现为减数分裂异常,包括减数分裂阻滞在类偶线期,同源染色体之间AE/LEs 缩短以及着丝粒内聚体的丢失 。Fukuda等[27]也发现STAG3缺乏的小鼠精母细胞内表现出染色体轴紧压,联会阻滞,重组受到损害并无法进程。STAG3水平的降低对Rec8蛋白水平有明显的影响,然而对Rad21L和Rad21影响并不剧烈,说明STAG3缺乏对a-kleisins蛋白有不同程度的影响。但是目前仍不清楚STAG3的降低选择性影响Rec8蛋白的稳定性,而对其他a-kleisin亚基没有相同程度的影响,可能是由于STAG3与Rec8有较低水平的绑定关系,表现为STAG3减少时,Rec8蛋白不稳定。
目前,联会复合体的研究是生殖生物学研究的热点之一,对人类生殖影响具有重要意义。目前,研究重点在联会复合体组成蛋白的结构特点、装配以及联合应用基因敲除小鼠和异源系统研究联会复合体的功能 。联会复合体的合成受众多基因控制,但目前的研究主要集中在结构基因的克隆上,而对控制这些基因特异表达的上下游调控基因的研究还不够深入。联会复合体与同源染色体重组具有紧密联系,但是联会复合体组分的突变或错配是如何影响同源染色体重组,以及染色体重组蛋白复合体与联会复合体是如何相互作用仍然不清楚,这为将来的研究提供了方向。
致谢:本文受国家自然科学基金(31371174);江苏省自然科学基金(BK20131230);扬州市社会发展科技攻关计划(2012127)基金项目资助
联会复合体;减数分裂;重组, 遗传;精子发生
1 Fraune J, Schramm S, Alsheimer M,et al. Exp Cell Res2012;318(12): 1340-1346
2 Schramm S, Fraune J, Naumann R,et al. PLoS Genet2011;7(5):e1002088.
3 Herrán Y, Gutiérrez-Caballero C, Sánchez-Martín M,et al. EMBO J2011;30(15): 3091-3105
4 Hamer G, Gell K, Kouznetsova A,et al. J Cell Sci2006;119(Pt 19): 4025-4032
5 Davies OR, Maman JD, Pellegrini L.Open Biol2012;2(7):120099
6 Lu J, Gu Y, Feng J,et al. Sci Rep2014;4: 7059
7 Ollinger R, Alsheimer M, Benavente R.Mol Biol Cell2005;16(1): 212-217
8 谢文军, 史典义, 蔡泽, 等. 遗传 2012;34(2): 167-176
9 Syrjänen JL, Pellegrini L, Davies OR.Elife2014;3
10 Yang F, De La Fuente R, Leu NA,et al. J Cell Biol2006;173(4): 497-507
11 Mehta GD, Rizvi SM, Ghosh SK.Biochim Biophys Acta2012;1823(8): 1324-1342
12 Hopkins J, Hwang G, Jacob J,et al. PLoS Genet2014;10(7): e1004413
13 Remeseiro S, Losada A.Curr Opin Cell Biol2013;25(1):63-71
14 Llano E, Herrán Y, García-Tuñón I,et al. J Cell Biol2012;197(7): 877-885
15 Kuleszewicz K, Fu X, Kudo NR,et al. Cell Div2013;8(1): 12
16 Nasmyth K.Nat Cell Biol2011;13(10): 1170-1177
17 Hirano T.Genes Dev2012;26(15):1659-1678
18 Vader G, Musacchio A.Dev Cell2014;31(4): 389-391
19 Fukuda T, Daniel K, Wojtasz L,et al. Exp Cell Res2010;316(2): 158-171
20 de Vries FA, de Boer E, van den Bosch M,et al. GenesDev2005;19(11):1376-1389
21 Yuan L, Liu JG, Zhao J,et al. Mol Cell2000;5(1): 73-83
22 Bolcun-Filas E, Hall E, Speed R,et al. PLoS Genet2009;5(2): e1000393
23 Bolcun-Filas E, Costa Y, Speed R,et al. J Cell Biol2007;176(6): 741-747
24 Hamer G, Wang H, Bolcun-Filas E,et al. J Cell Sci2008;121(Pt 15): 2445-2451
25 Revenkova E, Eijpe M, Heyting C,et al.Med Cell Biol2001;21(20): 6984-6998
26 Revenkova E, Eijpe M, Heyting C,et al. Nat Cell Biol2004;6(6): 555-562
27 Fukuda T, Fukuda N, Agostinho A,et al. EMBO J2014;33(11): 1243-1255
28 Llano E, Gomez-H L, García-Tuñón I,et al.Hum Mol Genet2014;23(13): 3421-3431
(2016-04-25收稿)
10.3969/j.issn.1008-0848.2016.06.016
R321.1