肺炎衣原体实验室诊断技术研究进展

胡文娟，郭东星，辛德莉



肺炎衣原体实验室诊断技术研究进展

胡文娟，郭东星，辛德莉

［摘要］肺炎衣原体（Chlamydia pneumoniae， Cpn）是急性呼吸道感染最常见的非典型病原之一，可引起肺炎、支气管炎及咽炎等，也可能与动脉粥样硬化、心内膜炎及冠心病等肺外疾病有关，严重者可造成人体多系统、多器官的损伤。Cpn感染全球范围存在，可引起区域内暴发流行，但由于其临床表现无特征性，常须要结合实验室检测结果做出诊断。因此，国内外学者不断改良各种Cpn诊断技术，力求找到感染早期快速准确的诊断方法。本文拟综述近年来Cpn实验室诊断技术的研究进展及应用价值。

［关键词］肺炎衣原体；呼吸道感染；诊断技术和方法；综述

DOI∶ 10.3969/j.issn.1007-8134.2016.03.015

肺炎衣原体（Chlamydia pneumoniae， Cpn）是一种重要的非典型病原体。1965年，第一株Cpn （TW-183）从中国台湾一名儿童的眼结膜中被分离出来，1989年被命名为Cpn，并定为衣原体属的一个新种［1］。Cpn感染全球普遍存在，也可在某一区域暴发流行［2］，四季均可发病，人类各个年龄段均可感染。以往研究中，Cpn引起的下呼吸道感染在儿童和成人中所占比例为0.0％～44.2％［3］。有学者回顾了2007—2010年波兰某地区Cpn的感染率，每年感染率依次为53.3％、41.6％、43.1％和36.4％［4］，虽然有下降的趋势，但其对人类健康的威胁仍不容忽视。Cpn常可引起肺炎、支气管炎、咽炎等呼吸道疾病，临床主要表现为咽痛、声嘶、流涕等，也可出现发热、咳嗽，其影像学表现多样化，且轻症者多不易显示。Cpn感染通常是轻度的、自限性的疾病，但由于临床症状不典型，常常被忽略或误诊。研究表明其与心内膜炎、急性冠脉综合征、反应性关节炎［5-7］等肺外疾病密切相关，还可导致脑血管或中枢神经系统损害［8-9］，严重者甚至威胁生命。因此，找到Cpn感染早期、快速、准确的诊断方法受到越来越多国内外学者的重视。从最初的细胞培养法到血清学检测，大大提高了对Cpn的检出率和免疫学认识。随着近些年的分子生物学研究热潮，PCR等方法在Cpn早期诊断和筛查中显现出的价值越来越突出。本文就Cpn实验室诊断技术的研究进展及应用价值综述如下。

1　细胞分离培养

Cpn是一种专性寄生于真核细胞内的原核细胞型微生物，人类是其惟一宿主，分离培养只能在活体细胞中进行［3］。常用的细胞系为海拉癌细胞株（HeLa229）、人肺癌细胞（H292）、人喉癌上皮细胞（Hep-2）等，以前两者的灵敏度较高，培养产生的包涵体数量较多。取鼻咽拭子（拭子采用涤棉、金属线效果好）、痰液、支气管肺泡灌洗液或胸腔积液等样本，置于添加抗生素和小牛血清的蔗糖磷酸缓冲液（保存于4 ℃，不超过24 h，否则应冻存于-70 ℃）。涡旋处理菌液并将其接种入所培养细胞内，35 ℃，5％ CO2孵育72 h［10］（连续传代4次能增加培养的灵敏度）。培养结果可经染色后利用光学显微镜或电镜观察，也可利用微量免疫荧光反应来检测。

Cpn呈梨形，平均直径380 nm，能通过细菌滤器。在活细胞内以二分裂方式繁殖，生活周期中存在两相状态：体积较大的始体（也称网状体），存在于细胞内，具有繁殖能力但不具有感染性，在显微镜下表现为各种形态的包涵体；体积较小的原体存在于细胞外，具有感染性，但没有繁殖能力［11］。

分离培养法检测特异度为100％，曾被认为是诊断Cpn感染的“金标准”，而且利用培养稳定的菌液进行药物灵敏性试验，可以为了解耐药情况、指导临床用药提供参考。但是Cpn对生长条件要求苛刻，培养液容易被污染，样本转运过程中可能出现各种情况导致Cpn灭活而出现培养假阴性。而且培养法周期长，灵敏性差，对实验人员理论知识和技术的要求均较高，其结果对早期诊断和治疗指导意义小。2010年，She等［12］比较了ARUP实验室1995—2008年利用培养法和ELISA、微量免疫荧光（microimmunofluorescence， MIF）试验、PCR检测Cpn的结果，分析显示血清学检测和核酸检测的阳性率远远高于培养法。因此，许多学者认为临床医师不能仅靠培养结果诊断Cpn感染，其产生的假阴性结果会延误对患儿的正确治疗，进而对儿童健康不利［13］。尽管培养法作为常规诊断方法并不理想，但其在临床分离株的生物学和分子学特征研究中仍发挥着必不可少的作用［3］。

2　血清学检测

2.1MIF试验利用Cpn标准株制备抗原片，并用异硫氰酸荧光素标记特异性羊抗人IgM、IgA和IgG，利用抗原抗体反应检测患儿血清并进行滴度测定［10］。如果检测IgM，须用羊抗人IgG消除类风湿因子可能造成的假阳性干扰。MIF试验曾被美国疾病预防控制中心（Centers for Disease Control and Prevention， CDC）和加拿大CDC强烈推荐为检测Cpn最为可靠的血清学方法［14］，是如今国际普遍认可的诊断“金标准”。但是由于技术要求高、耗时长、抗原制剂难以制备等原因，多数医生和研究者并不将MIF试验作为Cpn常规检测项目［15］。

2.2ELISA用抗原或抗原免疫小鼠、兔等制备的单克隆抗体包被ELISA板，用酶标记抗原或抗体，在酶与底物反应发生颜色变化后，与阳性对照、阴性对照进行比色，读取相应波长下的吸光度值，进而判定阴阳性。其颜色变化程度与待测抗原或抗体的含量成正比，因此可以对其定量。自2005年，ELISA方法开始商业化应用［15］，如今已被广泛应用于临床筛检与科研。2012年，Zhou等［16］以主要外膜蛋白的可变域VD2和VD3为包被抗原，建立了3组可以检测咽拭子标本的ELISA方法，并与以全菌抗原原体为包被抗原的ELISA方法对比，其灵敏度和特异度最高达91.67％和100％。

2.3 补体结合试验（complement fixation test， CFT）补体激活后可以攻击红细胞膜进而引起溶血。CFT中，如果待测样本中有相应Cpn抗体，与其抗原形成抗原抗体复合物，可以与补体结合，再加入溶血系统（红细胞与溶血素），则无补体参与溶血反应，检测结果为阳性；反之为阴性。de Ory等［17］利用德国维润赛润公司的市售抗原进行CFT检测病毒（流感病毒、腺病毒、呼吸道合胞病毒等）和非典型病原（支原体属、衣原体属），并与意大利Seramat system 公司自动化CFT试剂盒做比较，其中衣原体属检测结果的相关性为100％。

目前国内普遍认可的Cpn急性感染判定标准为：双份血清抗体效价升高4倍以上，单份血清IgM≥1∶16，或IgG≥1∶512；既往感染判定标准为：单份血清1∶16≤IgG≤1∶512［18］。除上述3种最常用的血清学检测方法外，还有酶免疫测定（enzyme immunoassay， EIA）、直接荧光抗体法、间接免疫荧光抗体法、直接免疫荧光法等。以至少2种检测结果阳性为“金标准”，CFT灵敏度为69％，特异度为99％；MIF试验灵敏度为88％，特异度为99％；重组EIA灵敏度为89％，特异度为99％；芬兰Labsystems OY公司LOY-EIAs试剂盒灵敏度为96％，特异度为99％；以色列Savyon诊断有限公司SeroCP-EIA试剂盒灵敏度为92％，特异度为93％［19］。血清学检测方法操作简便，且许多公司已研究出灵敏可靠的Cpn抗体检测试剂盒，尤其是ELISA方法在临床上得到极为广泛的应用，普遍采用急性期血清检测结果作为诊断依据［12］。仪器自动化、检测标准化及质量控制都有助于血清学检测成为Cpn常规检测项目。

血清学检测在免疫学领域的研究中发挥着不容忽视的作用。1988年，Saikku等［20］研究称50岁以下男性患者中慢性冠心病和急性心肌梗死患病与Cpn IgG、IgA抗体滴度持久高水平有关联。此报道激发各国学者展开了一系列预防试验、前瞻性研究、预后Meta分析等，涉及Cpn、幽门螺杆菌、肝炎病毒、HIV等多种微生物。许多研究者认为微生物培养阳性或血清学检测阳性是哮喘、某些心血管、脑血管等疾病发病或致死的危险因素之一［21-23］。但是2007年，Atar等［24］研究表明，既往Cpn感染与钙化性瓣膜病和心脏钙化综合征无显著相关性。2010年，Hilden等［25］研究也显示，升高的IgG和IgA滴度水平与既往心脏病、糖尿病、高血压等均无相关性，但是抗体高滴度水平与吸烟呈明显正相关，与他汀类药物的使用呈明显负相关。关于抗体滴度水平与上述疾病诊断和预后的关系仍存在很大争议，须要进一步地研究。

血清学检测方法主要应用的抗原有Cpn全菌抗原和属抗原（脂多糖和主要外膜蛋白），与沙眼衣原体、肺炎支原体等存在交叉反应［26-27］。Cpn特异性抗体高峰出现时间晚，IgM一般在发病后2～3周出现，4～5周达高峰，3～5个月后降至无法检出；IgG在发病初30 d上升缓慢，3～4月后达到平稳状态［10］。因此，检测特异性抗体对早期临床诊断和治疗指导意义不大。而且在健康人群或患有慢性肺部疾病的人群中，携带Cpn特异性抗体的比例达3.51％～9.00％和16.00％［15-16］。有学者认为，应该结合血清学检测方法和培养法或PCR进行检测，尤其在免疫系统发育尚不成熟的婴幼儿或免疫力低下的患者中，单凭血清学检测结果诊断，可能会因无明显的抗体滴度改变而被贻误治疗［20］。

3　分子生物学方法

3.1PCR通过控制温度使DNA链变性和复性循环，利用特异性引物、DNA聚合酶、dNTP、缓冲液等反复合成DNA模板的互补链，达到体外大量扩增目的DNA片段的目的。

3.1.1巢式PCR（nested PCR）巢式PCR使用外、内套2对引物进行2轮PCR扩增，一方面内套引物是以第1轮反应产物为模板，如果第1轮出现错误扩增，第2轮很难扩增出目的片段，提高了反应的特异性；另一方面，2轮PCR大大增加了产物量。有学者利用痰液、咽拭子和鼻咽拭子等多种样本，比较了nested PCR、培养法和EIA在检测Cpn中的应用，作者认为nested PCR结果可靠，灵敏度是普通PCR的10倍，也高于培养法和EIA［28］；痰液标本的检测阳性率高于咽拭子和鼻咽拭子，但由于许多患者不咳痰，鼻咽拭子或咽拭子样本对于Cpn检测仍然十分重要。值得注意的是，nested PCR须联合琼脂糖电泳甚至测序来确定结果，2轮PCR操作繁琐，且易导致污染，对实验人员技术水平要求较高，临床上不再用来诊断Cpn，多用于实验室科研。

3.1.2多重PCR其基本原理与传统PCR相同，但在同一体系中加入了多对引物，实现了多个不同DNA目的片段同时扩增，可用于多种病原微生物或遗传病的检测或其多个型别的鉴定。但它并不是一系列PCR的简单叠加，设计多个特异性引物对和调整合适的反应体系、反应条件非常关键，既要避免出现非特异性扩增，又要保证同一条件下，各引物对均能有效扩增足量目的片段，且片段大小不等，可以利用电泳技术判定目的条带。2011年，Cho等［29］利用多重PCR检测了临床痰液和鼻咽拭子样本中Cpn、肺炎支原体和嗜肺军团菌感染情况，并与利用美国BD公司非典型病原体检测试剂盒分别检测3种病原体的结果做比较。结果显示，痰液样本的阳性率明显高于鼻咽拭子样本，多重PCR灵敏性与美国BD公司试剂盒相当。

3.1.3实时定量PCR利用聚合酶及引物等扩增DNA片段原理同传统PCR，同时利用SYBR Green染料法或TaqMan探针法加入荧光化学物质，如果目的片段被扩增，即发射荧光信号并随PCR循环不断增强，从而监测整个反应过程，通过Ct值和标准曲线对待测样本进行定量分析。其中，染料法操作简单，成本低，灵敏度高；探针法定量更精确，可以定量多个基因。Tondella等［30］利用探针法，根据Cpn外膜蛋白的2个可变区（VD2和VD4）建立了2个实时定量PCR方法，并与培养法和针对16S rRNA和ompA的2种nested PCR比较，结果表明，5种方法中实时定量 PCR（VD4）阳性率最高，优于培养法和nested PCR，有望提高对临床Cpn感染的检测；2种实时定量 PCR均未出现交叉反应，特异性高。实时定量 PCR仅需1轮反应，避免了扩增产物的散出污染，可以对未知样本定量，尤其在流行病学、临床策略及疗效方面有广大用途［31］。

3.2环介导等温扩增技术（loop-mediated isothermal amplification method， LAMP）LAMP针对靶基因的6个不同区域设计4种引物，使用高活性链置换聚合酶，在65 ℃左右恒温条件下进行高效、高特异性扩增，检测结果可以肉眼即时观察或利用终点浊度测定仪判定［32］。如果加入反转录酶还可以对RNA进行检测。该方法操作简单，只需要常规水浴锅或恒温仪保持恒温，也省却了升降温耗费的时间；4种引物保证了其高特异性，灵敏度可达几个拷贝数［33］。但是LAMP难以扩增500 bp以上的长片段，且仍有DNA污染的风险，须谨慎操作。

3.3连接酶链反应（ligase chain reaction， LCR）LCR利用连接酶特异性连接与目的DNA片段互补的2条相邻寡核苷酸片段（即引物），并不断循环扩增。如果靶序列中有点突变，引物不能有效连接，则检测为阴性。结果可以通过聚丙烯酰氨凝胶电泳鉴定。LCR在检测点突变方面具有不可替代的优势，目前主要应用于沙眼衣原体的检测［34］。

分子生物学方法优势在于简便快速，有助于认识和研究基因序列及其突变问题，而且检测灵敏度较高，可达几个或数十个拷贝数；但是其特异性仍须不断改善，而且由于目的基因种类多（16S rRNA、主要外膜蛋白、Pst I、PmP4等）、核酸扩增技术多（传统、巢式、实时定量PCR等）、检测形式多（琼脂糖凝胶电泳、荧光染料、荧光探针、杂交探针、分子信标、芯片电泳等），不同实验室不同研究中方法有很大差异，至今没有统一的检测标准。美国CDC推荐通过与培养法及另一种已被确认有效的、目的基因不同的PCR方法做比较，来验证一种新的PCR方法。2001年，已有18 种PCR方法被报道，其中4种得到美国CDC的认可，但是这些方法后来均未得到大规模临床样本评估；截至2007年，又有13种方法被报道，但仍未有经美国食品药品管理局批准的商用标准化Cpn检测试剂盒［35］。2014年已有公司市售试剂盒经过中国国家食品药品监督管理局认证，如上海之江生物科技股份有限公司的Cpn及Cpn核酸联合检测试剂盒（荧光PCR法）和江苏默乐生物科技有限公司的沙眼衣原体、Cpn和Cpn核酸检测试剂盒（荧光PCR法）。

4 联合检测方法

近些年来，许多学者联合不同技术的优点以检测Cpn，也取得了不错的成果。例如，联合多重PCR和实时定量 PCR建立多重实时定量PCR，在一次反应中利用多对引物和探针扩增同一样本中不同的靶基因并定量，节省了劳力、试剂和时间，提高了效率，降低了成本［36-37］。联合PCR与EIA 或ELISA建立DIG-PCR-EIA方法或ELISA based PCR，灵敏度都有所提高，结果更为可靠［38-39］。联合LAMP和基因芯片技术，提高了灵敏性和特异性，为快速准确地检测Cpn提供了一种新的方法［40］。

5　结　语

在Cpn感染早期做出快速准确的诊断，对于及时有效地治疗、缩短病程和改善预后至关重要。培养法因费时长、检出率低，不再适于作为临床检测的“金标准”，但在Cpn生物学和分子学特征研究中仍占有重要地位。目前临床诊断Cpn感染主要依靠血清学方法，分子生物学方法也以其独特的优势得到了日益广泛的重视和应用，但其灵敏性和特异性均须要进一步改善。目前国内外学者多倾向于根据临床表现，结合血清学方法和分子生物学方法诊断Cpn感染。

【参考文献】

［1］ Grayston JT， Kuo CC， Campbell LA， et al. Chlamydia pneumoniae sp. nov. for Chlamydia sp. strain TWAR［J］. Int J Syst Bacteriol，1989， 39（1）：88-90.

［2］ Lee KJ， Kwon SJ， Choi BR， et al. Outbreak of respiratory tract infections on an islet in Korea： possible Chlamydia pneumoniae infection［J］. Jpn J Infect Dis， 2006， 59（5）：294-298.

［3］ Kumar S， Hammerschlag MR. Acute respiratory infection due to Chlamydia pneumoniae： current status of diagnostic methods［J］. Clin Infect Dis， 2007， 44（4）：568-576.

［4］ Choroszy-Krol I， Frej-Madrzak M， Jama-Kmiecik A， et al. Incidence of Chlamydophila pneumoniae infection in children during 2007-2010［J］. Adv Exp Med Biol， 2013， 788：83-87.

［5］ P Szabó R， Kertész A， Szerafin T. et al. Infective endocarditis caused by Chlamydia pneumoniae after liver transplantation. Case report［J］. Orv Hetil， 2015， 156（22）：896-900.

［6］ Petyaev IM， Zigangirova NA， Petyaev AM， et al. Isolation of Chlamydia pneumoniae from serum samples of the patients with acute coronary syndrome［J］. Int J Med Sci， 2010， 7（4）：181-190.

［7］ Carter JD， Espinoza LR， Inman RD， et al. Combination antibiotics as a treatment for chronic Chlamydia-induced reactive arthritis： a double-blind， placebo-controlled， prospective trial［J］. Arthritis Rheum， 2010， 62（5）：1298-1307.

［8］ Chen J， Zhu M， Ma G， et al. Chlamydia pneumoniae infection and cerebrovascular disease： a systematic review and meta-analysis［J］. BMC Neurol， 2013， 13：183.

［9］ Vainshenker IuI， Nuralova IV， Onishenko LS. Chlamydial infection of the central nervous system. Laboratory diagnosis and clinic and morphological features ［J］. Arkh Patol， 2014， 76（1）：57-62.

［10］ Miyashita N， Kawai Y， Tanaka T， et al. Antibody responses of Chlamydophila pneumoniae pneumonia： why is the diagnosis of C．pneumoniae pneumonia difficult ［J］. J Infect Chemother， 2015，21（7）：497-501.

［11］ Hybiske K， Stephens RS. Mechanisms of host cell exit by the intracellular bacterium Chlamydia［J］. Proc Natl Acad Sci U S A，2007， 104（27）：11430-11435.

［12］ She RC， Thurber A， Hymas WC， et al. Limited utility of culture for Mycoplasma pneumoniae and Chlamydophila pneumoniae for diagnosis of respiratory tract infections［J］. J Clin Microbiol，2010， 48（9）：3380-3382.

［13］ Nakayama E， Hasegawa K， Morozumi M， et al. Rapid optimization of antimicrobial chemotherapy given to pediatric patients with community-acquired pneumonia using PCR techniques with serology and standard culture［J］. J Infect Chemother， 2007，13（5）：305-313.

［14］ Dowell SF， Peeling RW， Boman J， et al. Standardizing Chlamydia pneumoniae assays： recommendations from the Centers for Disease Control and Prevention （USA） and the Laboratory Centre for Disease Control （Canada）［J］. Clin Infect Dis， 2001， 33（4）：492-503.

［15］ Miyashita N， Ouchi K， Kawasaki K， et al. Evaluation of enzymelinked immunosorbent assay for Chlamydophila pneumoniaespecific immunoglobulin M in acute respiratory tract infection［J］. Respirology， 2008， 13（2）：299-302.

［16］ Zhou Z， Wu YM， Chen LL， et al. Development and evaluation of a MAb-based ELISA for detection of Chlamydophila pneumoniae infection with variable domain 2 and 3 of the major outer membrane protein［J］. Biomed Environ Sci， 2012， 25（6）：690-696.

［17］ de Ory F， Guisasola ME， Coccola F， et al. Evaluation of an automated complement-fixation test （Seramat） for diagnosis of acute respiratory infections caused by viruses and atypical bacteria ［J］. Clin Microbiol Infect， 2004， 10（3）：220-223.

［18］ 代继宏，符州. 肺炎衣原体肺炎的发病机制及实验室诊断［J］.实用儿科临床杂志，2009，24（16）：1220-1222.

［19］ Persson K， Boman J. Comparison of five serologic tests for diagnosis of acute infections by Chlamydia pneumoniae［J］. Clin Diagn Lab Immunol， 2000， 7（5）：739-744.

［20］ Saikku P， Leinonen M， Mattila K， et al. Serological evidence of an association of a novel Chlamydia， TWAR， with chronic coronary heart disease and acute myocardial infarction［J］. Lancet， 1988，2（8618）：983-986.

［21］ Rosenfeld ME， Campbell LA. Pathogens and atherosclerosis： update on the potential contribution of multiple infectious organisms to the pathogenesis of atherosclerosis［J］. Thromb Haemost， 2011，106（5）：858-867.

［22］ Borel N， Pospischil A， Dowling RD， et al. Antigens of persistent Chlamydia pneumoniae within coronary atheroma from patients undergoing heart transplantation［J］. J Clin Pathol， 2012，65（2）：171-177.

［23］ Hahn DL， Schure A， Patel K， et al. Chlamydia pneumoniaespecific IgE is prevalent in asthma and is associated with disease severity［J］. PLoS One， 2012， 7（4）：e35945.

［24］ Atar S， Tolstrup K， Cercek B， et al. Chlamydia pneumoniae antibody titers and cardiac calcifications： a cross-sectional serological-echocardiographic correlative study［J］. Isr Med Assoc J， 2007， 9（7）：517-520.

［25］ Hilden J， Lind I， Kolmos HJ， et al. Chlamydia pneumoniae IgG and IgA antibody titers and prognosis in patients with coronary heart disease： results from the CLARICOR trial［J］. Diagn Microbiol Infect Dis， 2010， 66（4）：385-392.

［26］ Frikha-Gargouri O， Znazen A， Gdoura R， et al. Usefulness of enzyme linked immunosorbent assays species specific in the detection of Chlamydia trachomatis and Chlamydophila pneumoniae IgG antibodies in patients with genital infections or respiratory tract infections［J］. Pathol Biol （Paris）， 2008， 56（3）：143-147.

［27］ Miyashita N， Akaike H， Teranishi H， et al. Chlamydophila pneumoniae serology： cross-reaction with Mycoplasma pneumoniae infection［J］. J Infect Chemother， 2013， 19（2）：256-260.

［28］ Boman J， Allard A， Persson K， et al. Rapid diagnosis of respiratory Chlamydia pneumoniae infection by nested touchdown polymerase chain reaction compared with culture and antigen detection by EIA ［J］. J Infect Dis， 1997， 175（6）：1523-1526.

［29］ Cho MC， Kim H， An D， et al. Comparison of sputum and nasopharyngeal swab specimens for molecular diagnosis of Mycoplasma pneumoniae， Chlamydophila pneumoniae， and Legionella pneumophila［J］. Ann Lab Med， 2012， 32（2）：133-138.

［30］ Tondella ML， Talkington DF， Holloway BP， et al. Development and evaluation of real-time PCR-based fluorescence assays for detection of Chlamydia pneumoniae［J］. J Clin Microbiol， 2002，40（2）：575-583.

［31］ Apfalter P， Barousch W， Nehr M， et al. Comparison of a new quantitative ompA-based real-time PCR TaqMan assay for detection of Chlamydia pneumoniae DNA in respiratory specimens with four conventional PCR assays［J］. J Clin Microbiol， 2003，41（2）：592-600.

［32］ 李丹，李静宜，董艳青，等.利用环介导等温扩增技术检测儿童咽拭子标本中肺炎支原体［J］. 山东大学学报（医学版），2014，52（10）：55-60.

［33］ Kawai Y， Miyashita N， Kishi F， et al. Development and evaluation of a loop-mediated isothermal amplification method for the rapid detection of Chlamydophila pneumoniae［J］. Eur J Clin Microbiol Infect Dis， 2009， 28（7）：801-805.

［34］ Miyashita N， Matsumoto A， Niki Y， et al. Evaluation of the sensitivity and specificity of a ligase chain reaction test kit for the detection of Chlamydia trachomatis［J］. J Clin Pathol， 1996，49（6）：515-517.

［35］ Kumar S， Hammerschlag MR. Acute respiratory infection due to Chlamydia pneumoniae： current status of diagnostic methods［J］. Clin Infect Dis， 2007， 44（4）：568-576.

［36］ Thurman KA， Warner AK， Cowart KC， et al. Detection of Mycoplasma pneumoniae， Chlamydia pneumoniae， and Legionella spp. in clinical specimens using a single-tube multiplex real-time PCR assay［J］. Diagn Microbiol Infect Dis， 2011， 70（1）：1-9.

［37］ Kerdsin A， Uchida R， Verathamjamrus C， et al. Development of triplex SYBR green real-time PCR for detecting Mycoplasma pneumoniae， Chlamydophila pneumoniae， and Legionella spp. without extraction of DNA［J］. Jpn J Infect Dis， 2010， 63（3）：173-180.

［38］ Gnarpe J， Lindquist L. A new DIG-PCR-EIA method for the detection of Chlamydia pneumoniae DNA in clinical samples［J］. APMIS， 2000， 108（9）：626-632.

［39］ Sulaiman S， Chong PP， Mokhtarudin R， et al. Comparison of nested and ELISA based polymerase chain reaction assays for detecting Chlamydia trachomatis in pregnant women with preterm complications［J］. Trop Biomed， 2014， 31（1）：36-45.

［40］ 翁琳，杨俊发，柴晓宇，等. LAMP联合基因芯片技术在肺炎衣原体检测中的应用［J］. 中国当代医药，2014，21（27）：4-6.

（2015-11-15 收稿 2015-12-29 修回）

（责任编委 李 军 本文编辑 卢福昱）

［文献标志码］［中国图书资料分类号］ R374 A

［文章编号］1007-8134（2016）03-0180-05

*Corresponding author， E-mail： xindl48@126.com

［基金项目］北京市科技计划课题（Z131100004013029）；首都卫生发展科研专项重大项目（首发2011-2009-05）

［作者单位］100050 北京，首都医科大学附属北京友谊医院 北京热带医学研究所 热带病防治研究北京市重点实验室（胡文娟、郭东星、辛德莉）

［通讯作者］辛德莉，E-mail∶ xindl48@126.com

Development of laboratory diagnosis technology of Chlamydia pneumoniae

HU Wen-juan， GUO Dong-xing， XIN De-li*
Beijing Key Laboratory for Research on Prevention and Treatment of Tropical Disease，Beijing Tropical Medicine Research Institute， Beijing Friendship Hospital， Capital Medical University， Beijing 100050， China

［Abstract］Chlamydia pneumoniae （Cpn）， as one of the most common atypical pathogens of acute respiratory tract infection，may cause pneumonia， bronchitis， pharyngitis and so on， and it may also be related to extrapulmonary diseases such as atherosclerosis，endocarditis and coronary disease， and lead to multi-system and multi-organ failure in some severe cases. Cpn infection occurs worldwide， and can be epidemic in certain regions. However， due to lack of characteristics of clinical manifestations， the diagnosis of Cpn infection is confirmed by laboratory testing results additionally. Therefore， the experts and scholars at home and abroad pay close attention to modifying diagnosis technology， trying to find methods for fast and accurate diagnosis at early stage of infection. This article provides an overview of the development and application value of laboratory diagnosis technology of Cpn.

［Key words］Chlamydia pneumoniae； respiratory tract infections； diagnostic techniques and procedures； review