阿特拉津污染胁迫对典型细菌DNA损伤研究

张 颖，鲁莹莹，姜 昭，单德鑫，曹 博，Kehinde O.Erinle

（东北农业大学资源与环境学院，哈尔滨 150030）

阿特拉津污染胁迫对典型细菌DNA损伤研究

张 颖，鲁莹莹，姜 昭，单德鑫，曹 博，Kehinde O.Erinle

（东北农业大学资源与环境学院，哈尔滨 150030）

采用随机扩增多态性DNA标记（RAPD）方法，研究阿特拉津浓度为0、25、50、75、100和125 mg·L-1污染胁迫条件下对阿特拉津高效降解菌Arthrobacter sp.DNS10和Acinetobacter sp.DNS32与非阿特拉津降解菌Escherichia coli K12和Micrococcus luteus N19生长影响及基因组DNA损伤情况。结果表明，在阿特拉津污染胁迫24 h后，随阿特拉津浓度增高，Escherichia coli K12和Micrococcus luteus N19生长速度受抑制强度逐渐明显。利用随机引物对上述四种细菌基因组DNA进行PCR扩增。结果表明，菌株Escherichia coli K12和Micrococcus luteus N19处理组与对照组之间RAPD指纹图谱存在明显差异，在阿特拉津浓度为100 mg·L-1时，基因组模板稳定性（GTS）分别降至52.3%和61.2%。同一浓度下，阿特拉津降解菌Acinetobacter sp.DNS32基因组模板稳定性为82.9%，Arthrobacter sp. DNS10基因组模板稳定性为92.1%。研究表明，阿特拉津胁迫对Escherichia coli K12和Micrococcus luteus N19基因组DNA产生损伤；阿特拉津降解菌Arthrobacter sp.DNS10和Acinetobacter sp.DNS32对阿特拉津胁迫有较高耐受性，适于阿特拉津降解。

随机扩增多态性DNA；阿特拉津；细菌；基因毒理效应；DNA损伤

网络出版时间2015-4-30 14:44:00 [URL]http://www.cnki.net/kcms/detail/23.1391.S.20150430.1444.012.html

张颖,鲁莹莹,姜昭,等.阿特拉津污染胁迫对典型细菌DNA损伤研究[J].东北农业大学学报,2015,46(5):60-67.

Zhang Ying,Lu Yingying,Jiang Zhao,et al.Application of RAPD to detect atrazine induced DNA damage in typical bacterial cells[J].Journal of Northeast Agricultural University,2015,46(5):60-67.(in Chinese with English abstract)

阿特拉津（Atrazine），是三氮苯类除草剂，常用于清除玉米、高粱、甘蔗和果园等作物中禾本科杂草和阔叶杂草。由于价格便宜，操作简便，而迅速推广和广泛使用。我国于20世纪70年代开始使用阿特拉津。对阿特拉津需求量不断增加[1]。阿特拉津在环境中迁移速度快、难降解，在环境中可存在长达457周[2]。对土壤、水体大气及各类生态系统造成严重污染。

阿特拉津分子结构中含1个氯原子，导致其对生物产生毒性作用，影响动植物生长、繁殖[3-5]。近年来阿特拉津生态毒理学研究受到广泛关注，揭示其环境行为及制毒机制，通过对不同动植物研究表明，阿特拉津影响生物体蛋白质合成、DNA链断裂、脂肪酸组成改变等[6-7]。然而，针对阿特拉津对微生物产生的毒理效应研究鲜见。

随机扩增多态性DNA标记（RAPD）技术由美国科学家Wiliams和Welsh于1990年分别研究提出[8-9]。RAPD技术是建立在PCR技术基础上的分子标记手段，以单随机多态核苷酸序列（通常为10个碱基对）为引物，对基因组DNA进行扩增，RAPD扩增结果能反映出基因组相应区域的DNA特性，当基因组DNA序列发生变化后，使引物结合位点发生改变，而产生不同指纹图谱[10-11]，因此生物基因组DNA受环境污染物胁迫影响情况通过RAPD技术检验。近年来，RAPD技术已广泛应用于环境污染物对动物、植物和微生物DNA损伤检测和遗传毒性分析[12-17]。

Escherichia coli K12（E.coli K12）和Micrococcus luteus N19（M.luteus N19）分别是革兰氏阴性菌与革兰氏阳性菌代表，近年来广泛应用于微生物生态毒理学研究[18]。本研究采用RAPD技术，研究不同阿特拉津污染胁迫对典型细菌生长状况及基因组DNA影响，分析四种细菌基因组DNA损伤情况以及基因组DNA模板稳定性，考查阿特拉津对典型细菌DNA损伤情况，揭示阿特拉津对细菌的毒理效应；以及阿特拉津降解菌Arthrobacter sp.DNS10 （DNS10）和Acinetobacter sp.DNS32（DNS32）对阿特拉津耐受程度，通过比较进一步了解阿特拉津降解菌DNS10和DNS32实际应用前景。

1 材料与方法

1.1 材料

本试验所用E.coli K12和M.luteus N19为东北农业大学环境污染控制与修复研究室保藏菌种，对阿特拉津无降解能力；DNS10和DNS32是前期实验室筛选出的阿特拉津降解菌[19-20]。

1.2 培养液

利用传统的LB培养液开展相关试验，每升LB培养液中含酵母膏5 g，蛋白胨10 g，NaCl 10 g，蒸馏水1 000 mL。调节培养pH 7.0，121℃灭菌30 min。冷却后待用。

1.3 方法

1.3.1 试验设计

将供试菌株E.coli K12、M.luteus N19、DNS10 和DNS32接入30 mL LB培养基中，于30℃，120 r·min-1条件下进行预培养12 h，离心收集上述四种供试菌株菌体细胞，重悬于无菌蒸馏水中，利用紫外分光光度计（TU-1800 SPC，北京普析）调节菌液OD600值为0.9。按1%（V/V）接种量接种到新液体LB培养基中，加入适量阿特拉津（纯度≥97%，山东省农药研究中心）丙酮溶液，使其在培养液中阿特拉津浓度分别为25、50、75、100和125 mg·L-1，同时设不添加阿特拉津的样品为空白处理，每个浓度处理设3组重复，将上述所用样品于30℃，120 r·min-1条件下继续培养，分别在阿特拉津加入后24 h取样，进行基因组DNA提取。

1.3.2 细菌生长情况测定

测定600 nm波长下培养液吸光值，即OD600。

1.3.3 细菌DNA提取

细菌总DNA提取采用CTAB法进行：取1.5 mL菌液，10 000 r·min-1离心10 min，去上清液；加入500 μL TE悬浮菌体，37℃水浴15 min。加入30 μL SDS（10%），3 μL蛋白酶K（20 μg·mL-1），混匀37℃水浴1 h，加入100 μL NaCl（5 mol·L-1），8 μLCTAB/NaCl溶液，混匀，65℃水浴10 min，用等体积酚∶氯仿∶异戊醇（25∶24∶1）抽提2次，加500 μL异丙醇，颠倒混匀，-20℃静止20 min，10 000 r·min-1离心5 min，DNA沉淀用70%乙醇漂洗后，晾干，溶解于50 μL TE，加入1 μL RNase。37℃水浴30 min。0.6%琼脂糖凝胶电泳（JY1000C电泳仪，北京君意东方电泳设备有限公司）进行检测，-20℃保存。

1.3.4 RAPD分析

借助PCR仪（东胜龙PCR仪，北京东胜创新生物科技有限公司）对上述不同处理条件下培养菌株基因组DNA进行RAPD分析。RAPD反应体系采用25 μL体系，体系包括：2 μL DNA模板、2 μL引物（10 mmol·L-1）、0.5 μL dNTPs（10 μmol·L-1）、2.5 μL 10×Taq Buffer（500 mmol·L-1Tris-HCl；100 mmol·L-1KCl；15 mmol·L-1MgCl2；1%Tritonx-100）、0.6 μL Taq DNA聚合酶（2.5 U·μL-1）和17.4 μL ddH2O。反应程序为：94℃预变性5 min，94℃变性1 min，37℃退火40 s，72℃延伸90 s，40个循环，最后在72℃充分延伸10 min。反应产物用1%琼脂糖凝胶电泳分离，溴化乙锭EB染色，凝胶数码成像系统（Gel DOCTMXR+，美国BioRad）检测。

本试验所用引物购自上海生物工程技术有限公司，用40个S系列引物对四种细菌基因组DNA进行扩增，筛选出10条能扩增出带型清晰、重复性好的引物进行正式试验（见表1）。

表1 试验所筛选的随机引物序列Table 1 Sequences of 10 primers used in this experiment

1.3.5 基因组模板稳定性

基因组模板稳定性（GTS，%）可定性衡量RAPD图谱的变化趋势。基因组DNA模板稳定性计算公式为GTS（%）=（1-a/n）×100%。其中“a”是处理产生的多态性条带，即与对照组相比缺失或增加的条带，“n”是在对照组总条带的数目[21]。

2 结果与分析

2.1 阿特拉津污染胁迫对典型细菌生长速度的影响

通过测定OD600反映细菌生长情况如图1所示，在阿特拉津污染胁迫条件下，菌株E.coli K12 和M.luteus N19生长速度低于阿特拉津降解菌DNS10和DNS32，并且OD600随阿特拉津浓度增加呈下降趋势。而阿特拉津降解菌在阿特拉津浓度为125 mg·L-1污染胁迫下，生长速度与无阿特拉津组相比变化不大。此结果说明阿特拉津降低菌株E.coli K12和M.luteus N19生长速度，并且与阿特拉津污染胁迫浓度呈正相关效应，而即使在阿特拉津浓度为125 mg·L-1条件下，对菌株DNS10和DNS32生长速度影响不大。

图1 四种细菌在阿特拉津污染胁迫下的生长情况Fig.1 Atrazine induced growth inhibition of four kinds of tested strains

2.2 典型细菌基因组DNA随机扩增多态性分析

2.2.1 菌株DNS10基因组多态性分析

将所得电泳图片用软件Quantity one 4.6.2进行分析结果显示，在无阿特拉津添加条件下（对照处理），菌株DNS10基因组DNA共扩增出63个RAPD条带，分子大小从158 bp（S236）到3 545 bp （S43）。阿特拉津胁迫浓度为25 mg·L-1处理组，DNS10基因组DNA的RAPD谱带在数目上与对照相比，无明显变化，在所选取的10个引物中，仅引物S236新增1条2 285 bp谱带。在阿特拉津浓度为50、75、100和125 mg·L-1处理下，各产生5条多态性条带（与对照相比增加或减少的谱带，a+b），总谱带变化（a+b+c+d），分别为28、30、26和28。此结果说明，在一定阿特拉津污染浓度范围内，菌株Arthrobacter sp.DNS10基因组DNA多态性较稳定。

2.2.2 菌株DNS32基因组多态性分析

将对照组Acinetobacter sp.DNS32基因组DNA进行RAPD扩增，10个引物共扩增出70条谱带，条带分子大小为146 bp（S205）～2 939 bp（S261）。阿特拉津污染胁迫浓度为25、50、75、100和125 mg·L-1，产生多态性条带分别为3、7、9、12和13，基因组发生变化的总谱带数目分别为24、28、31、31和40条，均随阿特拉津污染胁迫浓度增大而逐渐增多，呈正相关效应。

2.2.3 菌株E.coli K12基因组DNA多态性分析

将菌株对照组E.coli K12基因组DNA进行RAPD扩增，10个引物共扩增出67条谱带，分子大小为116 bp（S205）～3 204 bp（S2045）。如表2所示，阿特拉津污染胁迫下E.coli K12基因组DNA的RAPD指纹图谱在条带数目及强度方面均发生明显变化。与对照组相比，随阿特拉津浓度升高，RAPD扩增得到的多态性谱带呈先增高后降低趋势，且在100 mg·L-1时达到最大。在试验所选的5个浓度梯度下，产生的多态性条带分别为19、19、24、29和28条。同时可以看出，基因组发生变化的总谱带数目也随阿特拉津处理浓度增大而逐渐增多，呈正相关效应。表明随阿特拉津浓度升高对大肠杆菌基因组DNA的损伤效果逐渐增强。经研究发现，与对照组相比，不同阿特拉津浓度污染胁迫下，经10条引物扩增后，消失的条带数均多于增多的条带数。由此得出阿特拉津污染胁迫造成菌株E.coli K12基因组DNA损伤，降低基因丰富度。

表2 阿特拉津污染胁迫下E.coli K12基因组DNA的多态性变化Table 2 Change of DNA polymorphism of genome in E.coli K12 under atrazine

对阿特拉津污染胁迫条件下E.coli K12产生的RAPD多态性谱带分子大小进行分析（见表3）。在阿特拉津浓度为25和50 mg·L-1胁迫条件下，10条引物扩增后虽然产生相同数目的多态性条带，但产生条带的引物及条带分子大小存在差异。由此可知，不同引物可以检测出DNA一级结构上不同位点损伤。并且新增条带分子大小＞1 000 bp的条带居多，尤其在浓度为100 mg·L-1时，在所增加的12条谱带中，仅有引物S247扩增出1条532 bp谱带，其他11条谱带分子大小均在1 000 bp以上。

表3 E.coli K12基因组DNA的RAPD多态性谱带及其谱带的分子大小Table 3 Molecular sizes（base pair,bp） of appearance and disappearance of bands in atrazine treated E.coli K12

2.2.4 M.luteus N19基因组DNA多态性分析

将对照组进行RAPD扩增，10个引物共扩增出69条谱带，分子大小为105 bp（S8）～3 792 bp（S236），在阿特拉津浓度为25 mg·L-1时，与对照组相比，新增条带数目与消失条带数目相等。当浓度升高到50和75 mg·L-1时，新增条带数目均高于消失条带数目，继续提高阿特拉津浓度为100和125 mg·L-1时，新增条带数目低于消失条带数目，同时在阿特拉津浓度为100 mg·L-1时，多态性条带数目最多为26条。在总变化谱带方面，5个处理组分别为36、50、54、55和59条，呈现剂量-效应关系。不同引物RAPD扩增结果见表4。

对阿特拉津污染胁迫条件下M.luteus N19产生的RAPD多态性谱带分子大小进行分析（见表5），不同浓度阿特拉津胁迫下，产生或缺失条带分子大小相似度较高，且分布无规律。

表4 阿特拉津污染胁迫下M.luteus N19基因组DNA的多态性变化Table 4 Change of DNA polymorphism of genome in M.luteus N19 under atrazine

表5 M.luteus N19基因组DNA的RAPD多态性谱带及其谱带分子大小Table 5 Molecular sizes(base pair,bp)of appearance and disappearance of bands in atrazine treated M.luteus N19

2.3 基因组模板稳定性

经分析计算基因组模板稳定性得到结果为，DNS10为98.4%（25 mg·L-1）和92.1%（50、75、100 和 125 mg·L-1）； DNS32为 95.7%、90.0%、87.1%、82.9%和81.4%；E.coli K12为71.7%、74.6%、61.2%、52.3%和58.2%；M.luteus N19为79.1%、65.7%、68.7%、61.2%和68.7%。由此可见，E.coli K12和M.luteus N19基因组DNA损伤最严重发生在阿特拉津浓度为100 mg·L-1情况下，并且革兰氏阴性菌E.coli K12 DNA受损伤程度高于革兰氏阳性菌M.luteus N19。

由图2可知，阿特拉津污染胁迫并未对阿特拉津降解菌DNS10和DNS32产生明显的DNA损伤，在所测阿特拉津浓度范围内，二者基因组模板稳定性均在80%以上，并且DNS10稳定性高于DNS32。

图2 Arthrobacter sp.DNS10、Acinetobacter sp.DNS32、E.coil K12和M.luteus N19基因组DNA稳定性Fig.2 Comparison of genomic DNA template stability of four bacteria exposed to different atrazine concentration

3 讨论与结论

本研究发现，经不同浓度阿特拉津污染胁迫后，E.coli K12和M.luteus N19生长速度受抑制，四种细菌RAPD谱带均发生变化，通过计算四种细菌基因组稳定性，证明阿特拉津污染胁迫造成E. coli K12和M.luteus N19毒害作用并产生基因组DNA损伤。

Liu等研究重金属镉污染对大麦种子基因组DNA的影响，分析认为多态性条带产生有以下几种原因：①引物结合位点DNA损伤或DNA聚合酶与损伤DNA间相互作用。②由于遗传重组导致寡聚核苷酸引物结合位点改变。③DNA结构改变（碱基丢失、突变或同源重组）后新的DNA序列成为引物的新结合位点，导致新条带出现[22]。Atienzar等研究认为，新增条带也可能与自身DNA损伤程度、修复和复制有关[23]。研究发现，在处理组与对照组存在许多共有条带，耿芳在研究铀尾矿浸出液对斑马鱼DNA损伤的RAPD分析中将其称为特征性条带，并认为其代表斑马鱼群体DNA共同特征[24]。Theodorakis等通过对核素胁迫下蚊鱼DNA损伤研究将RAPD指纹图谱中出现频率很高的谱带，称为污染指示带，并通过Southern杂交分析认为，污染指示带在序列和长度上保守[25]。

本研究表明，阿特拉津污染胁迫造成E.coli K12 和M.luteus N19生长速度缓慢及基因组DNA损伤，早期研究表明阿特拉津污染胁迫可诱导细菌产生氧化应激反应，导致菌体代谢失衡[26]。由此可见，E. coli K12和M.luteus N19在阿特拉津污染胁迫条件下，通过产生过多的活性氧自由基造成DNA损伤，产生遗传毒性。本研究揭示阿特拉津降解菌Arthro⁃bacter sp.DNS10和Acinetobacter sp.DNS32在阿特拉津胁迫条件下，仍具有较高生长速度和基因组稳定性。证明阿特拉津降解菌Arthrobacter sp.DNS10 和Acinetobacter sp.DNS32适于对阿特拉津污染土壤生物修复，应用前景良好。

[1] 陈建军,何月秋,祖艳群,等.除草剂阿特拉津的生态风险与植物修复研究进展[J].农业环境科学学报,2010,29(增):289-293.

[2] Cohen,S Z,Creeger,S M,Carsel,R F,et al.Potential pesticide contamination of groundwater from agricultural uses[C]//Krueger R,Sciber J(Eds.).Treatment and disposal of pesticide waste. Washington D C:American Chemical Society,1984.

[3] Hayes T B,Collins A C,Lee M,et al.Hermaphroditic demasculin⁃ized frogs after expose to the herbicide atrazine at low ecologically relevant doses[J].Proc Natl Acad Sci USA,2002,99(8):5476-5480.

[4] Dodson S I,Merritt C M,Shannahan J P,Low exposure concentra⁃tion of atrazine increase mail production in Daphnia pukicaria[J]. Environ Toxic Chem,1999,18(7):1568-1573.

[5] El-Sheekh M M,Kotkat H M,Hammouda O H F.Atrazine herbi⁃cide on growth,photosynthesis,protein synthesis,and fatty acid composition in the uniceller green algae Chlorella Kessleri[J].Ec⁃toxicol Environ Safty,1994,29:319-358.

[6] Song Y,Zhu L S,Wang J,et al.DNA damage and effects on anti⁃oxidative enzymes in earthworm(Eisenia foetida)induced byatra⁃zine[J].Soil Biol Biochem,2009,41(5):905-909.

[7] Ventura B C,de Angelis D F,Marin-Morales M A.Mutagenic and genotoxic effects of the atrazine herbicide in Oreochromis ni⁃loticus(Perciformes,Cichlidae)detected by the micronuclei test and the comet assay[J].Pestic Biochem Physiol,2008,90(1): 42-51.

[8] Williams J G,Kubelik A R,Livak K J,et al.DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers[J]. Nucleic Acids Research,1990,18:6531-6535.

[9] Welsh,J,McClelland M.Fingerprinting genomes using PCR with arbitrary primers[J].Nucleic Acids Research,1990,18:7213-7218.

[10] Atienzar F A,Venier,P,Jha,A N,et al.Evaluation of the random amplified polymorphic DNA(RAPD)assay for the detection of DNA damage and mutations[J].Mutation Research,2002,521 (1-2):151-163.

[11] Liu W,Yang Y S,Zhou Q X.Risk assessment of cadmium-con⁃taminated soil on plant DNA damage using RAPD and physiologi⁃cal indices[J].Journal of Hazardous Materials,2009,161: 878-883.

[12] 周启星,孔繁翔,朱琳,等.生态毒理学[M].北京:科学出版社, 2004:123-124.

[13] Liang Z,Li J,Li X,et al.Use of RAPD to detect DNA damage induced by nitrofurazone in marine ciliate,Euplotes vannus(Proto⁃zoa,Ciliophora)[J].Aquatic Toxicology,2011,103:225-232.

[14] Castaño A,Becerril C.In vitro assessment of DNA damage after short-and long-term exposure to benzo(a)pyrene using RAPD and the RTG-2 fish cell line[J].Mutation Research,2004,552 (1-2):141-151.

[15] 孙梨宗,刘宛,马珊珊,等.镉诱导拟南芥幼苗DNA损伤[J].生态学杂志,2012,31(9):2237-2343.

[16] 张义贤,李向科.Cr6+污染致大麦幼苗基因组DNA损伤效应的研究[J].农业环境学报,2008,27(2):430-434.

[17] 张艳菊,张宏伟,秦智伟,等.黄瓜霜霉菌毒性及分子多态性分析[J].东北农业大学学报,2010,41(2):25-30.

[18] Bejerano G,Haussler D,Blanchette M.Into the heart of darkness: Large-scale clustering of human non-coding DNA[J].Bioinfor⁃matics,2004,20:140-148.

[19] 姜昭.阿特拉津降解菌群DNC5特征及固定化酶修复污染土壤的研究[D].哈尔滨:东北农业大学,2012.

[20] 郭火生,王志刚,孟东芳,等.阿特拉津降解菌株DNS32的降解特性及分类鉴定与降解途径研究[J].微生物学通报,2012,39 (9):1234-1241.

[21] Luceri C,Filippo C,Caderni G,et al.Detection of somatic DNA alterations in azoxymethane-induced F344 rat colon tumors by random amplified polymorphic DNA analysis[J].Carcinogenesis, 2000,21(9):1753-1756.

[22] Liu W,Li P J,Qi X M,et al.DNA changes in barley(Hordeum vulgare)seedlings induced by cadmium pollution using RAPD analysis[J].Chemosphere,2005,61:158-167.

[23] Atienzar F A,Jha A N.The random amplified polymorphic DNA (RAPD)assay and related techniques applied to genotoxicity and carcinogenesis studies:A critical review[J].Mutation Research, 2006,613(2-3):76-102.

[24] 耿芳.铀尾矿浸出液对斑马鱼DNA损伤研究[D].衡阳:南华大学,2012.

[25] Theodorakis C W,Shugart L.Genetic ecotoxicology.Ⅱ:Popula⁃tion genetic structure in mosquitofih exposed in situ to radionu⁃clides[J].Ecotoxicology,1997(6):335-354.

[26] 张颖,孟东芳,王志刚,等.Acinetobacter lwoffii DNS32对阿特拉津污染的氧化应激响应[J].东北农业大学学报,2014,45(1): 65-69.

Application of RAPD to detect atrazine induced DNA damage in typical bacterial cells

ZHANG Ying,LU Yingying,JIANG Zhao,SHAN Dexin,CAO Bo,

Kehinde O.Erinle(School of Resource and Environmental Sciences,Northeast Agricultural University, Harbin 150030,China)

The random amplified polymorphic DNA(RAPD)assay was used to detect the DNA damage induced by different concentrations of atrazine(0-125mg·L-1)inArthrobactersp.DNS10(DNS10), Acinetobactersp.DNS32(DNS32),Escherichia coliK12(E.coliK12)andMicrococcus luteusN19(M. luteusN19),respectively.DNS10 and DNS32 which were isolated from soil could degrade atrazine effectively.The results revealed a reduction in viability ofE.coliK12 andM.luteusN19 with increasing atrazine concentration.Among the 40 test RAPD primers used in this study,only 10 primers obtained specific and stable polymorphic band for all the bacteria.The changes occurring in RAPD profiles ofE.coli K12 andM.luteusN19 exposed to atrazine included variation in band intensity,loss of normal bands and appearance of new bands compared with the control bacteria.The genomic template stability(GTS)ofE. coliK12 andM.luteusN19 were 52.3%and 61.2%with the atrazine concentration of 100 mg·L-1.At the same concentration GTS was 82.9%of DNS32,92.1%of DNS10.The results demonstrated that atrazinecaused DNA damage inE.coliK12 andM.luteusN19.Atrazine-degrading bacteria DNS10 and DNS32 had relatively high tolerance to atrazine stress,suitable for the bio-degradation of atrazine.

random amplified polymorphic DNA(RAPD);atrazine;bacteria;genotoxicity;DNA damage

S828.5

A

1005-9369（2015）05-0060-08

2014-04-08

国家科技重大专项（2012ZX07201003）

张颖（1972-），女，教授，博士，博士生导师，研究方向为环境污染的生物修复。E-mail:zhangyinghr@hotmail.com