祁连山不同植被类型土壤微生物群落多样性差异

朱平,陈仁升*,宋耀选,刘光琇,陈拓,张威

(1.中国科学院黑河上游生态水文试验研究站, 甘肃 兰州730000；2.中国科学院寒区旱区环境与工程研究所,甘肃 兰州 730000)



祁连山不同植被类型土壤微生物群落多样性差异

朱平1,2,陈仁升1,2*,宋耀选1,2,刘光琇2,陈拓2,张威2

(1.中国科学院黑河上游生态水文试验研究站, 甘肃 兰州730000；2.中国科学院寒区旱区环境与工程研究所,甘肃 兰州 730000)

土壤微生物是土壤生态系统的重要组成部分，在生态系统物质循环和能量转化中占有重要的地位。以祁连山中段不同海拔的4种植物群落，即垫状植被(cushion plants, CP)、高寒草甸(alpine meadow, AM)、沼泽化草甸(swamp meadow, SM)和高寒灌丛(alpine shrub, AS)作为实验样地，采用BIOLOG技术，探讨了土壤微生物群落多样性在不用海拔梯度形成的植被条件下的变化特征。结果表明，反映微生物活性的平均颜色变化率(average well color development, AWCD)的大小顺序为：沼泽化草甸>高寒草甸>高寒灌丛>垫状植被，沼泽化草甸土壤微生物群落代谢活性最高；高寒草甸和沼泽化草甸土壤微生物群落碳源利用模式相似，土壤微生物群落的Shannon-Wiener物种丰富度指数(H)与土壤有机碳和全氮显著相关(P<0.05)，Simpson优势度指数(D)和McIntosh 指数(U)与土壤全氮显著相关(P<0.05)；冗余分析表明，土壤有机碳、pH和全氮可能是土壤微生物利用碳源的控制因子。研究结果为进一步探讨高寒草甸与土壤微生物之间的关系奠定了基础。

祁连山；土壤微生物；Biolog；群落多样性

土壤微生物群落多样性是理解生态系统过程的核心内容之一，参与土壤碳氮循环及土壤有机质矿化，在生态系统能量流动和物质循环中扮演着重要角色[1-3]。微生物群落的定量描述是当前微生物学家面临的艰巨任务之一，BIOLOG氧化还原技术以群落水平碳源利用类型为基础，为研究土壤微生物群落多样性提供了一种简单、快速的方法[4]。由于不同类群的土壤微生物群落利用碳源能力不同，因此不同的碳源利用模式即可表征微生物群落的差异[5]。虽然BIOLOG方法有一定的局限性，但其弥补了传统培养法、生物标记法和各种分子生物学方法无法获得的有关微生物群落总体活性和代谢功能信息的不足。因此，环境微生物群落研究具有非常重要的理论和应用价值[2,4]。

祁连山地处亚欧大陆中心，位于青藏、蒙新、黄土三大高原的交汇地带，属西北高寒、干旱半干旱地区，自然资源丰富，形成了复杂的生态系统[6]。祁连山发育了石羊河、黑河、疏勒河等水系，但由于气候变化和人类活动，景观格局发生了显著变化，森林和草地发生退化[7-8]。目前，祁连山土壤微生物研究主要集中在土壤微生物数量分布特征[9-10]、功能群落数量动态[11-12]、16rRNA基因序列分析[13]和土壤微生物生物量及酶[14]等方面，但对不同海拔梯度形成的不同植被类型条件下土壤微生物群落多样性方面进行的研究较少。

高寒草甸生态系统极其脆弱，对气候变化非常敏感，其生态系统服务对人类利用自然资源有重要影响[15-16]。因不同的地形部位、土壤温度、湿度、水文等因素的综合作用，使高寒草甸在不同部位形成金露梅(Potentillafruticosa)灌丛草甸、矮嵩草(Kobresiahumilis)草甸、沼泽化藏嵩草(Kobresiatibetica)草甸等植被类型，在高寒生态系统中扮演着重要角色[17-18]。本文选择中国科学院黑河上游生态水文试验站(简称祁连站)具有典型代表性的草甸和垫状植被为对象，探讨不同海拔植被下土壤微生物群落的多样性差异，确定不同植被类型条件下土壤微生物对不同碳源类型利用强度，明确土壤微生物群落研究中培养基的选择，其结果可为揭示不同海拔植被条件下土壤微生物学过程提供基础数据。

1 材料与方法

1.1 研究区概况

研究区位于祁连山中部托勒南山阴坡葫芦沟区域内，地理位置为38.16° N, 99.52° E，研究区内布设有标准气象场，研究站大本营海拔2980 m处，年平均气温为0.2℃，最低气温-18.4℃，最高气温19.0℃，年降水量400～800 mm，为典型大陆性高寒山区气候。选择祁连山托勒南山阴坡土壤为本研究试验区，研究区内海拔2960～4820 m，跨度1860 m，垂直景观梯度分异明显[19]。植被类型较为丰富，高寒嵩草草甸占优势。主要土壤类型为高山草甸土、高山灌丛草甸土、沼泽土和寒漠土，植被类型主要有高寒草甸、高寒灌丛、沼泽化草甸和垫状植被。植被群落结构简单，生长期短，生产力较低。

1.2 样地设置和取样方法

以植被特征为依据，选择具有代表性的金露梅和高山柳(Salixcupularis)为主要优势种的高寒灌丛(alpine shrub, AS)；藏嵩草、矮嵩草和线叶嵩草(Kobresiacapillifolia)为优势种，伴生种为早熟禾(Poaannua)和垂穗披碱草(Elymusnutans)的沼泽化草甸(swamp meadow, SM)；小嵩草(Kobresiapygmaea)、矮嵩草和藏嵩草为优势种的高寒草甸(alpine meadow, AM)及囊种草(Thylacospermumcaespitosum)、垫状点地梅(Androsacetapete)和水母雪莲(Saussureamedusa)为优势种的垫状植被(cushion plants, CP)为样地。高寒草甸区从海拔3300～4200 m的垂直剖面上，海拔每上升300 m左右选择植被均匀分布的地段设置一个样地，共4个梯度(海拔3300 m,高寒灌丛；海拔3620 m，沼泽化草甸；海拔3890 m，高寒草甸；海拔4160 m，垫状植被)。每个梯度样地内分别设置3个约20 m×20 m的样方作为重复，在每个样方内用直径为4.5 cm的土钻以S型分别采集5个0～20 cm深度的土壤，每个土层混合后约500 g分别装入自封袋封装并做好标记。将土样分为两份：1份土样风干过2 mm筛用于土壤基本理化性质测定；另1份土样实验室4℃冰箱保存用于土壤Biolog培养实验，采样时间为2013年7月。

1.3 测定方法

1.3.1 土壤基本理化性质分析 试验于2013年10月下旬进行，土壤pH采用电位法测定，称取通过2 mm筛孔的风干土样10 g加入25 mL无CO2蒸馏水，液土比为2.5∶1，搅拌1 min，静置30 min后测定；土壤含水量(soil moisture content, SMC)采用烘干法测定，将盛有新鲜土样的铝盒，置于105℃的恒温干燥箱烘6～8 h，烘至恒重；土壤有机碳(soil organic carbon, SOC)采用重铬酸钾氧化-外加热法，称取过0.149 mm筛孔的土样0.1～1.0 g，加入K2Cr2O7和浓硫酸混合液5 mL，油浴加热170～180℃，至溶液沸腾5 min，溶物洗入250 mL三角瓶中，使总体积控制在60～80 mL，用0.2 mol/L FeSO4滴定，计算有机碳含量；全氮(total nitrogen, TN)采用半微量凯氏法测定，称取过0.149 mm筛孔的土样1 g放入凯氏瓶中，加催化剂和浓硫酸消煮，碱化后把NH3蒸馏出来，用20 g/L H3BO3溶液吸收，然后用0.02 mol/L HCl滴定，计算全氮含量； 然后全磷(total phosphorus, TP)采用酸溶-钼锑抗比色法，称取过0.149 mm筛孔的风干土样0.2 g，加HClO4和HF加热，土壤中含磷矿物及有机磷化合物全部转化为正磷酸盐进入溶液，然后用钼锑抗比色法测定[20]。

1.3.2 土壤微生物群落多样性测定 试验采用Biolog微平板(Biolog EcoPlateTM)作为微生物研究载体。实验前先将待测土壤从冰箱内提前4 h拿出，放置于室温下恢复土壤微生物的活性，称取10 g新鲜土样倒入装有90 mL 0.85%灭菌生理盐水的三角瓶中，200 r/min振荡30 min，使土壤中微生物均匀分散。静止10 min后取5 mL上清液加入0.85%灭菌生理盐水中，重复以上步骤，将溶液稀释1000倍。取10-3上清菌液用8道移液排枪接入Biolog-Eco微平板，放入25℃恒温培养箱培养，每隔12 h读取590和750 nm波长下的吸光值，连续8 d。

单孔的平均颜色变化率(average well color development,AWCD)：AWCD=∑(C590-C750)/31

式中，C为每个有培养基孔的吸光值，31为Biolog-ECO微平板上供试碳源的种类数，C590、C750是指590和750 nm的吸光值[5]。

采用Biolog-ECO 微平板培养96 h的数据进行统计分析，采用Biolog-ECO 微平板孔中吸光值来计算土壤微生物群落多样性指数[21]，计算公式如下：

Shannon-Wiener 指数反映土壤中微生物群落丰富度 (H′)：H′=-∑Pi×lnPi

Simpson指数表征土壤中微生物群落优势度 (D)：D=1-∑(Pi)2

式中，Pi为第i孔的相对吸光值与整个平板相对吸光值总和的比率；ni是第i孔的相对吸光值。

1.4 数据分析

所有数据均为平均值±标准误，采用SPSS 11.5进行统计分析。对数据进行单因素方差分析(one-way ANOVA)，最小显著性差异(LSD)用于数据显著性检验，Pearson相关系数来分析土壤理化性质与土壤微生物群落多样性指数之间的关系。冗余分析(redundancy analysis, RDA)用于土壤微生物代谢指标和理化性质之间的关系，为保证数据满足正态分布及减小异常值对分析结果的影响，对土壤理化性质数据进行log (x+1)转换， 应用排序软件CANOCO 4.5进行分析，显著性水平为 α=0.05。

2 结果与分析

2.1 垂直带土壤理化性质的梯度分布特征

不同海拔梯度内，随着海拔的升高，土壤pH先降低后升高。高山寒漠土pH最大，沼泽土pH最低。海拔梯度3620 m沼泽土土壤含水率最高，土壤含水率平均达到60%；不同海拔植被下土壤含水率差异显著(P<0.05)。土壤有机碳在不同海拔梯度内，寒漠土土壤有机碳含量最低，为21.07 g/kg；高山灌丛草甸土、沼泽土和寒漠土土壤有机碳差异显著(P<0.05)。寒漠土土壤全氮含量与其他3个海拔梯度土壤全氮差异显著 (P<0.05)，沼泽土土壤全氮含量最高。不同海拔梯度植被下，土壤全磷含量差异不显著 (P>0.05)。不同海拔梯度土壤平均碳氮比范围为5.46～11.25，沼泽土和高山草甸土碳氮比较高，寒漠土碳氮比较低(表 1)。

表1 不同植被土壤基本理化性质

同行不同字母表示差异显著(P<0.05)，下同。

Different letters in the same row indicate significant differences atP<0.05, the same below.

2.2 垂直带不同海拔梯度土壤微生物平均颜色变化率的动态特征

图1 不同植被下的土壤微生物群落平均颜色变化率随时间的变化Fig.1 AWCD dynamics change with incubation time under four vegetation types

由图1可知，在对微生物培养的24 h内，微生物对底物利用并不明显，在 48 h后微生物对底物利用迅速增加。在培养192 h过程中，高山草甸(AM)和沼泽化草甸(SM)AWCD呈相似的趋势，均高于高寒灌丛(AS)和垫状植被(CP)，而垫状植被AWCD最低。192 h时，沼泽化草甸(SM)平均AWCD达到0.96，而垫状植被平均AWCD为0.22，不同海拔梯度植被类型下， AWCD的大小顺序为：沼泽化草甸>高寒草甸>高寒灌丛>垫状植被。

2.3 不同海拔植被类型土壤微生物群落多样性指数变化

对Biolog-ECO 微平板中的3种土壤微生物群落多样性指数进行分析，结果见表2，沼泽土的土壤微生物群落Shannon指数和Simpson优势度指数均最高。方差分析结果表明，不同海拔梯度形成的不同植被条件下土壤微生物群落的Shannon-Wiener指数和Simpson指数差异不显著(P>0.05)。结合图1，沼泽土土壤微生物活性最强。

表2 土壤微生物群落多样性指数

2.4 不同海拔植被类型土壤微生物群落主成分分析

图2 不同植被类型的土壤微生物群落碳源利用主成分分析Fig.2 Principal component analysis of carbon utilization of soil microbial communities under four vegetation types

对Biolog-ECO 微平板上96 h的31种碳源底物利用情况进行主成分分析。主成分的提取原则是相对应特征值大于1的前m个主成分，据此原则，对土壤碳源底物利用情况共提取4 个主成分，累计贡献率达到91.84%。其中第1主成分(PC1)的贡献率为65.17%，第2主成分(PC2)的贡献率为13.43%。选取前两个主成分进行分析，以PC1为横轴，PC2 为纵轴，以不同海拔植被31种碳源底物利用情况在2个主成分上的得分值为坐标作图，得到土壤微生物碳源利用主成分分析图(图 2)。除高寒灌丛有1点较离散外，其余的点在PC轴上可以分成两类：1)高寒灌丛、垫状植被；2)沼泽化草甸、高寒草甸。在PC1轴上，沼泽化草甸和高寒草甸分布在正方向，高寒灌丛、垫状植被分布在负方向上。4 种不同的植被类型分布差异表明，在沼泽化草甸和高寒草甸的植被下土壤微生物群落具有相似的碳源利用模式，土壤微生物群落代谢功能相似，而与高寒灌丛、垫状植被土壤微生物群落碳源利用模式不同。

Biolog-ECO 微平板的31种碳源底物分为四大类：糖类及其衍生物、氨基酸类及其衍生物、脂肪酸和脂类、代谢中间产物及次生代谢物，其中，糖类及其衍生物12 种、氨基酸类及其衍生物6 种、脂肪酸和脂类5种、代谢中间产物及次生代谢物8种[22]。影响第1主成分(PC1)的碳源主要有25 种，其中糖类及其衍生物11种、氨基酸类及其衍生物4 种、脂肪酸和脂类3种、代谢中间产物及次生代谢物7 种。影响第2主成分(PC2)的碳源主要有2 种，其中脂肪酸和脂类1种、代谢中间产物及次生代谢物1 种。表明影响第2主成分的碳源主要是脂肪酸、脂类、代谢中间产物及次生代谢物。由此说明糖类及其衍生物、氨基酸类及其衍生物、脂肪酸和脂类、代谢中间产物及次生代谢物均为研究区土壤微生物利用的碳源(表3)。

表3 31种碳源的主成分载荷因子

2.5 不同海拔植被类型土壤微生物生理碳代谢指纹图谱分析

微生物对微平板上不同碳源利用能力的图被定义为BIOLOG代谢指纹图谱[23]。测定培养96 h时4种植被下土壤微生物对31种单一碳源的代谢能力(AWCDi值)，得到微生物群落代谢指纹图谱。从图3 可以看出，高寒草甸和沼泽化草甸土壤微生物对31 种碳源利用程度远大于高寒灌丛和垫状植被。高寒草甸土壤代谢指纹图谱中AWCDi≥0.7的碳源有12种(糖类5 种，氨基酸类2种，羧酸类1 种，多聚物类2 种，多胺类1 种，芳香化合物类1 种)；沼泽化草甸土壤代谢指纹图谱中AWCDi≥0.7的碳源有12种(糖类5 种，氨基酸类1种，羧酸类2 种，多聚物类2 种，多胺类1 种，芳香化合物类1 种)，占总碳源的38.7%；高寒灌丛AWCDi≥0.7的碳源仅有1种(羧酸类1种)，占总碳源的3.2%；垫状植被则没有。此外，高寒草甸和沼泽化草甸土壤微生物对碳源利用相似程度较高，对碳源B4(L-天门冬酰胺)、G1(D-纤维二糖)、E2(N-乙酰-D-葡萄糖胺)、B3(D-半乳糖醛酸)的利用程度较高。

图3 土壤微生物生理碳代谢指纹图谱Fig.3 Metabolic fingerprint of carbon level physiological profiles of microbial community in four tested soils A4～F4:氨基酸类 Amino acids; G4～H4:多胺类 Amines; C1～F1:多聚物类 Polymers; C3～D3:芳香化合物类 Aromafic compounds; G1～A3:糖类 Carbohydrates; B1～H3:羧酸类 Carboxylic acids; A1:对照空白值．AWCDi值为ECO板上3次重复的平均值 AWCDi values shown as mean of three replicates on ECO plate.

2.6 不同海拔植被类型土壤微生物群落碳代谢与土壤性质的关系分析

由表4 可以看出，土壤微生物群落的Shannon-Wiener指数(H)与土壤有机碳(SOC)和全氮显著相关(P< 0.05)。Simpson指数(D)与土壤全氮显著相关(P<0.05)。McIntosh 指数(U)与土壤含水率和全氮显著相关(P<0.05)，与土壤pH、有机碳和碳/氮极显著相关(P<0.01)。

表4 土壤微生物群落多样性指数与土壤理化性质的关系系数

*P<0.05; **P<0.01.

本文对不同海拔的4种植物群落土壤微生物代谢特征进行冗余分析(图 4)，其结果显示第1轴、第2轴、第3轴和第4轴的特征值分别为0.416，0.143，0.070和0.031。第1轴主要相关于SOC(r=-0.8434)和pH(r=-0.7909)，第2轴主要相关于土壤TP(r=-0.5127)和C/N(r=-0.4998)；土壤微生物碳源代谢和土壤理化性质在4个轴上累计解释变异量达到66.0%，说明土壤理化性质对土壤微生物群落碳源代谢具有重要影响。RDA第1轴和第2轴累计解释变异量为55.9%。SOC(P=0.002)、pH(P=0.008)和TN(P=0.020)占所用土壤理化性质解释变异量的比例最大，达69.3%。由此可以猜测，SOC、 pH和TN是微生物利用碳源的控制因子。

图4 土壤微生物群落代谢与土壤性质的冗余分析(96 h)Fig.4 Redundancy analysis (RDA) on soil microbial community constrained by soil variables (96 h)

3 讨论

土壤微生物的生态功能可以用微生物群落多样性来反映，Biolog-ECO微平板较Biolog-GN微平板更适合土壤微生物群落多样性研究[24]。AWCD值反映土壤微生物群落代谢活性和对单一碳源利用强度，其值越高，表明土壤微生物群落代谢活性越大[25]。不同植被类型土壤的AWCD值具有较大差异，沼泽化草甸和高寒草甸具有较大的AWCD值，灌丛草甸次之，垫状植被AWCD 值最低。沼泽化草甸和高寒草甸的土壤微生物对主要碳源的利用率高于灌丛草甸和垫状植被。PCA分析表明，沼泽化草甸、高寒草甸与灌丛草甸、垫状植被土壤微生物代谢多样性可以明显区分。分析原因认为，草本植物根系发达，密集于表层，根系分泌物和凋落物是微生物丰富的能源[26]。本研究中，高寒草甸和沼泽化草甸中土壤有机碳和全氮含量均较高，每年向微生物提供的能源远大于其他2 种植物群落，结果导致沼泽化草甸和高寒草甸的土壤微生物群落代谢活性高于灌丛草甸和垫状植被。

土壤微生物群落结构多样性的主导因素是与土壤本身的理化性质和植被状况有关[27]。不同海拔的水热组合导致植被带的差异，同时造成土壤性质发生改变，地上群落和地下系统相互关联。生态学中采用不同的生态学指数反映群落内部物种总数和物种相对多度，Shannon-Wiener指数(H)较高代表微生物种类多且分布均匀，而Simpson指数(D)反映土壤群落中最常见物种，表明沼泽化草甸微生物群落种类最多且较均匀，某些优势菌生长旺盛[28]。这可能与草本植物枯落物量较大且易分解，土壤含水率较高，适合土壤微生物生长有关。韩芳等[29]也发现自然恢复草地土壤质量优于灌丛，微生物类群也多于灌木。刘晓娟等[30]研究发现，垫状植被改变了土壤的微环境，微环境的改变将影响土壤微生物的代谢活性。Xiang等[31]研究发现，较高的土壤含水率可提高土壤微生物的活性。土壤理化性质的改变，影响了微生物所生存的微环境，而土壤微环境成为影响土壤微生物群落的种类、活性和分布的关键[32-33]。野外调查发现，高寒草甸和沼泽化草甸的土壤有机碳和全氮高于灌丛草甸，而灌丛草甸土壤有机碳和全氮又优于垫状植被，更有利于土壤微生物代谢和生长。对不同海拔植被土壤微生物代谢特性进行冗余分析，可以推断土壤SOC、pH和TN对土壤微生物利用碳源具有一定的调控作用，可以推测土壤SOC、pH和TN是土壤微生物利用碳源的控制因子。Degens等[34]认为SOC是保持微生物群落代谢多样性的重要因素。而Shen等[35]用454高通量测序在长白山发现pH是驱动土壤细菌群落沿海拔梯度垂直分布的关键因子。此外，有些研究表明，季节变化也对土壤微生物群落组成和数量具有显著影响[36]。由于本研究缺乏对各海拔梯度植被带季节动态监测，土壤微生物在季节动态上变异还需进一步研究。

土壤微生物是高寒草甸生态系统重要的组成部分，研究其群落多样性，对于微生物与其外界环境之间关系意义重大。但Biolog方法只能表征土壤中快速生长的可培养细菌，只是土壤微生物的一部分，还需结合磷脂脂肪酸(PLFA)分析法、分子生物学等多种分析手段，才能更好地研究土壤微生物多样性与地上植被之间的关系[37-38]。

4 结论

综上所述，高寒祁连山托勒南山阴坡研究区内，不同海拔4 种植被类型下，沼泽化草甸土壤微生物群落具有最高代谢活性；高寒草甸和沼泽化草甸土壤微生物对碳源B4(L-天门冬酰胺)、G1(D-纤维二糖)、E2(N-乙酰-D-葡萄糖胺)、B3(D-半乳糖醛酸)有较高的利用程度；土壤SOC、 pH和TN是土壤微生物群落利用碳源的调控因子。

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Soil microbial community diversity under four vegetation types in the Qilian Mountains, China

ZHU Ping1,2, CHEN Ren-Sheng1,2*, SONG Yao-Xuan1,2, LIU Guang-Xiu2, CHEN Tuo2, ZHANG Wei2

1.QilianAlpineEcology&HydrologyResearchStation,ColdandAridRegionsEnvironmentalandEngineeringResearchInstitute,ChineseAcademyofSciences,Lanzhou730000,China; 2.ColdandAridRegionsEnvironmentalandEngineeringResearchInstitute,ChineseAcademyofSciences,Lanzhou730000,China

Soil microbes are an important component of soil ecosystem playing a key role in nutrient and energy cycling. The variation of soil microbial community diversity under cushion plants, alpine meadow, swamp meadow and alpine shrub along an elevation gradient in mid the altitude zone of the Qilian Mountains was measured using the BIOLOG-ECO technique.The results showed that the soil microbial activity assessed using well color development (AWCD) varied in the order: swamp meadow>alpine meadow>alpine shrub>cushion plants. Soil microbial communities in swamp meadow had the highest soil microbial activity; the carbon source utilization mode of soil microbial communities was similar under alpine meadow and swamp meadow. Correlation analysis indicated that the Shannon-Wiener index (H) was significantly correlated (P<0.05) with soil organic carbon and total nitrogen. Simpson’s (D) and Mclntosh’s (U) indices were significantly (P<0.05) correlated with soil total nitrogen. Redundancy analysis (RDA) on microbial communities constrained by different soil factors showed that soil organic carbon, soil pH and total soil nitrogen were important factors determining the rate of metabolism of carbon substrates in soils. The results of this study suggested a basis for further investigation of the relationships between vegetation diversity and soil microbial community diversity.

Qilian mountains; soil microorganisms; Biolog; soil microbial community diversity

10.11686/cyxb2014272

http://cyxb.lzu.edu.cn

2014-06-09；改回日期：2014-07-01

国家重点基础研究发展计划(2013CBA01086)和国家自然科学基金项目(41222001, 91025011)资助。

朱平(1985-)，男，江苏常州人，在读博士。E-mail: zhuping@lzb.ac.cn *通讯作者Corresponding author. E-mail: crs2008@lzb.ac.cn

朱平, 陈仁升, 宋耀选, 刘光琇, 陈拓, 张威. 祁连山不同植被类型土壤微生物群落多样性差异. 草业学报, 2015, 24(6): 75-84.

Zhu P, Chen R S, Song Y X, Liu G X, Chen T, Zhang W. Soil microbial community diversity under four vegetation types in the Qilian Mountains, China. Acta Prataculturae Sinica, 2015, 24(6): 75-84.