营养水平对梅山猪和大白猪卵巢发育的影响及机制

许蒙蒙 宋 洁 车 龙 林 燕 方正锋车炼强 吴 德 徐盛玉

(四川农业大学动物营养研究所，雅安 625014)

梅山猪原产于我国上海嘉定、江苏太仓等地区，是我国猪种中繁殖力最强、产仔数最多的品种之一，比现代欧洲猪种同窝产仔数高30%～40%，也是迄今为止世界上繁殖力最强的猪种之一。大白猪原产于丹麦，因生长速度快、饲料转化率高而在世界各地广泛分布。长期以来，中外猪种由于遗传背景、长期所处的地理环境以及选育方式等的不同，而形成了各自的种质特性，使其在生产性状方面存在差异。卵巢发生是生殖活动中最初的也是最重要的生理事件，卵巢发育状况直接或潜在的影响着胚胎数量和质量，进一步影响到繁殖力的高低。影响卵巢发育的因素有许多，主要有品种、营养、环境和管理条件等因素。营养水平与动物的卵巢发育密切相关，改变母体营养摄入和饲粮组成对卵母细胞的质量和卵泡的发育会产生短期或长期不可逆转的影响［1］。本文就有关营养水平对梅山猪和大白猪卵巢发育的影响进行综述，旨在为正确理解营养水平对卵巢发育的影响提供理论依据。

1 卵巢的发育

卵巢是一个动态发育的组织，经历了微管结构的重新塑造、神经细胞分布以及不同发育阶段的转换。原始生殖细胞迁移至生殖脊形成卵原细胞，被单层上皮细胞包围的卵原细胞进入减数分裂后便形成了初级卵母细胞并阻滞在减数分裂的双线期，随后，前体颗粒细胞包围初级卵母细胞形成原始卵泡。原始卵泡前期处于休眠状态，随着发育的进行，单层上皮细胞变为立方形，这时初级卵泡形成，随后卵泡进入窦状期，发育过程中大量(99%)的卵泡未能到达排卵前期，这些卵泡在发育过程中选择性的发生闭锁［2］。卵巢的基本功能是支持卵母细胞和卵泡的发育［3］。

2 营养水平对卵巢发育的影响

卵巢的发育是一个复杂的变化过程，在卵巢发育过程中，任何因素特别是营养水平将直接影响着卵巢发育的状况。作为体内最大细胞的卵母细胞以及关乎动物终生繁殖力的卵泡，它们的发育状况对于动物的繁殖具有非常重要的作用，在其发育期间，细胞器和细胞质中mRNA和蛋白质在营养水平调控下进行合成、储存，调节卵巢微环境，从而影响卵泡发育和卵母细胞的敏感性［4］。低营养水平可能会抑制促黄体素(luteinizing hormone，LH)峰，影响卵泡的发育，但是高营养水平会使卵泡液保持高浓度的促卵泡素(follicle-stimulating hormone，FSH)、LH，促使卵母细胞成熟，提高受精率［5］。可见，在发育过程中营养将会诱导机体激素的改变，对卵母细胞质量和卵泡发育产生一定的影响。营养水平对母猪卵巢发育影响的报道较多，但是，对不同品种母猪卵巢发育影响的报道存在差异。

2.1 饲粮蛋白质水平

饲粮蛋白质水平与母猪卵巢发育密切相关，饲粮蛋白质水平对外种猪卵巢发育的研究目前多集中在排卵率上。Mejia-Guadarrama等［6］研究发现，降低大白和长白杂交猪泌乳期饲粮蛋白质水平，则断奶后排卵率降低，但是在卵泡期降低饲粮蛋白质水平(16.6%vs.11.3%vs.5.4%)并不会影响母猪的排卵率。这可能是由于血浆尿素氮浓度降低，赖氨酸有效利用增加，从而使卵泡的募集和选择正常。Ferguson等［7］的研究也表明了相同的观点:第3个情期饲喂不同蛋白质水平(15.1%vs.14.0%)的饲粮对母猪的排卵率无显著影响。也有妊娠期饲粮蛋白质水平降低对后代影响的报道，Pond等［8］早年的研究表明外种猪妊娠期饲粮蛋白质水平过低不利于后代生长。可见，饲粮蛋白质水平降低的时间段很关键，泌乳期的饲粮蛋白质水平降低可能会降低下一情期的排卵率，而后备期的饲粮蛋白质水平降低不影响排卵率，妊娠期的饲粮蛋白质水平降低不影响排卵率但可能会影响后代的生长性能。而对梅山猪的研究热点集中在卵巢发育的整体水平上。黄春玲［9］考察妊娠期饲喂低蛋白质饲粮对梅山母猪下一情期卵巢发育的影响，将配种后的梅山母猪分成2组，对照组饲喂蛋白质水平为13.50%的饲粮，低蛋白质水平组饲粮与对照组饲粮具有相同的能量水平但是蛋白质水平仅为7.01%，分娩后低蛋白质水平组平均总产仔数提高15.56%，产活仔数提高 11.11%，死胎数降低12.50%，但低蛋白质水平饲粮对下个情期的排卵率和胚胎存活的影响在统计学上没有显著差异，可能与低蛋白质水平饲粮没有阻碍母猪的正常排卵和卵子的受精有关，虽然对照组后代有更大的初生重，但低蛋白质水平组在子代育肥过程中表现了更明显的补偿生长效应，因而从总产仔数及仔猪后天生长趋势推测梅山母猪妊娠期饲喂低蛋白质饲粮可能更有利于受精卵着床及胚胎发育。此外，黄志秋等［10］研究发现，肉脂型乌金猪妊娠期饲喂低蛋白质饲粮也不会影响其正常繁殖性能的发挥。也有低饲粮蛋白质水平对梅山猪后代卵巢发育方面影响的报道，陈军［11］研究表明，在妊娠期对梅山母猪饲喂低蛋白质饲粮(6%vs.12%)，考察后代卵巢的发育状况，结果发现，低蛋白质饲粮对梅山新生仔猪卵巢重影响差异不显著。

因此，外种猪泌乳期卵巢发育状况对下一生产周期的影响至关重要，泌乳期适当的饲粮蛋白质供给是增加母猪使用年限、生产效益的关键。梅山猪卵巢发育对饲粮蛋白质水平的变化不敏感，从目前的研究来看，饲粮蛋白质水平大于6%即能满足梅山猪妊娠期卵巢发育的需要。

2.2 饲粮能量水平

能量储备是介导卵巢发育的关键因子，对母猪的排卵率、卵泡大小和卵母细胞质量有重要影响。了解饲粮能量水平调控卵巢发育有助于提高母猪生产力。

Ferguson等［12］对后备母猪第3个情期饲喂1.8倍维持需要和2.6倍维持需要饲粮，检测其对妊娠27 d胚胎存活及发育的影响，结果发现不同饲粮能量水平并不会影响母猪的排卵率(16.5%vs.16.4%)。而对于卵泡发育则存在不一致的报道，Zhou等［13］在母猪59 kg时开始饲喂能量水平分别为112.5%和87.5%NRC标准的饲粮，在第2情期第19天屠宰，结果显示饲喂较高能量水平饲粮的母猪有更多直径大于4 mm的卵泡，将卵巢体外培养时，有更多的卵泡到达细胞分裂中期。在Zhou等［13］的研究中，其低能量水平组的饲粮能量水平仍然高于Ferguson等［12］研究中的高能量水平组，因此可能是较高能量水平增加血液中胰岛素、胰岛素样生长因子－1(IGF-1)、LH浓度，从而影响下丘脑－垂体－卵巢轴的生理机能，进而影响卵巢发育，促进卵泡发育。而在母猪妊娠期饲粮能量水平对卵巢发育的影响未见报道。

Chen等［14］在初产大白猪泌乳开始时饲喂2 kg/d常规泌乳饲粮［消化能(DE)水平为14.1 MJ/kg］，随后，在此基础上每天添加 0.5 kg，添加到最大量为止。断奶前9天进行分组处理(H组:饲粮 DE水平为23.85 MJ/kg;M 组:饲粮 DE水平为 15.75 MJ/kg;L组:饲粮 DE水平为14.10 MJ/kg)，断奶后母猪饲喂3 kg/d常规饲粮(DE水平为13.2 MJ/kg，粗蛋白质水平为15%)，结果发现断奶时母猪卵泡直径无显著差异，均为(3.7±0.1)mm，但是随后的观察发现卵泡直径 H组较大，而且H组排卵率较高。Van等［15］的研究也得到了相似的结果，其在大约克初产母猪泌乳期分别饲喂净能(NE)水平分别为44和33 MJ/d的饲粮，考察泌乳期的营养处理对母猪下一胎生产性能的影响，结果显示饲喂较高能量水平饲粮的母猪有更高的排卵率(18.0%vs.16.2%)。以上2位研究者的结果均证实了泌乳期的高能量水平饲粮有利于下一个生产循环的发挥，这可能是由于泌乳期的较高能量水平饲粮有利于母猪良好体况的维持以及体况的恢复。这提示我们，哺乳期的饲粮能量水平会影响断奶后卵泡的发育和排卵率，较高能量水平的饲粮可更好地维持母体体况，保持更佳的生产循环。然而，饲粮能量水平对梅山猪卵巢发育的影响目前未见报道。

可见，饲粮能量水平对大白猪卵泡发育和卵母细胞质量有一定的影响，饲粮能量水平对不同时期的卵巢发育存在差异，而且可能对卵巢发育存在后续影响的效应，后备期及泌乳期适当提高饲粮能量水平有利于外种猪卵巢的发育。关于饲粮能量水平对梅山猪卵巢发育的影响是否与大白猪有一致的效果还有待进一步研究。

2.3 饲喂水平

大量研究表明，营养不良会降低母猪的卵母细胞质量和成熟度，使卵泡直径减小。Dailey等［16］在大白猪发情前使其采食量为 1.8 kg/d，发情后进行分组，对照组保持发情前的采食量，试验组进行自由采食，15 d后进行屠宰，结果试验组大卵泡数(7～10 mm)较多，卵泡总数显著高于对照组。Clark等［17］对170日龄至第2次发情阶段的大白猪进行限饲，限饲组采食量为1.4 kg/d，对照组自由采食，20头猪在第1次发情后的第16天进行屠宰，19头在第2次发情后的第3天屠宰，2个阶段结果均表明限饲组和对照组卵泡发育程度无显著差异，但限饲组排卵率较低。Chen等［18］用2.7 kg/d的正常饲粮和1.2 kg/d的限饲饲粮来饲喂杂交猪，将其分为4组，即第2次发情排卵后的黄体期和第3次发情排卵前的卵泡期均饲喂正常饲粮组、黄体期和卵泡期均饲喂限饲饲粮组、仅黄体期饲喂限饲饲粮组、仅卵泡期饲喂限饲饲粮组，试验期间用超声波检测仪对卵泡进行检测，结果显示:黄体期正常饲粮组较限饲组卵泡大(3.3 mm vs.3.0 mm)，黄体期的高饲喂水平增加了排卵率(13.2%vs.14.4%)，卵泡期的饲喂水平变化对卵泡发育影响较小，但是限饲却延长了黄体溶解到排卵的时间。由此表明，卵泡期提高饲喂水平对卵泡具有补偿生长的效应，黄体期提高饲喂水平也可能对卵泡的发育具有后续效应。另有研究表明，过度限饲严重影响母猪卵巢发育，导致卵巢上没有大于4 mm的大卵泡，甚至有的卵巢上大于2 mm的卵泡也难于找到［19］。Bagg 等［20］考察了猪卵泡大小与细胞内环腺苷酸(cAMP)含量、卵丘卵母细胞间隙连接状况间关系，发现与大卵泡相比，小卵泡来源于细胞内的cAMP含量少、卵丘扩展幅度小、卵丘－卵母细胞间隙连接持续时间长。Marchal等［21］研究表明，卵母细胞发育的完整性受卵泡大小的影响。这就提示我们，饲喂水平适当提高可以增加卵泡直径，而大卵泡更易提供优质的卵母细胞。Van等［22］将161日龄的大白×长白杂交母猪分为2组，第1组采用高饲喂水平，使母猪保持平均日增重1.0 kg;第2组采用较低饲喂水平，使母猪保持平均日增重0.5 kg，175 d时屠宰，发现采用低饲喂水平组母猪小卵泡数和中卵泡数比采用高饲喂水平组高(92.8 个 vs.59.8个)，而大卵泡数目则减少，进一步研究发现，采用高饲喂水平组母猪的卵泡液较采用低饲喂水平组更有利于卵母细胞的培养。Hazeleger等［23］研究也发现，在卵泡期对长白猪和曼加利察(Mangalica)猪(因体脂丰富著称)进行限饲，发现限饲对卵泡大小无显著影响，但是长白猪的卵泡数减少，而曼加利察猪则无显著变化，推测是由于曼加利察猪对高、低营养水平的应答不显著。而梅山猪同样作为体脂丰富的猪种，我们推测限饲可能也会产生与曼加利察猪相似的效果，遗憾的是目前未见饲喂水平对梅山猪卵泡发育的报道。饲喂水平对梅山猪排卵率及黄体化的影响有一些的研究报道，Ashworth等［24］早年的研究中分别对梅山后备母猪给予维持需要(1.15 kg/d)和高饲喂水平(3.5 kg/d)的饲粮，结果发现，妊娠12 d时，高饲喂水平组有较高的黄体数目(22.7 个 vs.19.0 个)、胚胎存活率(95.5%vs.74.8%)和黄体重量(－0.71 log g vs.－0.90 log g)。

以上研究提示我们，限饲对不同品种的母猪卵泡的发育、排卵率均有不利影响，随后影响卵母细胞的成熟度和质量。适当提高发情前的饲喂水平将会增加排卵率、大卵泡数量，优化卵母细胞质量和卵泡微环境。

3 营养水平调控卵巢发育的途径

3.1 皮质醇介导

前人在妊娠期进行限饲(采食量降低40%)，研究其对豚鼠繁殖方面的影响。结果发现，豚鼠在妊娠的第25天至分娩这一时期皮质醇浓度增加，并且胎儿在出生时的血液中皮质醇浓度程序化升高，繁殖系统发生紊乱，使其自身和后代的排卵率均降低。由此可见，营养水平调控的皮质醇，不仅影响动物自身卵巢的排卵，还会对后代排卵率产生影响。这提示卵巢发育可能与营养水平改变皮质醇浓度有关。

研究表明，妊娠前期，梅山猪比外种猪皮质醇分泌量高［25］，这一结果可能是由于梅山母猪长期以来在低蛋白质饲粮条件下饲养，而蛋白质水平降低可能作为一种营养应激导致母体皮质醇浓度升高。Jia等［26］在妊娠期探讨饲粮蛋白质水平(6%vs.12%)对梅山猪血浆中皮质醇浓度的影响，结果发现不同蛋白质水平组血浆中皮质醇的浓度无显著差异。为了进一步研究梅山母猪妊娠期饲粮蛋白质水平降低是否通过皮质醇影响后代仔猪肾上腺皮质的功能，吴展望［25］研究发现，妊娠期饲粮蛋白质水平过低(对照组妊娠前期和后期粗蛋白质水平分别为11%和12%，低蛋白质组妊娠前期和后期粗蛋白质水平均较对照组降低50%)，梅山猪分娩后血液中皮质醇浓度变化显著，且新生仔猪血液中皮质醇浓度存在性别差异，但组间未表现出显著差异。研究表明，外种猪在妊娠中期(第49～75天)和后期(第85～107天)进行内源性皮质醇注射，对照组进行生理盐水注射，血液内高浓度的皮质醇不仅会对子代肾上腺等组织产生代谢程序化的影响，也会使得其他组织如肺脏、肾脏和肝脏等皮质醇受体(GR)表达出现异常，最终后代发生高血糖、肥胖、高血压等疾病的几率增加，而且皮质醇浓度的变化还可使机体发生紊乱，导致排卵数降低甚至不排卵［27］。

通过以上分析发现营养水平对不同品种母猪血液中皮质醇浓度影响不同，高营养水平对外种猪产生对应的低浓度皮质醇，且相应的排卵率降低，而营养水平的变化对梅山猪血液中皮质醇浓度却没有显著影响。可见，营养水平介导梅山猪卵巢发育可能并非是通过皮质醇。

3.2 FSH 介导

提高营养水平可提高血浆FSH的浓度，FSH可促进卵泡发育和提高卵母细胞的质量。提高营养水平(1.5 倍维持需要 vs.1.2 倍维持需要)，FSH的浓度升高，排卵率增加25%［28］。这说明营养水平可能通过介导FSH影响卵泡发育。

FSH是由垂体前叶嗜碱性细胞分泌的一种糖蛋白激素，在卵巢卵泡的生长、发育、分化、成熟和排卵过程中起重要作用，FSH需要卵泡上FSH受体(FSH receptor，FSHR)介导，才可以传递到靶细胞内发挥正常生理功能。促性腺激素与性腺器官的靶细胞膜的特异性受体结合，引起受体构型发生变化，调节腺苷酸环化酶活性，催化ATP转化为cAMP，进而激活依赖cAMP的蛋白激酶，合成相应的mRNA，产生新的有效应的蛋白质［29］。因此，卵泡中FSHR基因表达状况可能对FSHR信号的强弱起到抑制或增强作用，而且不同的品种可能通过对FSH阈值反应的不同对卵巢发育产生差异。由此可见，FSH可作为一种营养信号直接或间接作用于卵巢。

在发情期提高母猪卵泡液中FSH浓度，可以使即将退化的卵泡正常发育，提高排卵数。发育期的大卵泡可以产生更多的雌二醇(E2)，由于E2的负反馈作用，使大卵泡对FSH更敏感，摄取更多的FSH来维持生长，而小卵泡由于FSH浓度的降低逐渐退化消失［30］。研究表明营养水平会影响卵泡的大小，由此提示我们FSH可介导营养水平对卵泡发育产生一定影响。Wu等［31］对猪的窦前期卵泡实行体外培养，以不表达FSH的窦前期卵泡作为对照，结果发现，存在FSH表达的组卵泡的生长显著增强;经过FSH处理的窦前期卵泡，在受精后卵裂的能力增强。对后备母猪饲喂100 mg FSH，结果处于中等大小的卵泡比例较饲喂生理盐水组增加，但是这些卵泡在较短的时间即退化消失［32］。FSH 还可能通过 kit配基(kit ligand，KL)的表达影响卵泡的发育和卵母细胞的质量。Thomas等［33］在培养液中添加了 Gleevec(kit的一种活性抑制剂)，当培养液中FSH浓度为0.05 ng/mL时，由 FSH诱导的卵母细胞生长被Gleevec所抑制，从而说明FSH可通过KL介导的机制调控卵母细胞的生长，这表明FSH是通过调节KL的表达而影响卵母细胞的质量的。用KL处理新生大鼠的卵巢，生长库中卵泡的比例显著提高，说明KL在原始卵泡激活过程中具有一定的作用。但是对于不同物种KL对卵巢发育的影响存在差异。KL可增加鼠卵母细胞直径，刺激原始卵泡发育，但是KL并不能促进兔原始卵泡的募集，而且KL增加了猪颗粒细胞与卵母细胞的信号转导，使初级卵泡数目增加［34］。梅山猪和大白猪存在对性激素反馈调节的差异，梅山猪对FSH的反应更迅速，介导KL调节卵巢发育可能是造成梅山猪卵泡池中有更多可供选择的卵泡的原因。

可见，营养水平调节FSH表达，而FSH通过改变E2浓度影响卵泡发育以及介导KL调控卵母细胞以及原始卵泡的发育。

3.3 LH 介导

母猪哺乳期提高营养水平可提高卵泡液中LH浓度。研究表明，LH浓度与卵巢发育密切相关［35］。正常情况下，哺乳期LH峰减弱，断奶后迅速升高，但是低营养水平可能会抑制LH峰恢复，使情期间隔增加，排卵率降低［36］。因此，母猪在哺乳期适当提高营养水平，增加LH峰，对卵泡的正常发育具有重要作用。Tokach等［37］研究表明，母猪哺乳期的能量和蛋白质水平影响血清中LH浓度，在低能量水平下，增加赖氨酸含量对血清中LH浓度无影响，但是当能量水平升高，赖氨酸会增加血清中LH分泌，缩短情期间隔，提高排卵率和胚胎存活率。这表明营养水平提高介导LH影响哺乳期卵巢发育。Chen等［14］发现在黄体期对母猪进行限饲，卵泡数目减少，但是LH浓度没有改变，胰岛素浓度降低，这就表明在这一时期卵泡的发育不依赖于LH浓度，而是胰岛素调节卵巢对LH的敏感性，促进其发育。营养水平过高使卵母细胞成熟提前，颗粒细胞黄素化，降低卵母细胞质量［38］，添加LH后即使使用高剂量FSH进行促排卵，升高的LH浓度仍可导致中等大小的卵泡闭锁，降低排卵率［39］。

Hunter等［40］研究发现，与大白猪相比，梅山猪排卵后卵泡增殖库中有较多数量的可供补充和选择的卵泡，整个卵泡期可以保持大量的卵泡发育，而大白猪增殖库中由于相当数量的卵泡发生闭锁，有效排卵数明显较低。这可能是由于梅山猪对性激素反馈调节的阈值高于大白猪。Driancourt等［41］采用原位杂交同位素示踪技术揭示了梅山猪卵泡黄体化要比外种猪快得多。梅山猪通过黄体化反应调节使其对LH分泌反应更为迅速和有效，这从另一面解释了梅山猪对促性腺激素的敏感性。

LH介导营养水平调控卵巢发育并非在各个时期都有体现，在黄体期的卵泡发育并不依赖于LH浓度。不同品种母猪对LH的反应存在差异，梅山猪对LH的阈值高可能是造成卵泡闭锁减少的原因。

3.4 哺乳动物雷帕霉素靶蛋白(mTOR)介导

营养过剩时，作为能量信号相关的通路磷脂酰肌醇3激酶－哺乳动物雷帕霉素靶蛋白(phosphatidylinositol 3 kinase-mammalian target of rapamycin，PI3K-mTOR)信号通路被持续激活，产生胰岛素抵抗现象［42］，最终导致卵巢内细胞过度增殖，使卵泡加速闭锁［43］，若营养不足，激活的单磷酸腺苷激活的蛋白激酶(AMP-activated protein kinase，AMPK)使结节性硬化复合体2(tuberous sclerosis complex 2，TSC2)的苏氨酸1 227和丝氨酸1 387残基磷酸化，增强其抑制作用，引起mTOR复合物相关蛋白的改变来使其活性降低，调节卵巢微环境。可见，mTOR通路介导营养对卵巢发育产生影响。

mTOR蛋白存在于卵巢上皮细胞以及颗粒细胞和未成熟的卵母细胞。mTOR通路将从营养状况、能量状态以及生长因子传来的信号整合在一起，成为调控细胞生长和增殖的一个关键通路。mTOR通路对维持卵泡发育和卵母细胞质量以及卵泡微环境稳定起着非常重要的作用。

Rosario等［44］发现，蛋白质限饲的母鼠在怀孕19和21 d时胎盘氨基酸转运子的活性受到抑制，使胎盘胰岛素浓度降低。胰岛素和IGF-1参与的氨基酸转运蛋白活动受mTOR通路调控［45］。在大鼠中，提高营养水平，增加LH、FSH浓度，诱导膜细胞和颗粒细胞上mTOR通路激活［46］，当原始卵泡中mTOR通路被阻，卵母细胞受损，影响胚胎发育，降低排卵率［47］。Roa 等［48］发现，mTOR 的激活诱导青春期雌性大鼠LH的分泌，注射mTORC1抑制剂降低了LH和E2的分泌，造成了卵巢和子宫的萎缩。这提示我们，激素对卵巢发育具有一定的影响，而且营养水平可以通过PI3K信号通路与激素介导的信号通路共同参与调节卵巢的发育。研究发现，提高妊娠母猪饲粮中精氨酸水平可以有效地激活mTOR，促进胎盘的生长和发育，增加仔猪初生重［49］，而胎儿出生重/卵巢重为定值［50］。上述结果表明营养水平可介导mTOR调控卵巢发育，适当的提高营养水平可以促进卵巢发育。

可见，营养水平通过调控mTOR通路，对卵巢内环境和卵泡发育、卵母细胞质量以及排卵率起着至关重要的作用。尽管mTOR通路对卵巢发育起着调控作用，但是营养水平通过mTOR对猪卵巢发育影响的研究还较少，还有待进一步研究。

4 小结

卵巢发育作为衡量哺乳动物繁殖性能的重要指标，在动物繁殖过程中具有不可忽视的作用。然而，目前关于营养水平介导不同品种母猪卵巢发育的相关研究相对较少，有关卵巢发育在品种和营养水平共同调控下完成的具体机制仍有待深入研究。通过增加对营养水平调控卵巢发育的影响存在一定的时期性和补偿效应以及不同品种卵巢发育对营养水平应答的差异认识，启示我们需要更深入的了解这些差异，在生产中严格按照不同品种母猪的营养标准配制饲料，以免造成不必要的浪费;通过对卵巢发育过程中激素(皮质醇、LH、FSH)以及信号通路(mTOR)的了解，启发我们需要进一步研究这些调节因素，以便为更好地解决生产力低下问题和更清楚地阐明营养水平介导不同品种的哺乳动物卵巢发育的机制提供重要的理论支持。

［1］ ASHWORTH C J，TOMA L M，HUNTER M G.Nutritional effects on oocyte and embryo development in mammals:implications for reproductive efficiency and environmental sustainability［J］.Philosophical Transactions of the Royal Society B:Biological Sciences，2009，364(1534):3351－3361.

［2］ KIM S S.Oocyte biology in fertility preservation［M］.Berlin:Springer，2013.

［3］ WILMUT I，SCHNIEKE A E，MCWHIR J，et al.Viable offspring derived from fetal and adult mammalian cells［J］.Cloning and Stem Cells，2007，9(1):3－7.

［4］ FERREIRA E M，VIREQUE A A，ADONA P R，et al.Cytoplasmic maturation of bovine oocytes:structural and biochemical modifications and acquisition of developmental competence［J］.Theriogenology，2009，71(5):836－848.

［5］ REVELLI A，DELLE P L，CASANO S，et al.Follicular fluid content and oocyte quality:from single biochemical markers to metabolomics［J］.Reproductive Biology and Endocrinology，2009，7(40):4330－4337.

［6］ MEJIA-GUADARRAMA C A， PRUNIER A，QUESNEL H.Dietary protein intake during the oestrous cycle does not alter the ovulation rate in gilts［J］.Reproduction，Fertility and Development，2004，16(6):589－597.

［7］ FERGUSON E M，SLLEVIN J，HUNTER M G，et al.Beneficial effects of a high fibre diet on oocyte maturity and embryo survival in gilts［J］.Reproduction，2007，133(2):433－439.

［8］ POND W G，WAGNER W C，DUNN J A，et al.Reproduction and early postnatal growth of progeny in swine fed a protein-free diet during gestation［J］.The Journal of Nutrition，1968，94(3):309－316.

［9］ 黄春玲.极端低蛋白日粮对初产小梅山母猪繁殖性能及其后代生长性能与免疫功能的影响［D］.硕士学位论文.南京:南京农业大学，2010.

［10］ 黄志秋，何学谦，吉牛拉惹，等.不同营养水平对母猪繁殖性能的影响［J］.中国畜牧杂志，2002，38(2):35－36.

［11］ 陈军.梅山母猪日粮蛋白水平对仔猪生长发育，血清抗氧化酶活性的影响［D］.博士学位论文.南京:南京农业大学，2011.

［12］ FERGUSON E M，SLEVIN J，EDWARDS S A，et al.Effect of alterations in the quantity and composition of the pre-mating diet on embryo survival and foetal growth in the pig［J］.Animal Reproduction Science，2006，96(1):89－103.

［13］ ZHOU D S，FANG Z F，WU D，et al.Dietary energy source and feeding levels during the rearing period affect ovarian follicular development and oocyte maturation in gilts［J］.Theriogenology，2010，74(2):202－211.

［14］ CHEN T Y，STOTT P，BOUWMAN E G，et al.Effects of pre-weaning energy substitutions on postweaning follicle development，steroid hormones and subsequent litter size in primiparous sows［J］.Reproduction in Domestic Animals，2013，48(3):512－519.

［15］ VAN DEN BRAND H，DIELEMAN S J，SOEDE N M，et al.Dietary energy source at two feeding levels during lactation of primiparous sows:Ⅰ.Effects on glucose insulin，and luteinizing hormone and on follicle development，weaning-to-estrus interval，and ovulation rate［J］.Journal of Animal Science，2000，78(2):396－404.

［16］ DAILEY R A，CLARK J R，FIRST N L，et al.Loss of follicles during the follicular phase of the estrous cycle of swine as affected by genetic group and level of feed intake［J］.Journal of Animal Science，1975，41(3):835－841.

［17］ CLARK J R，EDEY T N，FIRST N L，et al.Effects of four genetic groups and two levels of feeding on ovulation rate and follicular development in puberal gilts［J］.Journal of Animal Science，1973，36(6):1164－1169.

［18］ CHEN T，STOTT P，ATHORN R Z，et al.Undernutrition during early follicle development has irreversible effects on ovulation rate and embryos［J］.Reproduction，Fertility and Development，2012，24(6):886 －892.

［19］ 徐盛玉.营养水平对后备母猪卵巢microRNA-378表达影响及microRNA-378作用机制研究［D］.博士学位论文.雅安:四川农业大学，2012.

［20］ BAGG M A，NOTTLE M B，ARMSTRONG D T，et al.Effect of follicle size and dibutyryl cAMP on the cAMP content and gap junctional communication of porcine prepubertal cumulus-oocyte complexes during IVM［J］.Reproduction，Fertility and Development，2009，21(6):796－804.

［21］ MARCHAL R，VIGNERON C，PERREAU C，et al.Effect of follicular size on meiotic and developmental competence of porcine oocytes［J］.Theriogenology，2002，57(5):1523－1532.

［22］ VAN W W，MTICHELL M，REVELL D K，et al.Nutritional restriction of pre-pubertal liveweight gain impairs ovarian follicle growth and oocyte developmental competence of replacement gilts［J］.Theriogenology，2011，75(7):1301－1310.

［23］ HAZELEGER W，SOEDE N M，KEMP B.The effect of feeding strategy during the pre-follicular phase on subsequent follicular development in the pig［J］.Domestic Animal Endocrinology，2005，29(2):362－370.

［24］ ASHWORTH C J，BEATTIE L，ANTIPATIS C.Effects of pre-and post-mating nutritional status on hepatic function，progesterone concentration，uterine protein secretion and embryo survival in Meishan pigs［J］.Reproduction，Fertility and Development，1999，11(1):67－73.

［25］ 吴展望.母猪蛋白限制及糖皮质激素预处理对猪肾上腺皮质醇分泌能力的影响及机制探讨［D］.硕士学位论文.南京:南京农业大学，2009.

［26］ JIA Y，LI R，CONG R，et al.Maternal low-protein diet affects epigenetic regulation of hepatic mitochondrial DNA transcription in a sex-specific manner in newborn piglets associated with GR binding to its promoter［J］.PLoS One，2013，8(5):e63855.

［27］ KANITZ E，OTTEN W，TUCHSCHERER M.Changes in endocrine and neurochemical profiles in neonatal pigs prenatally exposed to increased maternal cortisol［J］.Journal of Endocrinology，2006，191(1):207－220.

［28］ VINOLES C，PAGANONI B L，MCNATT K P，et al.Follicle development，endocrine profiles and ovulation rate in adult Merino ewes:effects of early nutrition(pre-and post-natal)and supplementation with lupin grain［J］.Reproduction，2014，147(1):101－110.

［29］ MAYORGA M P，GROMOLL J，BEHRE H M，et al.Ovarian response to follicle-stimulating hormone(FSH)stimulation depends on the FSH receptor genotype 1［J］.Journal of Clinical Endocrinology ＆ Metabolism，2000，85(9):3365－3369.

［30］ OHTA T，MIYAKE H，MIURA C，et al.Follicle-stimulating hormone induces spermatogenesis mediated by androgen production in Japanese eel，Anguilla japonica［J］.Biology of Reproduction，2007，77(6):970－977.

［31］ WU J，EMERY B R，CARRELL D T.In vitro growth，maturation，fertilization，and embryonic development of oocytes from porcine preantral follicles［J］.Biology of Reproduction，2001，64(1):375－381.

［32］ BREEN SM，KNOX R V.The impact of dose of FSH(folltropin)containing LH(lutropin)on follicular development，estrus and ovulation responses in prepubertal gilts［J］.Animal Reproduction Science，2012，132(3):193－200.

［33］ THOMAS F H，ETHIER J，SHIMASAKI S，et al.Follicle-stimulating hormone regulates oocyte growth by modulation of expression of oocyte and granulosa cell factors［J］.Endocrinology，2005，146(2):941－949.

［34］ KNAPCZYK-STWORA K，GRZESIAK M，DUDA M，et al.Effect of flutamide on folliculogenesis in the fetal porcine ovary—regulation by Kit ligand/c-Kit and IGF1/IGF1R systems［J］.Animal Reproduction Science，2013，142(3):160－167.

［35］ KAWAMURA K，CHENG Y，KAWAMURA N，et al.Pre-ovulatory LH/hCG surge decreases C-type natriuretic peptide secretion by ovarian granulosa cells to promote meiotic resumption of pre-ovulatory oocytes［J］.Human Reproduction，2011，26(11):3094 －3101.

［36］ PRUNIER A，SOEDE N，QUESNEL H，et al.Productivity and longevity of weaned sows［C］.Weaning the Pig:Concepts and Consequences.［S.l.］:［s.n］，2003:385.

［37］ TOKACH M D，PETTIGREW J E，DIAL G D，et al.Characterization of luteinizing hormone secretion in the primiparous，lactating sow:relationship to blood metabolites and return-to-oestrus interval［J］.Journal of Animal Science，1992，70:2195－2201.

［38］ SHOHAM Z.The clinical therapeutic window for luteinizing hormone in controlled ovarian stimulation［J］.Fertility and Sterility，2002，77(6):1170－1177.

［39］ PIRARD C，DONNEZ J，LOUMAYE E.GnRH agonist as luteal phase support in assisted reproduction technique cycles:results of a pilot study［J］.Human Reproduction，2006，21(7):1894－1900.

［40］ HUNTER M G，BIGGS C，FOXCROFT G R，et al.Comparisons of endocrinology and behavioural events during the periovulatory period in Meishan and Large-White hybrid gilts［J］.Journal of Reproduction and Fertility，1993，97(2):475－480.

［41］ DRIANCOURT M A，QUESNEL H，MEDURI G，et al.Luteinization and proteolysis in ovarian follicles of Meishan and Large White gilts during the preovulatory period［J］.Journal of Reproduction and Fertility，1998，114(2):287－297.

［42］ 孟艳.P13K-Akt-mTOR信号通路参与调控细胞分化［D］.博士学位论文.北京:中国医学科学院，2005.

［43］ ALMEIDA F R C L，MAO J，NOVAK S，et al.Effects of different patterns of feed restriction and insulin treatment during the luteal phase on reproductive，metabolic，and endocrine parameters in cyclic gilts［J］.Journal of Animal Science，2001，79(1):200－212.

［44］ ROSARIO F J，JANSSON N，KANAI Y，et al.Maternal protein restriction in the rat inhibits placental insulin，mTOR，and STAT3 signaling and down-regulates placental amino acid transporters［J］，Endocrinology，2011，152(3):1119－1129.

［45］ ROOS S，LAGERLOF O，WENNERGREN M，et al.Regulation of amino acid transporters by glucose and growth factors in cultured primary human trophoblast cells is mediated by mTOR signaling［J］.American Journal of Physiology:Cell Physiology，2009，297(3):C723－C731.

［46］ KAYAMPILLY P P，MENON K M J.Follicle-stimulating hormone increases tuberin phosphorylation and mammalian target of rapamycin signaling through an extracellular signal-regulated kinase-dependent pathway in rat granulosa cells［J］.Endocrinology，2007，148(8):3950－3957.

［47］ YU J，YABA A，KASIMAN C，et al.mTOR controls ovarian follicle growth by regulating granulosa cell proliferation［J］.PLoS One，2011，6(7):e21415.

［48］ ROA J，GARCIA-GALIANO D，VARELA L，et al.The mammalian target of rapamycin as novel central regulator of puberty onset via modulation of hypothalamic Kiss1 system［J］.Endocrinology，2009，150(11):5016－5026.

［49］ WU G，BAZER F W，BURGHARDT R C，et al.Impacts of amino acid nutrition on pregnancy outcome in pigs:mechanisms and implications for swine production［J］.Journal of Animal Science，2010，88(Suppl.):E195－E204.

［50］ KAMINSKI SL，GRAZUL-BILSKA A T，HARRISE K，et al.Impact of maternal physical activity during gestation on porcine fetal，neonatal，and adolescent ovarian development［J］.Domestic Animal Endocrinology，2014，48:56－61.