胶原蛋白Ⅳ在肿瘤领域的研究进展

杨程显，李 戈综述，张立颖审校

（1．南方医科大学第一临床医学院临床医学系，广州510515；2．南方医科大学南方医院护理部，广州510515）

胶原蛋白Ⅳ（typeⅣcollagen，Ⅳ－C）属于胶原蛋白家族成员，是细胞基底膜（basement membranes，BMs）的主要成分。Ⅳ－C为独特的异源三聚体螺旋链结构，由六型α－肽链组成。每条肽链主要由N端的7S结构、中部富含重复Gly－Xaa－Yaa氨基酸基序的胶原域及C端的非成胶结构域3部分构成。迄今已发现3种不同类型的Ⅳ－C异源三聚体，其表达具有组织特异性。在肿瘤不同阶段，肿瘤组织上的Ⅳ－C组成和分布会发生明显改变，这一生物学特点对肿瘤诊断、分期具有重要意义。恶性肿瘤的主要生物学行为是癌细胞可以突破BMs，向邻近或远隔部位侵袭和转移。作为BMs的主要成分，Ⅳ－C在恶性肿瘤侵袭及转移机制和临床诊疗等方面的研究中具有重要意义。本文就Ⅳ－C在肿瘤领域的研究进展作一综述。

1 Ⅳ－C的结构和生物学功能

Ⅳ－C为独特的异源三聚体螺旋链结构，由α1、α2、α3、α4、α5、α6六型α－肽链组成。编码Ⅳ－C各型肽链的基因两两配对，“头对头”地分布于3条染色体上。合成α1、α2肽链的基因COL4A1和COL4A2成对存在人类13号染色体上。基因COL4A3和COL4A4合成α3、α4肽链，成对存在人类2号染色体上。合成α5、α6肽链的基因COL4A5和COL4A6成对存在人类 X染色体上［1］。

每条α－肽链包含N端的7S结构、中间的胶原域及夹杂其中的二十多个非胶原域和C端的非成胶结构域（noncollagenous domain C1，NC1）。α－肽链N端7S结构大约由23个氨基酸残基组成。肽链中部由胶原域和非胶原构成。肽链中部的胶原域含有大约1 400个氨基酸残基，主要由重复的Gly－Xaa－Yaa胶原序列构成，Xaa通常为脯氨酸或赖氨酸，Yaa通常为羟脯氨酸或羟赖氨酸。在这些重复序列中，有21～26个非胶原序列夹杂其中。每条α－肽链中还包含了Arg－Gly－Asp（RGD）短肽基序、CB3片段等能与整合素结合的位点［1］。α－肽链C端结构大约由230个氨基酸残基组成。

3条特定的α－肽链相互缠绕，形成具有独特异源三聚体结构的原体。迄今已发现α1α1α2、α3α4α5、α5α5α6 3种不同类型的Ⅳ－C异源三聚体。两个Ⅳ－C原体C端和C端“头对头”相接，形成二聚体。此外，原体通过7S结构，N端对N端反向平行排列，形成四聚体。四聚体最后形成薄层的网络结构，即BMs的基本骨架［2］。

Ⅳ－C主要存在于BMs。α1α1α2异源三聚体为Ⅳ－C主要的结构形式，广泛表达于各种组织 BMs，而α3α4α5和α5α5α6异源三聚体的表达则具有组织特异性。在不同生长发育阶段，同一组织上的Ⅳ－C组成和分布也存在差异。Ⅳ－C构成BMs的基本骨架，作为上皮细胞、内皮细胞、神经细胞等生长的依附和支架。Ⅳ－C能与细胞表面的特异受体相互识别和作用，进而激活细胞内信号转导通路，参与细胞黏附、迁移、生长、增殖和分化等重要的生理过程。现已有报道称，Ⅳ－C与细胞相互作用参与血小板的迁移与聚集、免疫细胞和肝细胞等的迁移及肾脏胚胎发育［1，3］。还有研究发现，Ⅳ－C能与癌细胞的整合素结合，进而激活细胞内信号转导通路，促进癌细胞的增殖、生长及迁移和抑制癌细胞的凋亡［4］。异源三聚体还可以聚合形成分子筛，滤过大分子物质，如α3α4α5异源三聚体是肾小球滤过膜的主要成分［5］。研究还发现Ⅳ－C在血管形成中起重要作用。Ⅳ－C不仅有促进血管生成的作用，还可以抑制血管生成［6］。

2 Ⅳ－C与恶性肿瘤

恶性肿瘤的异常生长、局部的浸润和转移等都与Ⅳ－C关系密切。当上皮组织发生癌变，癌细胞分泌 MMP－2、MMP－9、组织蛋白酶等酶类增多，分解BMs主要成分Ⅳ－C的作用增强，BMs网架被破坏，癌细胞突破作为肿瘤天然屏障的BMs，不断生长、浸润和转移。当细胞组织发生癌变，Ⅳ－C合成与降解的平衡也会被打破［4］。在癌组织的BMs中，Ⅳ－C的类型和分布会发生改变，这种变化与其侵袭机制相关，但具体机制尚不完全清楚［7］。Ⅳ－C的合成可增多，分泌增加的Ⅳ－C沉积于包绕肿瘤的基质中，以支持癌组织的生长。研究发现，致密的肿瘤外周基质会影响抗癌药物的渗透，影响药效的发挥［4］。在Ⅳ－C上 Arg－Gly－Asp（RGD）短肽基序、CB3片段等位点，能与癌细胞的整合素结合，进而激活细胞内信号转导通路，促进癌细胞的增殖、生长及迁移和抑制癌细胞的凋亡［1，4］。Ⅳ－C还能促进癌组织的新血管生成，为癌细胞生长提高充足的养分。肿瘤新生血管生成过程中，Ⅳ－C合成和分泌增加。Ⅳ－C在血管的延伸、增殖和稳定中起到重要作用［8］。但同时也有文献报道，α1、α2、α3、α4和α6－肽链 NC1的多肽片段，如endostatin、arrestin、canstatin、tumstatin等，通过与内皮细胞表面整合素结合抑制内皮细胞的增殖、迁移和诱导内皮细胞凋亡，从而抑制血管生成［9］。由此推断，Ⅳ－C在肿瘤血管形成中具有双重调节作用。在下文中，作者将对各系统肿瘤与Ⅳ－C关系进行总结。

2．1 Ⅳ－C与细支气管肺泡癌 Nakano等［10］用免疫组化的方法检测发现，在正常的肺组织中，Ⅳ－C的α1α1α2异源三聚体和α3α4α5异源三聚体在肺泡BMs上呈连续的直线型分布。在侵袭性较弱的癌组织中，无论肺泡是否塌陷，α1α1α2异源三聚体均保持连续线性分布，而α3α4α5异源三聚体表达缺失。在侵袭性较强的组织中，α1α1α2异源三聚体在癌巢附近呈非连续性表达，同样伴α3α4α5异源三聚体表达缺失。BMs的这种改变与癌组织的侵袭机制相关，但具体机制尚不明确。同时，Ⅳ－C类型和分布的改变会造成肺泡生物学稳定性和功能的下降。Goto等［11］通过免疫组化的方法检测细支气管肺泡癌患者癌组织BMs的Ⅳ－C和层粘连蛋白，以此评价BMs是否完整，并联系其临床病理特点，发现出现BMs破坏的癌组织较早出现侵袭和转移，患者术后5年生存率较低，而癌组织BMs完整的患者术后5年生存率为100%。此项研究提示Ⅳ－C对肺癌临床分期和预后判断具有重要意义。

2．2 Ⅳ－C与肝外胆管癌 α1、α2、α5、α6－肽链在正常胆管表面柱状上皮、肌层固有层的平滑肌细胞及大血管的BMs中呈连续的直线型分布。而α3、α4－肽链在免疫组化中未见染色。在肝外胆管癌组织的BMs中，随着癌症的侵袭性的提高，α6－肽链的表达随之下调。α6－肽链的表达与TNM分级相关。而α2－肽链的表达与α6－肽链的表达密切相关。在侵袭力强的癌巢前缘，α1、α2、α5和α6－肽链表达缺失［12］。在肝外胆管癌组织BMs以外，Ⅳ－C还特征性分布于肿瘤基质中，尤其是在邻近BMs的致密胶原蛋白束周围，被称为间质Ⅳ－C。癌变组织纤维基质重构十分活跃。间质Ⅳ－C不仅合成增多，还同时伴随大量降解，提示间质Ⅳ－C可能促进肿瘤基质的形成［13］。

2．3 Ⅳ－C与胃癌 Ⅳ－C的α1α1α2异源三聚体和α5α5α6异源三聚体在正常胃黏膜上皮的BMs中呈连续的直线型分布，用免疫组化的方法未能检测到α3、α4－肽链的表达。α5α5α6异源三聚体在胃壁承受压力和拉力中起重要作用。

在胃黏膜癌变组织中，α1α1α2异源三聚体呈线性或非线性表达，α5α5α6异源三聚体表达完全缺失。BMs中α5α5α6异源三聚体的表达缺失不但使肿瘤浸润和侵袭的发生更容易，而且会使BMs稳定性和功能下降，胃壁抗压能力下降。Ki67标记指数已被报道与胃癌的核心分级、癌细胞的活力和侵袭能力密切相关。而α5α5α6异源三聚体的缺失程度与Ki67标记指数有显著的相关关系，提示其有很大的潜在诊断价值［7］。Kinoshita等［14］研究发现血清Ⅳ－C水平可以作为胃癌腹膜转移的生物学标志，对判断胃癌的预后具有重要意义。Ruan等［15］研究了胃液Ⅳ－C水平与胃癌及癌前病变的关系，发现胃癌及癌前病变时胃液中Ⅳ－C水平显著升高，未来可作为胃癌早期诊断及判断有无转移的生物学标志，并且效果优于血清Ⅳ－C水平。

2．4 Ⅳ－C与结直肠癌 α1、α2－肽链广泛分布在正常结直肠组织上皮的BMs中，其中毛细血管和淋巴管的内皮BMs仅有α1和α2－肽链的表达。α3、α4、α5、α6－肽链的分布具有特异性。α3、α4－肽链仅分布于表面官腔上皮 BMs上。α5、α6－肽链主要分布于腺体上皮和动脉平滑肌细胞的BMs，少量表达于黏膜下层，而在肌层固有层不表达。

在癌组织中，BMs不表达α3、α4－肽链，极少表达α5、α6－肽链。α1、α2－肽链的表达会发生下调甚至缺失，其下调程度与肿瘤分化程度相关。在高分化腺癌组织的BMs中，α1、α2－肽链呈连续的直线型分布。在中分化腺癌组织的BMs中，α1、α2－肽链呈不连续分布。而在低分化腺癌组织的BMs中，α1、α2－肽链的表达不能被检测到。在癌细胞周围的毛细血管和平滑肌细胞BMs的α－肽链的表达与正常组织差别不大［16］。Nysterom等［17］研究了肿瘤微环境中Ⅳ－C与结直肠癌肝转移潜能之间的关系，发现肝转移和无肝转移结直肠癌基质中Ⅳ－C水平具有显著差异。在肝转移性结直肠癌肿瘤基质中，Ⅳ－C表达显著上调。

2．5 Ⅳ－C与胰腺癌 Döhlund等［18］研究发现在胰腺癌患者循环系统中Ⅳ－C含量显著升高。Willumsen等［19］用ELISA法对15例胰腺癌患者和33例健康人血清中的Ⅳ－C分解产物进行检测，发现二者具有显著差异，Ⅳ－C分解产物对胰腺癌的诊断能力大于83%。因此，Ⅳ－C分解产物可能成为诊断胰腺癌的理想生物学标志。Döhlund等［4］进一步研究发现在胰腺癌组织中，Ⅳ－C合成与分泌增多，在癌组织周围形成与BMs相似的基质结构，阻碍药物的渗透和药效的发挥。同时，癌细胞表面的整合素表达也会上调，与自分泌的Ⅳ－C结合，进而激活细胞内信号转导通路，促进癌细胞的增殖、生长及迁移并抑制癌细胞的凋亡。

2．6 Ⅳ－C与前列腺肿瘤 正常前列腺组织BMs上可检测到α1、α2、α5、α6－肽链的表达，其中α6－肽链表达量相对较少。前列腺上皮内瘤属于前列腺的癌前病变。在前列腺上皮内瘤组织中，Ⅳ－C异源三聚体的分布与正常的前列腺中相似，但是α6－肽链在病灶的BMs中几乎完全缺失。前列腺癌组织中，α1、α2－肽链相对于正常的前列腺组织的表达量较少，而α5－肽链在大部分病例中缺失，α6－肽链则完全缺失。Varisli［20］研究发现在前列腺癌组织中COL4A6基因转录水平显著下降，并且COL4A6基因表达水平与前列腺癌预后具有显著负相关性。Assadian等［21］研究发现，在前列腺癌组织中，p53可以通过多种途径提高α1－肽链的水平，并促进α1－肽链释放抗血管生成因子Arresten。因此，血清Arresten含量可能成为判断前列腺癌预后的重要指标。

2．7 Ⅳ－C与口腔鳞状上皮癌 有研究发现α1、α2、α5、α6－肽链在正常口腔黏膜的BMs中呈界限清晰的线性表达［22－23］，未能检测到α3、α4－肽链的表达。在口腔异常增生上皮的BMs上，α1、α2－肽链呈减量的连续线性表达，α5、α6－肽链仍呈境界清晰的连续表达，表达较强。在原位癌中，α1、α2－肽链界限清晰地分布在BMs上，而α5、α6－肽链则呈连续的直线型强表达。在局部炎症的情况下可见α1、α2、α5、α6－肽链被破坏，除此之外甚少见肽链破坏。相对于在口腔上皮异常增生组织中，炎症细胞在原位癌组织中渗透能力更强。在高分化口腔鳞状细胞癌组织中，α1、α2－肽链在癌组织岛周围呈不连续分布，α5、α6－肽链的表达明显减少。在低分化的口腔鳞状细胞癌组织中，癌组织岛周围仅有残余的α1、α2－肽链分布，而α5、α6－肽链的表达完全缺失。Agarwal等［24］研究了Ⅳ－C水平与口腔鳞状上皮细胞癌组织学分型的关系，发现BMs的Ⅳ－C含量及分布特点与肿瘤细胞分化程度相关，分化程度越高，Ⅳ－C含量越高，分布越呈线性、连续状。此外，Liang等［25］研究发现口腔鳞状上皮细胞癌的发生与癌细胞快速黏附Ⅳ－C的能力相关。

3 总结与展望

大量基础和临床研究表明，恶性肿瘤的异常生长、局部的浸润和转移等病理过程都与Ⅳ－C关系密切。当癌细胞突破作为肿瘤天然屏障的BMs，Ⅳ－C的组成和分布会发生明显变化，而且变化的程度与病程密切相关。研究这种变化的机制有利于认识癌组织侵袭和转移的生物学特性。Ⅳ－C还参与和癌细胞的相互作用，激活细胞内的信号转导，促进癌细胞的增殖、生长及迁移并抑制癌细胞的凋亡，相应的细胞信号通路可能成为新的抗肿瘤药物靶点。Ⅳ－C还能促进癌组织内新血管生成，为癌细胞提供生长所需的氧气和营养物质，因此阻断该过程可以抑制肿瘤细胞生长。目前还发现，α1、α2、α3、α4和α6－肽链NC1结构域的多肽片段，如endostatin、arrestin、canstatin、tumstatin等，通过与内皮细胞表面整合素结合，抑制内皮细胞的增殖、迁移和诱导内皮细胞凋亡，从而抑制血管生成，有望成为有效的抗癌药物。检测胃癌、胰腺癌等病变组织Ⅳ－C或血清Ⅳ－C代谢产物变化，可间接反映肿瘤发展的程度，利于肿瘤的早期诊断和预后判断。综上所述，Ⅳ－C在肿瘤早期诊断手段的研究、临床治疗方案的制定和抗肿瘤药物靶点的筛选等领域具有重要研究意义。

［1］ Khoshnoodi J，Pedchenko V，Hudson BG．Mammalian collagen IV［J］．Micr Res Tech，2008，71（5）：357－370．

［2］ Van Agtmael T，Bruckner－Tuderman L．Basement membranes and human disease［J］．Cell Tiss Res，2010，339（1）：167－188．

［3］ Aggeli AS，Kitsiou PV，Tzinia AK，et al．Selective binding of integrins from different renal cell types to the NC1domain of alpha3and alpha1chains of type IV collagen［J］．J Nephrol，2009，22（1）：130－136．

［4］ Ohlund D，Franklin O，Lundberg E，et al．Type IV collagen stimulates pancreatic cancer cell proliferation，migration，and inhibits apoptosis through an autocrine loop［J］．BMC Cancer，2013，13：154．

［5］ Raju P，Cimbaluk D，Korbet SM．The variable course of women with X－linked Alport Syndrome［J］．Clin Kidney J，2013，6（6）：630－634．

［6］ Kalluri R．Basement membranes：structure，assembly and role in tumour angiogenesis［J］．Nat Rev Cancer，2003，3（6）：422－433．

［7］ Baba Y，Iyama K，Ikeda K，et al．Differential expression of basement membrane type IV collagen alpha chains in gastric intramucosal neoplastic lesions［J］．J Gastroenterol，2007，42（11）：874－880．

［8］ Bahramsoltani M，Slosarek I，De Spiegelaere W，et al．Angiogenesis and collagen type IV expression in different endothelial cell culture systems［J］．Anat Histol Embryol，2013，21（13）：1210－1220．

［9］ Brassart－Pasco S，Senechal K，Thevenard J，et al．Tetrastatin，the NC1domain of the alpha4（IV）collagen chain：a novel potent anti－tumor matrikine［J］．PLoS One，2012，7（4）：e29587．

［10］Nakano KY，Iyama KI，Mori T，et al．Loss of alveolar basement membrane type IV collagen alpha3，alpha4，and alpha5chains in bronchioloalveolar carcinoma of the lung［J］．J Pathol，2001，194（4）：420－427．

［11］Goto K，Yokose T，Kodama T，et al．Detection of early invasion on the basis of basement membrane destruction in small adenocarcinomas of the lung and its clinical implications［J］．Mod Pathol，2001，14（12）：1237－1245．

［12］Hirashima K，Iyama K，Baba Y，et al．Differential expression of basement membrane type IV collagen alpha2and alpha6chains as a prognostic factor in patients with extrahepatic bile duct carcinoma［J］．J Surg Oncol，2013，107（4）：402－407．

［13］Chen Y，Sasatomi E，Satoh T，et al．Abnormal distribution of collagen type IV in extrahepatic bile duct carcinoma［J］．Pathol Int，2000，50（11）：884－890．

［14］Kinoshita J，Fushida S，Harada S，et al．Type IV collagen levels are elevated in the serum of patients with peritoneal dissemination of gastric cancer［J］．Oncol Lett，2010，1（6）：989－994．

［15］Ruan H，Hong R，Xie H，et al．Significance of elevated levels of collagen type IV and hyaluronic acid in gastric juice and serum in gastric cancer and precancerous lesion［J］．Dig Dis Sci，2011，56（7）：2001－2008．

［16］Oka Y，Naito I，Manabe K，et al．Distribution of collagen type IV alpha1－6chains in human normal colorectum and colorectal cancer demonstrated by immunofluorescence staining using chain－specific epitope－defined monoclonal antibodies［J］．J Gastroenterol Hepatol，2002，17（9）：980－986．

［17］Nystrom H，Naredi P，Berglund A，et al．Liver－metastatic potential of colorectal cancer is related to the stromal composition of the tumour［J］．Anticancer Res，2012，32（12）：5183－5191．

［18］Döhlund D，Lundin C，Ardnor B，et al．Type IV collagen is a tumour stroma－derived biomarker for pancreas cancer［J］．Brit J Cancer，2009，101（1）：91－97．

［19］Willumsen N，Bager CL，Leeming DJ，et al．Extracellular matrix specific protein fingerprints measured in serum can separate pancreatic cancer patients from healthy controls［J］．BMC Cancer，2013，13：554．

［20］Varisli L．Identification of new genes downregulated in prostate cancer and investigation of their effects on prognosis［J］．Gene Test Mol Bioma，2013，17（7）：562－566．

［21］Assadian S，El－Assaad W，Wang XQD，et al．p53Inhibits angiogenesis by inducing the production of arresten［J］．Cancer Res，2012，72（5）：1270－1279．

［22］Tamamura R，Nagatsuka H，Siar CH，et al．Differential expression of basement membrane collagen－IV alpha1to alpha6chains during oral carcinogenesis［J］．Virchows Arch，2006，449（3）：358－366．

［23］Tamamura R，Nagatsuka H，Siar CH，et al．Comparative analysis of basal lamina type IV collagen alpha chains，matrix metalloproteinases－2and－9expressions in oral dysplasia and invasive carcinoma［J］．Acta Histochem，2013，115（2）：113－119．

［24］Agarwal P，Ballabh R．Expression of typeⅣcollagen in different histological grades of oral squamous cell carcinoma：an immunohistochemical study［J］．J Cancer Res T－her，2013，9（2）：272－275．

［25］Liang X，Osman TA，Sapkota D，et al．Rapid adherence to collagenⅣenriches for tumour initiating cells in oral cancer［J］．Eur J Cancer，2014，50（18）：3262－3270．