毛皮动物(貂、狐)作为生物模型的应用前景

孙红梅，路晓，赵海平，李春义

(中国农业科学院特产研究所特种经济动物分子生物学国家重点实验室，长春 130112)

在生物学和医学发展过程中，动物模型起到了不可磨灭的作用。尤其是哺乳动物，因其与人类的高相似度，更是研究者们所青睐的。貂、狐为珍贵毛皮动物，不仅是我国养殖业中的支柱产业，它们还具有非常独特的生物学特性，如紫貂的胚泡滞育特征、水貂雄性不育以及蓝狐可代谢高脂肪日粮等。这些都曾是动物学问题，而其背后的调控途径，则最终决定了它们的生物医学价值，因为调节过程中所赖以进行的递质、激素、受体以及胞内信使途径等在不同哺乳动物物种中往往具有同功性，因而某些关键调解途径可能被借鉴到生物医学上来，随着科学研究的深入，使之成为了富有前景的天然生物医学研究模型。

下面将分别介绍毛皮动物的主要生物学特性及研究进展，并对其在生物医学研究领域作为生物模型应用的前景进行了总结。

1 蓝狐作为营养与肥胖症的研究模型

随着生活水平的提高，肥胖症、糖尿病、高血脂等现代“富裕病”发病率急剧增长。美国男性肥胖者占25%，女性占42%。而肥胖和冠心病、糖尿病等疾病有密切关系。我国在这方面的增长趋势也逐渐成为了一个令人担心的问题。健康专家和教育家纷纷通过各种媒体大力宣传低脂饮食、减少脂肪摄入。如何摄取脂肪、摄取多少脂肪才能最大程度地减少危害，一直是困扰健康专家们的主要问题之一。

有趣的是，在自然界中存在着能够代谢高脂肪日粮而不患富贵病的哺乳动物，如蓝狐。蓝狐是珍贵的毛皮动物之一，原产于欧洲、北美洲北部和接近北冰洋地带，属于食肉目犬科动物。他们是如何解决摄入高脂肪日粮而不肥胖的？脂肪代谢、沉积的机制是怎样的？通过对蓝狐脂肪代谢机制的研究，希望能为人类脂肪合成、分解以及减少肥胖症发生提供理论依据。日粮中的脂肪是蓝狐主要的能量来源。研究表明，来源于脂肪代谢能的生产价值高于来源于其他营养物质的生产价值[1～3]。蓝狐对高脂肪日粮有较强的适应性[2]，而且蓝狐日粮中的各营养物质的利用率都随着日粮脂肪水平的增加逐渐增加，并且氮排泄量逐渐减少，从而降低对环境的污染。日粮中脂肪最高水平可以达到40%，对消化代谢器官无任何影响，且蓝狐生理状态正常，不患肥胖症。而人的最大耐受量仅有1.0g/kg。目前对蓝狐脂肪代谢的研究主要集中在脂肪利用率方面。耿业业[2]试验表明，随着日粮脂肪水平的增加，蓝狐对脂肪的消化率逐渐增加，当脂肪水平达40%～54%时，脂肪消化率达到试验最高值。如果再高会引起蓝狐肠道形态学上的改变。研究还表明，蓝狐肠道脂肪酶活性随着日粮脂肪水平的增加而升高。分析原因，可能是当摄入不同含量营养素时，机体为适应饲料性质，加强营养素的吸收所作出的反应[4]。分子机制方面，耿业业等[2]研究表明，蓝狐肝脏MTP基因表达量随着脂肪水平的增高而有明显增高的趋势。

同是犬科狐属的银狐，日粮中脂肪的最高含量仅为10%左右。比较蓝狐与银狐消化道结构、消化酶等特点发现，蓝狐在消化道结构及消化酶分泌上与普通耐受能力的银狐没有明显差别。所以专家认为，蓝狐耐受高脂肪日粮的原因可能是脂肪合成、分解途径比较特别，但具体的机制还有待于进一步研究。对蓝狐脂肪代谢机制的研究有利于了解蓝狐如何处理脂肪消化代谢与沉积之间的关系，如何能摄入大量脂肪而不患“富贵病”的原因，为建立营养与肥胖症研究模型奠定理论基础。

2 水貂作为高等动物雄性不育研究模型

在水貂繁育中，雄性不育是较常见的现象，有些色型的不育公貂可高达20%以上[5，6]。据统计，低生育能力的公貂占11.9%，完全无生育能力的公貂占6.7%，并且低生育力公貂的后代会有2%的雄性个体完全没有生育能力。在生产中，1只公貂往往与数只母貂交配，因此，不育公貂会导致与其交配的数只母貂都不受胎或个别受胎但繁殖力极低。因此，不育公貂在生产上所造成的损失是不容忽视的。而在生物医学领域，这种现象却为研究哺乳动物雄性不育提供了天然的研究模型。因此，对水貂雄性不育机制的研究可以为哺乳动物乃至人类男性生殖机制的研究提供一定理论依据。目前，在生产上，对不育公貂主要是淘汰，对其生殖及不育机制的研究还较少。自20世纪七八十年代以来，科学家对水貂生殖生物学以及水貂雄性不育的原因和表现形式等方面进行了研究。

2.1 公貂生殖生物学

对公貂生殖生物学的研究表明，由于水貂属于季节性发情动物，成年公貂的睾丸仅在配种季节前后的几个月里具有功能，配种季节过后，睾丸即退化、缩小，功能也随之丧失，直到11月份，精子才再次开始发生，为下一年的配种做准备。

新生水貂的睾丸含有被白膜紧密围绕的曲细精管系统[5，7]，曲细精管内壁有单层的足细胞和少数发育着的精原细胞。在小管之间有2种不同类型的间质细胞，说明在它们的细胞质中聚集脂类的能力是不同的。而成年公貂在小管之间只观察到一种间质细胞。在6月～7月份，这些细胞基本处于静止状态。Bostrom等[8]研究表明，间质细胞的核质比在10月份为1.0～1.5，在1月份～2月份为1.0～2.0，在2月末达到1.0～2.5。睾丸酮等雄性激素主要由间质细胞分泌，其浓度在12月份之后开始上升[9～11]。睾丸的重量与体重不相关[5]，但睾丸和副睾的重量与年龄相关[12]。

精子发生后，从曲细精管传送到副睾，精子通过副睾管时，活动性逐渐增加，并获得功能。睾丸中刚发生的精子含有胞质小滴，但在通过副睾的过程中会逐渐减少，在射精时，精子很少含有胞质小滴。同时精子在从睾丸到副睾的转移期间，顶体的长度发生变化，其前部顶体的长度显著减少而后部顶体的长度显著增加。6月～11月，睾丸丧失功能，副睾中几乎看不到精子活动。2月～3月，副睾重量才逐渐增加。水貂的副性腺包括前列腺和独特的壶腹。前列腺的分泌物起着把精子转运给母貂的介质作用。前列腺完全包围着骨盆尿道，在配种季节里，体积达到最大。壶腹是由输精管表面上分支的小管所组成的纺锤体形的膨大[13]。

2.2 水貂雄性不育的原因

2.2.1性成熟延迟引起的不育由性成熟延迟引起的不育与人的青春期延迟类似。幼貂由于身体生长迟缓，睾丸未得到充分发育，在配种期睾丸较小，睾酮分泌水平也较低，不产生精子或只产生少量精子，导致个体不育。据研究，这种生长迟缓和不育是由于控制生长和生育的基因发生突变所造成的。

2.2.2附睾障碍引起的不育由于公貂附睾患有某些疾病，使附睾管出现阻塞或障碍，使睾丸产生的精子不能正常地排出并通过附睾，因此，射出的精液无精子或只有少量畸形精子。

2.2.3隐睾引起不育公貂的隐睾多是由于腹股沟部皮肤和体壁间脂肪的堆积，使鞘膜粘连堵塞而阻止睾丸由腹腔下降至阴囊中，从而使睾丸不能产生精子和正常分泌雄性激素，睾丸是否能正常下降取决于脂肪块的脂肪细胞对雄性激素的正常反映。

2.2.4自身免疫引起的不育有些公貂睾丸合成组织胺的速率异常高，组胺在睾丸中大量蓄积，破坏了睾丸的血液屏障，使精子穿出精细管进入组织间隙，从而激活了淋巴细胞，产生精子抗体，进而使睾丸不产生精子或产生的精子畸形，从而引起公貂不育。

3 紫貂作为胚泡着床机制研究模型

紫貂又名黑貂，俗名大叶子，属食肉目鼬科貂属，是珍贵而稀少的毛皮动物。紫貂皮为细毛裘皮，皮板细腻、结实耐用，绒毛丰厚，针毛灵活，色泽光润，华美轻柔，历来被视为珍品。20世纪70年代，我国紫貂资源储量仅为6000只，现已被我国列为一级保护动物。经30余年的驯养研究，已能够在笼养条件下繁殖，由于繁殖力较低，曾在繁殖生态学及繁殖技术等方面[14～16]进行了较多的研究，而对于繁殖生理学方面的研究主要集中在20世纪八九十年代。紫貂的交配期为6月份～8月份，交配后受精卵经过3d～5d发育至桑椹胚。之后就在子宫内游离，直至翌年的2月份才开始附植，此期称为胚胎滞育期或游离期。胚泡附植后，经过40d左右的胎儿发育期，就可以分娩，产仔期为3月下旬～4月上旬。可见紫貂是一种典型的胚泡滞育动物，其滞育时间长达220d～250d，占整个妊娠期的80%以上。专家认为，紫貂这种胚胎滞育的现象是其在长期进化过程中形成的一种生殖策略，即胚胎要暂时停止生长发育，直到外界环境适合母子生存胚胎才着床、发育，最后分娩。这样就为我们研究哺乳动物胚胎游离期的生理、生物学特征以及胚泡着床、胚胎移植等争取了较长的时间，为我们研究胚胎着床、移植等机制提供了天然的研究模型。

但是，目前对于紫貂胚胎如何静止、存活以及胚胎的活化、着床、发育等的生理、生化、分子等各方面的研究还处于比较基础的水平。门陶岩等[17]研究了生殖激素对胚胎着床的调控。研究表明，在胚胎滞育期内紫貂体内各种生殖激素的变化直接影响着游离胚泡的存活和产仔，特别是雌二醇和孕酮在此期的协调变化尤为重要。雌激素、孕激素在体内互相依赖、互相对抗，它们之间存在着一种动态平衡，共同维持着动物机体的生理活动[18]。而这种雌激素、孕激素间的平衡需要有一些调节因子的调节。性激素结合蛋白(SHBG)就是其中一种调节性激素在血液中浓度变化的重要因子。因此，门陶岩等对受配笼养紫貂进行了滞育期血清SHBG的测定工作，以探讨其变化规律及其与胚泡附植的关系。结果表明，产仔母貂血清SHBG变化规律为先下降后升高，而空怀母貂的变化规律为先升高后下降。他们认为，血清SHBG的这种变化特点与血液中雌二醇及孕酮的变化有关。当孕激素在体内含量较高时，雌二醇较低。产仔母貂在胚泡游离期，血液内孕酮水平增高[15]，而雌二醇水平相对较低，以后SHBG水平逐渐降低是为保证正常妊娠所需低水平雌二醇的缘故。游离的胚泡开始发育后，血清SHBG开始逐渐上升，因为子宫此时已开始发育，为胚泡附植做准备。而子宫内膜的发育需要雌二醇的致敏作用[19]。因此，此期雌二醇水平增高。SHBG的含量迅速增加，可能是保证雌二醇的含量处于适宜水平的结果。这样既能对子宫内膜产生致敏作用，又不影响孕酮促进胚泡附植的功能。空怀母貂的变化规律为：先升高后下降。可能因为受配后未排卵，或排卵后黄体发育不全，血液中孕酮水平一直较低，而雌二醇水平仍相对较高，配种后逐渐转入静止期，雌二醇水平逐渐下降，因而SHBG水平呈先逐渐增高后迅速下降的趋势。

除了激素影响外，Murphy BD[20]利用将近40年的时间研究了环境因素、垂体因子以及卵巢等对水貂胚胎着床的影响，后来又通过比较子宫全基因表达，发现胚胎激活时多胺类的物质合成明显增加，后来证明多胺类和腐胺能诱导胚胎从被迫滞育中脱离，多胺缺乏会使胚胎进入滞育状态，而合成多胺使胚胎激活。Lefèvre PL[21]认为，多胺是调控细胞增殖和生长的必要调节因子，所以在胚胎滞育时多胺类的合成调节胚胎的滞育和激活；并通过实验证明多胺类为目前发现的一种调节胚胎滞育的必要因子。

Cha J等[22]研究了高保守的同源框基因家族中Msx1和Msx2基因在不同动物胚胎滞育期时子宫中的表达情况。结果表明，在胚胎滞育期，Msx1和Msx2表达维持一个较稳定的水平，随着胚胎激活和着床，Msx1和Msx2表达迅速下调。子宫Msx1和Msx2基因失活小鼠不能完成滞育和着床。进一步研究表明，Msx基因在胚胎滞育期的表达是由Wnt5a信号所调控的。Lefèvre PL等[23]对胚胎滞育期和着床期子宫转录组研究发现，HMGN1和SPARC 2个主要在子宫内膜上皮细胞核皮下基质中表达的基因与细胞间相互作用有关，在胚胎激活期比胚胎滞育期表达明显升高。因此可作为胚胎着床的子宫信号。

从目前来看，当前国际上在毛皮动物这个小小的领域里耕耘的依然是动物学家，从生物医学角度研究特种动物尚在起步。我国幅员辽阔，北方的毛皮动物资源为我们创造了天然的实验动物条件。因而我们倡导有关研究领域从生物医学角度对毛皮动物进行研究，从而为中国和世界人民的健康事业做出贡献。这些动物学问题，随着科学研究的深入将成为富有前景的医学研究模型。基础科学研究最终造福人类，是科学发展的必然规律。

[1]刘佰阳,李光玉,张海华,等.不同水平脂肪对冬毛期蓝狐生产性能及消化代谢的影响[J].经济动物学报,2008,12(3):131-135.

[2]耿业业.育成期蓝狐脂肪消化代谢规律的研究[D].北京:中国农业科学院,2011:8-69.

[3]耿业业,张铁涛,张志强,等.脂肪水平对育成期蓝狐生长性能、体脂沉积及血液生化指标的影响[J].动物营养学报,2011,23(9):1637-1646.

[4]耿业业,高志光,张铁涛,等.日粮脂肪水平对育成期蓝狐肠道形态结构和消化酶活性的影响[J].中国畜牧杂志,2013,49(11):61-63.

[5]C.Sundgvist,程业国.利用精液检查、睾丸触诊、睾酮含量测定以及睾丸穿刺活组织检查的方法淘汰雄性不育种貂[J].毛皮动物饲养,1987,(1):51-55.

[6]Sundqvist C,Ellis LC,Bartke A.Reproductive endocrinology of the mink(Mustela vison)[J].Endocr Rev,1988,9(2):247-266.

[7]Zaleska-Freljan K.Histological changes in the gonads of the American mink during postnatal development[J].Acta Theriol(Warsz),1976,21(12):287-298.

[8]Bostrøm K.Patho-anatomical findings in a case of mumps with pancreatitis,myocarditis,orchitis,epididymitis and seminal vesiculitis[J].Virchows Arch A Pathol Pathol Anat,1968,344(1):111-118.

[9]Nieschlag E,Bieniek H.Endocrine testicular function in mink during the first year of life[J].Acta Endocrinol(Copenh),1975,79(2):375-379.

[10]Pilbeam TE,Concannon PW,Travis HF.The annual reproductive cycle of mink(Mustela vison)[J].Anim Sci，1979,48(3):578-584.

[11]Boissin-Agasse L,Boissin J.Seasonal changes of testicular function in two mustelids:ferret(Mustelafuro L.) and mink(Mustela vison S.)[J].J Physiol(Paris),1979,75(3):227-232.

[12]Askins DC.Spontaneous tension pneumothorax during sexual intercourse[J].Ann Emerg Med,1984,13(4):303-306.

[13]Sundqvist C,Amador AG,Bartke A.Reproduction and fertility in the mink(Mustela vison)[J].J Reprod Fertil,1989,85(2):413-441.

[14]佟煜人,郭永佳.紫貂配种期的性行为[J].特产科学实验,1980,(2):45-47.

[15]宋建华,佟煜人,肖永军.光因子对紫貂繁殖及换毛的影响[J].生态学杂志,1988,(6):27-29.

[16]杨常仁.性激素结合蛋白[J].生物化学与生物物理进展,1979,(1):1-7.

[17]门陶岩,宋建华,李春义,等.紫貂胚泡滞育期血清性激素结合蛋白的测定[J].特产研究,1991,(1):3-4.

[18]董伟.家畜的生殖激素[M].北京:科学技术出版社,1986:1-32.

[19]Ralpil M,Wynn.子宫生物学[M].北京:人民卫生出版社,1982:179-216.

[20]Murphy BD.Embryonic diapause:advances in understanding the enigma of seasonal delayed implantation[J].Reprod Domest Anim,2012,47(6):121-124.

[21]Lefèvre PL1,Palin MF,Chen G,et al.Polyamines are implicated in the emergence of the embryo from obligate diapause[J].Endocrinology，2011,152(4):1627-1639.

[22]Cha J,Sun X,Bartos A,et al.A new role for muscle segment homeobox genes in mammalian embryonic diapause[J].Biol,2013,3(4):1-10.

[23]Lefèvre PL,Palin MF,Beaudry D,et al.Uterine signaling at the emergence of the embryo from obligate diapause[J].Am J Physiol Endocrinol Metab,2011,300(5):800-808.