木薯诱变育种研究进展

谢向誉　陆柳英　曾文丹　严华兵

摘 要：为了加快木薯优良品种选育进程，笔者简述了近年来国内外木薯诱变育种的研究进展。重点归纳了木薯诱变材料的选择、诱变方法、诱变方式、木薯诱变效应及突变体的鉴定、筛选及嵌合体的分离策略等方面，同时提出了目前木薯诱变育种存在的突变随机性和嵌合体等问题及解决方案。指出如何建立一套高效的诱变育种技术将是一个关键的问题。另外笔者认为诱变育种技术与离体技术、生物技术结合将是今后木薯研究的重点。

关键词：木薯；诱变育种；研究进展

中图分类号：S533 文献标志码：A 论文编号：2013-0660

0 引言

木薯（Manihot esculenta Crantz）又称木蕃薯、树薯、树番薯，多为二倍体，染色体数目为2n=36[1]。木薯是大戟科（Euphorbiaceae）木薯属（Manihot）植物属内有98个种，木薯是唯一的栽培种[2]。木薯起源于南美洲，与甘薯、马铃薯合称为世界三大薯类作物，其产量在粮食作物中排第7位，全世界超过6亿人口依赖它提供基本的热能[3]。木薯用途非常广泛，不仅是优良的淀粉作物，而且是重要的生物质能源作物[4]。优良的品种是木薯产业发展的保障，但是目前木薯的品种存在着许多问题，比如说：抗病性差，产量低，淀粉含量低等。因此，如何加快木薯优良品种的选育，是木薯产业发展亟待解决的重大问题。

目前，木薯的品种选育手段主要有常规育种，诱变育种，生物技术育种。木薯许多品种基本上都是常规杂交选育而成，然而育种专家发现，杂交育种技术的广泛用及单一品种的大面积推广，且杂交育种仅依靠品种间的遗传重组将会导致生物多样性减少、遗传基础变窄，这对于育种的影响是致命的。此外，常规育种选育品种受到气候和时间等因素的限制，效率较低；而生物技术育种则由于成本较高、程序复杂、技术难度较高等特点，也具有一定的局限性；相比之下，诱变育种具有性状稳定快，育种周期短，扩展遗传基础等优点。

诱变育种改良作物已经有70多年的历史，目前世界上已经利用诱变方法育成了2252个品种，诱变育种近年来取得了丰硕的成果[7]。Kharkwal和Shu[7]报道，在未来的几十年中，诱变育种将在提高世界食物安全方面扮演重要角色。现将木薯诱变育种相关的近年来的研究概述如下，以期对今后木薯诱变育种的研究提供参考。

1 木薯诱变材料选择及方法

1.1 受体材料

诱变育种的关键之一是诱变材料，它主要根据材料的性质和诱变方法来选择。木薯诱变材料主要有种子，种茎，体细胞胚及子叶等。Sanchez等[8]用1400颗木薯种子作为诱变材料，获得了4个新的突变体。Nayar等[9]以木薯种茎为外植体，成功的诱变出了在叶和块茎中具有高含量HCN的突变体。同时Asare和kantanka等[10]以5个木薯品种的种茎为外植体，也成功的诱导出了新的突变体品种。另外Owoseni等以木薯种茎为诱导，选出了γ射线（60Co）的最佳诱导剂量范围[11]。Lee等[12]以Mcol 22和Mcol 1505的体细胞胚为材料进行了γ射线（60Co）辐射的初步研究，确定了LD50剂量。Joseph等[13]用“PRC 60a”的木薯体细胞胚作为诱变材料，获得了S14和S15 2个变异株。陆柳英等[14]在剂量率为1 Gy/min的60Co-γ诱变下对胚状体子叶进行了研究，确定了适宜辐射剂量。然而以木薯胚型细胞和花粉作为诱变材料的研究还未见报道。

1.2 物理诱变

物理诱变主要是指利用辐射等物理因子诱发基因突变和染色体变异，主要是使植物染色体发生畸变。常见的有γ射线，X射线，中子，α射线，β，离子束，激光等。罗兴录等[15]用60Co-γ不同剂量辐射木薯种茎得出，木薯的株高、茎粗、单株块根数、块根淀粉含量差异明显。陆柳英等[14]采用60Co-γ射线辐射的方法在剂量率为1 G y/min的辐射强度下对带单芽茎段、体细胞胚与胚状体子叶进行不同剂量的辐射处理后发现，木薯组培苗带单芽茎段60Co-γ射线辐射的剂量应小于10 Gy，体细胞胚和胚状体的子叶的辐射剂量宜选择在10～20 Gy之间。近年来，科研人员采用激光、电子流、电子束等诱变处理植物，获得了较好的处理效果。木薯在这方面研究未见报道。木薯诱变育种应扩大诱变源的研究，以期筛选出更好的诱变源。

1.3 化学诱变

化学诱变具有成本低、使用方便、诱变作用专一性强等特点，是一种迅速发展的育种途径。农作物化学诱变育种是人工利用化学诱变剂诱发作物发生突变，再通过多世代对突变体进行选择和鉴定，直接或间接地培育成生产上能利用的农作物品种[16]。化学诱变剂种类很多，然而在栽培作物中只有少数化学物质具有诱变效果。在农作物育种中应用较广泛的是甲基磺酸乙酯（EMS）、叠氮化钠（NaN3）、平阳霉素（PYM）。EMS是目前运用最广泛也是公认最为有效的诱变剂。陆柳英等[14]采用常用的化学诱变剂甲基磺酸乙酯（EMS）、EMS与苯甲酰胺的组合、硫酸二乙酯（DES）对木薯品种SC8和SC124进行了诱变研究。

对于木薯化学诱变的研究的报道较少。胡小元等[16]用NaN3和EMS处理木薯克隆的顶端2个茎节，结果表明，它们具有与γ射线和快中子处理相近的效果，并其所产生的损伤较易恢复；NaN3和EMS最适合剂量浓度分别为3.0 mmol/L和0.6%，NaN3诱发M1V1形态变异率高于EMS。此外，陆柳英等[14]研究得出，采用甲基磺酸乙酯（EMS）、EMS与苯甲酰胺的组合、硫酸二乙酯（DES）对木薯品种SC8和SC124的带单芽茎段进行了化学诱变，确定其半致死浓度分别为：SC8的半致死处理为1.1% EMS、1.1% EMS+5 mmol/L苯甲酰胺、0.9% EMS+10 mmol/L苯甲酰胺以及0.4% DES；SC124的半致死处理为0.8% EMS、0.7% EMS+ 5 mmol/L苯甲酰胺、0.5% EMS+10 mmol/L苯甲酰胺以及0.3% DES。并发现SC8品种的0.3% EMS及0.3% EMS+5 mmol/L苯甲酰胺这2种处理的脯氨酸含量大于SC8低温处理的材料和抗寒品种SC124低温处理的材料，故认为这2组经诱变处理并经低温压力选择后的材料很可能存在抗寒性强的突变植株。然而采用平阳霉素或其他药剂作为木薯的化学诱变剂目前还未见报道。

2 木薯诱变效应研究

目前，木薯育种目标主要为：高产、高淀粉、抗病虫害、高品质等。高产一直是突变育种的主要目标，在全部突变育种工作中占有主导地位。作物的产量潜力是一种典型的数量性状，它表现为连续变异，并受环境因子的影响。目前国内外有着越来越多的高产突变新品种被推广应用[17]。Joseph等[13]采用50、100、200、300 Gy的60Co-γ辐射木薯PRC 60a的嫩叶和不同时期的体细胞胚和子叶后，研究结果表明，球形体细胞胚是最适合的外植体，并获得了一系列在植株表型及块根特性方面差异表现的突变株系；其中的突变株S14和S15在块根产量上分别比野生型的减少17倍和60倍；而S15在淀粉含量和直链淀粉含量分别下降了50%和30%。虽然Joseph等[13]的研究没有达到诱变育种的直接目标，但是通过与母本的基因片段序列分析，可以间接的为以后研究提供宝贵的经验。此外，Sanchez等[8]利用γ射线诱变种子，筛选获得一批突变株系，其中一个突变系具有耐PPD的特性，这对于木薯鲜食的市场开发具有重要的意义；另外发现一个突变株系淀粉颗粒小、直链淀粉含量高，在食品工业和木薯淀粉降解上有重要应用价值。Amenorpe等[18]对4个当地品种的茎段以35 Gy辐射处理后，发现了4个具有高直链淀粉含量（26.8%～32.7%），4个具有低直链淀粉含量（11.7%～14.0%），以及无糖变异株系。Nwachukwu等[19]利用γ射线对利日尼亚3个主栽品种的种茎，即TMS30572、NR8817和NR84111进行辐射诱变，获得了一批氢化物、干物质和淀粉含量差异表面的突变株系，其中14个株系表现较低的氢化物含量，22个品系表现较高的干物质含量。Nayar等[9]研究发现，对木薯茎段进行辐射处理后，得到一种在叶片和块根中HCN含量很高的变异株。Asare等[10]以种茎（10 cm左右长）为外植体，利用γ射线对IITA来源的几个材料进行辐射诱变，通过对M1V3和M1V4代材料进行鉴定筛选，获得了保持高产和高抗病特性，而薯块加工性能得到提高的突变株系。刘继红等[20]研究表明，抗性是与很多不良性状相连锁的，传统的杂交育种要通过多代回交才能除去与其相联锁的劣质性状，而辐射则可以在一定程度上克服这一困难获得一些具抗性的突变新种质。Ahiabu等[21]以种茎和组培苗茎尖为外植体，利用γ射线对加纳品种“Bosom nsia”进行辐射诱变，获得了ACMV抗性的突变株系。陆柳英等[14]以组培苗带芽茎段为材料，利用EMS对木薯品种SC8和SC124进行化学诱变，初步建立了以带芽茎段为外植体的EMS诱变技术体系。陈显双等[22]用秋水仙素对大田木薯腋芽生长点进行诱导，结果表明用4 g/L、6 g/L的秋水仙素处理木薯腋芽生长点，其诱导效果比较好。其中6 g/L的诱导后裂叶出现萎缩、缺失，变异面积大。王建岭等[23]采用木薯组培茎段为材料，采用不同诱导配方，结果发现，MS+2，4-D 2.0+NAA 0.1的诱导效果最好，诱变率比较高，且诱导出的木薯愈伤组织在适当的环境条件下能很快诱导出来芽；诱导后的变异植株表现为叶片变厚，叶色变深。

3 突变体的鉴定、筛选及嵌合体分离策略

3.1 突变体的鉴定及筛选

物理、化学诱变的木薯营养体突变体多以嵌合体的形式存在，因此，分离选择是获得突变体的关键。目前主要有以下几种发法。

3.1.1 形态学与细胞学方法 形态学方法主要是通过突变植株与对照植株比对两者的形态差异来分离突变体。据Lapins等人研究认为试材辐射后生长的初生枝基部芽集中大量的突变细胞，如黑穗醋栗经辐射处理后，枝条下部的芽分离出51.8%的突变体，中部24.2%，上部13.9%[24]。依据突变细胞多集中在枝条基部，对辐射后的枝条从基部进行连续修剪、嫁接或扦插，促进突变芽萌发是分离显现突变体的基本方法[25]。对突变细胞较集中的芽位进行连续短截修剪，可以使扇形突变体不断扩大，获得稳定的周缘嵌合体或同质突变体[26]。这在木薯突变体分离中也可以应用的一种实用的方法。细胞学方法主要是观察突变体植株的染色体数量和结构。木薯秋水仙素诱导后的变异植株经常应用流式细胞仪进行倍性鉴定突变植株。

3.1.2 离体培养和诱变结合方法 通过诱变技术和离体组织培养法结合来分离筛选突变体也是一种比较好的方法。例如：把早期发现的突变叶片放到组培室中进行分离培养变异组织，从而获得稳定的变异植株。利用诱导处理材料产生不定芽，由此获得突变体的方法即通常所称的“不定芽技术”。采用不定芽技术使顶端分生组织以外的组织器官如叶片、叶柄等产生的体细胞突变得到显现利用，如果不定芽起源于辐射材料的单个表皮细胞或少数细胞，可以减少体细胞选择，获得高频的周缘嵌合体或同质突变体，大大缩短育种年限[26]。

3.1.3 生理生化方法 通过检测诱变植株体内的蛋白质含量、同功酶及过氧化物酶活性或通过化学药剂来选择突变体。日本Ikeda在研究苹果诱发有用的突变体中发现，利用幼苗对碘代醋酸的显色反应可对矮化突变体进行早期鉴定。陈善春等[27]研究发现，所有柑橘无核突变系叶片的过氧化物酶酶谱少了一条带，因而认为过氧化物酶酶谱带数的多少可以用作突变体早期选择和鉴定的生化指标。木薯还没有此方面的研究报道。

3.1.4 分子生物学方法 随着分子生物学的发展，人们已逐渐从分子水平对特定变异进行早期鉴定[28-29]。澳大利亚的Novar等用RAPD技术鉴定香蕉特定性状的变异。Caetano-Anolles等[30]在农作物上利用分子标记对一些突变体进行分析，区别真伪突变体，利用与分子标记连续的关系对突变体基因加以标记。目前TILLING技术已经被IAEA和CIAT合作应用于突变体的鉴定[31-32]。反向遗传学策略，特别是TILLING技术已经显示了它作为鉴定物理或化学突变体工具的有效性[33]。TILLING技术已经在拟南芥、水稻、玉米和小麦的突变体的鉴定方面得到了很好的应用，并且不同植物品种的TILLING公共商业服务平台已经建立[34]。

3.2 嵌合体分离策略

由于木薯是无性繁殖作物，因此在诱变育种过程中经常会出现嵌合体现象。嵌合体主要有扇形嵌合体、边缘嵌合体、周缘嵌合体3种类型。事实上，扇形嵌合体通常很少出现，它通常不是很稳定，但是容易分离成纯合体；而边缘嵌合体通常也不稳定，容易恢复正常或转化为周缘嵌合体；然而周缘嵌合体较为稳定，许多花卉变异植株中都为周缘嵌合体组织。嵌合体分离主要有以下几种方法：（1）组织发生不稳定法。利用组织发生不稳定原理最终使植株嵌合体转变为周缘嵌合体。组织不稳定性可以通过给予茎尖分生组织适当损伤来提高；大剂量的辐射用于诱变植株可以实现不稳定植株的突变转化。（2）无性繁殖法。通过离体组培诱变，并不断进行茎尖继代，可以分离嵌合体。另外还可以通过诱导悬浮细胞培养技术培养的茎尖可以彻底分离嵌合体。有研究表明，嵌合体可以通过体细胞胚诱导产生单细胞来解决[35]。胚性细胞悬浮系可以作为诱导的外植体，从而避免出现嵌合体的出现[36-37]。据报道，多芽诱导技术（multi-apexing）是一种分离嵌合体的有效工具，通过3次继代培养，它可以将嵌合体从100%降低到8%[38]。（3）种子繁殖法。将种子进行诱变后，通过连续自交来分离嵌合体。但是通常由于植株本身杂合性、自交不亲和性等原因，种子繁殖法不用于嵌合体的分离。Jankowicz-Cieslak等[39]研究表明，在结合TILLING技术下，通过多尖端技术，传统诱变技术，精确的基因型评价去除嵌合现象已经取得了丰硕的成果，并通过化学诱变剂EMS处理分生组织也可以快速分离嵌合体。目前木薯的分离嵌合体技术方案已经被开发，且已经获得了多倍体变异株[40-41]。

4 木薯诱变育种存在的问题及解决办法

4.1 突变的随机性

木薯诱变产生的变异方向是不可预期的，结果有可能是好的，有可能是不好的变异。这将降低木薯诱变育种的效率。依靠分子生物技术策略可以直接通过查询目标基因的变化来提高诱变效率。研究表明，反向遗传学策略，特别是TILLING技术已经被应用于诱变育种突变体的鉴定，并且取得了很好的成效。据报道不同植物品种的TILLING公共商业服务平台已经建立，随着木薯的基因测序等的完成，木薯诱变育种效率将会迈上一个新的台阶。

4.2 嵌合体的发生

嵌合体现象是木薯诱变育种的常见现象，在诱变处理过程中，常常会表现为各种变异细胞群体与未变异细胞群体共存，这就产生了嵌合体。木薯嵌合体多以扇形嵌合体形式存在。如果不能及时并准确把有利变异细胞或组织分离出来，那么，这些细胞或组织将会被旺盛生长的正常细胞或组织所包围，植株最终将恢复处理前的正常组织。因此，如何准确并有效的分离嵌合体，将是诱变育种工作者所面临的重大问题。我们根据前人的相关研究，进行分析，认为目前解决木薯嵌合体较为理想的方案主要有无性繁殖分离法、单细胞诱变法及变异枝条多次分离法。

5 展望

诱变育种具有突变频率高，变异范围光；改良作物个别单一性状比较有效；诱发的便宜较稳定，可以缩短育种时间。但诱变育种也存在突变方向和性质难以掌握及突变体多为嵌合体等问题。目前中国木薯诱变研究主要局限于形态、生理生化与组织解剖上，且存在诱变源单一，诱变材料选择等问题，今后应从以下几个方面加强研究。

5.1 加强研究木薯诱变机理

今后应加强诱变后木薯植株形态解剖，生理生化，分子水平等的研究，对诱变后染色体结构、数量、DNA损伤、修复及其与突变形成的关系等深入研究，以使突变尽可能向着有利的方向变异，有可能的话进行定向诱变。

5.2 诱变方法与技术的结合

在诱变育种的研究与实践中，以提高诱发频率和选择效率为中心，不断改进诱变育种的方法。诱变技术与组培技术结合可以加快变异的纯合，缩短育种年限，两者结合起来的育种方法是木薯育种中非常值得开拓的领域。另外许多育种家认为化学诱变与物理诱变结合可以提高诱变效果，即各种诱变因素结合起来，增宽突变谱，增加突变频率。

5.3 诱变材料的选择

诱变材料的选择对于诱变育种来说是一个关键因素。目前胚性细胞和花粉是非常有前景的诱变材料，它们具有诱变率高，无嵌合现象等优点。尤其是花药离体培养诱发突变及筛选技术最引人注目，显性或隐性突变体都能很好表现，通过染色体加倍，能较快得到稳定且纯合的突变系。

参考文献

[1] Carvalho R， Guerra M. Cytogenetics of Manihot esculenta Crantz （cassava） and eight related species [J]. Hereditas，2002，136：159-168.

[2] Nassar N M A， Graciano-ribeiro D， Gomes P F， et al. Alterations of reproduction system in a polyploidized cassava interspecific hybrid[J]. Hereditas， 2010，147：58-61.

[3] 邹积鑫，李开绵，王文泉.微卫星分子标记在木薯种质资源遗传分析中的应用[J].华南热带农业大学学报，2005，11（2）：1-3.

[4] 韦本辉.中国木薯蕴具巨大产业经济开发潜势[J]. 资源与生产，2001（5）：17-19.

[7] Kharkwal M C， Pandey R N， Pawar S E. Plant Breeding： Mutation Breeding for Crop Improvement. In：H K Jain and M C Kharkwal（Eds.）. Plant Breeding[M]. Germany： Springer Netherlands，2004：601-645.

[8] Sanchez T， Roserob A， Tofino， A P， et al. Induction and identification of useful mutations for root quality traits in cassava. In： Shu Q.Y. （Eds.）. Induced plant mutations in the genomics era[M].Food and Agriculture Organization of the United Nations， Rome，2009：266-269.

[9] Nayar G G.， Nair R B， Rajendran P G. cassava varietal improvement in India. In： Howler R.H.， Kawano K. （Eds.）. Cassava breeding and agronomy research in Asia[M]. CIAT，1987：34-42.

[10] Asare E， Kantanka O S. Improvement of cassava cooking quality through mutation breeding[R]. IAEA-TECDOC-951， IAEA， Vienna ，1997：19-24.

[11] Owoseni O， Okwaro H， Afza R， et al. Radiosensitivity and in vitro mutagenesis in African accessions of cassava （Manihot esculenta Crantz） [J]. Plant Mutation Reports，2006，1（2）：32-36.

[12] Lee K S， Duren M V， Morpurgo R. Somatic embryogenesis in cassava： a tool for mutation breeding[R]. IAEA-TECDOC-951， IAEA， Vienna，1997：55-59.

[13] Joseph R， Yeoh H H， Loh C S. Induced mutations in cassava using somatic embryos and the identification of mutant plants with altered starch yield and composition[J]. Plant Cell Rep.， 2004，23：91-98.

[14] 陆柳英.木薯诱变处理的生物效应以及抗寒突变体的初步筛选[D].广州：华南热带农业大学，2007：51-52.

[15] 罗兴录，樊吴静.60Co不同剂量辐射对木薯主要农艺性状影响的研究[J].中国农学通报2012，28（33）：53-59.

[16] 胡小元，王琳清.几种理化诱变剂对木薯组织生长的影响[J]. 核农学通报，1992，13（6）：258-262

[17] 徐冠仁.植物诱变育种学[M].北京：中国农业出版社，1996，1-2.

[18] Amenorpe G. Mutation breeding for in planta modification of amylase starch in cassava （Manihot esculenta， Crantz）[D]）. University of the Free State， Bloemfontein， South Africa，2010.

[19] Nwachukwu E C， Mbanaso E N A， Ene L S O. Improvement of cassava for high dry matter， starch and low cyanogenic glucoside content by mutation induction. IAEA-TECDOC-951[R]. IAEA， Vienna，1997：93-98.

[20] 刘继红，胡春根，邓秀新，等.中国果树辐射诱变育种研究进展[J].中国果树.1999（4）：48-50.

[21] Ahiabu R K， Lokko Y， Danso K， et al. Mutagenesis for ACMV resistance in a Ghanian cassava cultivar “Bosom Nsia”[R]. IAEA-tecdoc-951， IAEA， Vienna，1997：9-18.

[22] 陈显双，韦丽君，田益农等.木薯多倍体植株的诱导研究[J].广热带农业科学，2008，8（1）：17-20.

[23] 王建岭.木薯多倍体育种技术研究[D].南宁：广西大学，2008，06：1-59.

[24] Lapins K O. Mutation Breeding. In： J.N.Moore and J.Janick， Methods in fruit Breeding[M]. Purdue univ.Press，W.Lafayette，IN，1983：74-79.

[25] 宋恒，王长泉，巩向忠.C射线辐照杜鹃试管苗诱发突变体的研究[J].核农学报，2003，17（5）：347-349.

[26] 王长泉，李雅志，催德才.果树诱变育种研究进展[J].山东农业大学学报.1996，27（4）.

[27] 陈善春，周育彬，张进仁，等.辐射诱育柑桔无核品系的遗传性及同工酶研究.园艺学报，1992，19（2）：105-110.

[28] Yan H， Lu L， Hershey C， et al. Cassava Mutation Breeding： Current Status and Trends[J]. Plant Mutation Reports， 2013，1（3）：37-44

[29] 李雅志.无性繁殖植物辐射育种的新方法[M].北京：原子能出版社：1991.

[30] Caetano-Anolles G， Bassam B J， Gresshoff P M. Enhanced detection of polym or phic DNA by multiple arbitrary amplicon profiling of endonuclease digested DNA[J] . Molecular Genetics， 1993，241：57-64

[31] Tofino A， Cabal D， Ceballos H， et al. Phenotypic selection of inbred irradiated cassava germplasm progeny for TILLING analysis[J]. Multiciencias 2009，9（3）：233-241 （in Spanish）.

[32] Tofino A， Cabal D， Ceballos H， et al. Validation of TILLING in the evaluation of inbred progenies of irradiated cassava. Agronomia colombiana[J]. 2009，27（3）：313-321 （in Spanish）.

[33] Henikoff S， Till BJ， Comai L. TILLING： Traditional mutagenesis meets functional genomics[J]. Plant Physiol.，2004，135：630-636.

[34] Kurowska M， Golec A D， Gruszka D， et al. TILLING - a shortcut in functional genomics[J]. J. Appl. Genetics ，2011，52：371-390.

[35] Tomaszewski Z J R， Conger B V， Brunner H， et al. Effects of gamma radiation on the in vitro response of Dactylis glomerata leaf segments[J]. Environmental & Experimental Bot.，1988，28：335-341.

[36] Roux N S， Toloza A， Dolezel J， et al. Usefulness of embryogenic cell suspensions cultures for the induction and selection of mutants in Musa spp. In： Jain S.M.， Swennen R. （Eds）. Banana improvement： cellular， molecular biology and induced mutations[M].Science Publishers， USA，2004：33-43.

[37] Roux N.S.， Toloza A， Strosse H， et al. Induction and selection of potentially useful mutants in Banana. In： Jones D. and Van den Bergh I. （Eds）. Proc. IS on Banana Crop Prot.， Sust. Prod.， Acta Hort M].ISHS，2009：315-322.

[38] Roux N S， Dolezel J， Swennen R， et al. effectiveness of three micropropagation techniques to dissociate cytochimeras in Musa spp. Plant Cell， Tiss. Org.，2001，66：189-197.

[39] Jankowicz-Cieslak J， Huynh O A， Brozynska M， et al. Induction， rapid fixation and retention of mutations in vegetatively propagated banana. Plant Biotechnol. J.，2012，10（9）：1056-1066.

[40] Nayar G G， Nair R B， Rajendran P G. cassava varietal improvement in India. In： Howler R.H.， Kawano K. （Eds.）. Cassava breeding and agronomy research in Asia. CIAT，1987：34-42.

[41] Nassar N M A. Fertility and chimera induction in cassava， Manihot esculenta Crantz interespecific hybrids. Gene Conserve，2003，2（9）：118.