线粒体功能障碍与阿尔茨海默病

2014-03-20 03:47吴彬彬董张雷连庆泉
温州医科大学学报 2014年7期
关键词:麻醉药氟烷磷酸化

吴彬彬,董张雷,连庆泉

(温州医科大学附属第二医院育英儿童医院 麻醉科,浙江 温州 325027)

阿尔茨海默病(Alzheimer’s disease,AD)是一种渐进发展的神经退行性疾病,它可由多种因素导致,如高龄、遗传、脑外伤、炎症等,而年龄增长是其主要致病因素[1]。近期一项研究表明,在高于65岁的人群中约有13%个体患有此病。AD已成为第4位死亡原因,是导致患者需要接受长期护理的主要原因之一,并将严重影响社会发展,在2030年之前,美国痴呆患者将从5 100万增加至7 700万[2-3]。AD患者在出现临床症状和被确诊之前有一段维持时间较长的潜伏期—轻微认知功能障碍(mild cognitive impairment,MCI),随着病情发展患者逐渐丧失高级认知功能并最终发展为严重痴呆[4]。大量β淀粉样蛋白(β-amyloid protein,Aβ)沉积、tau蛋白高磷酸化和神经元凋亡是AD三种主要病理变化。研究发现AD大脑多个脑区神经元数量较正常组均显著减少,如颞上沟、内嗅皮质、额叶皮层以及海马等,其中海马是参与空间认知与记忆功能的主要区域,该部位神经元生成与认知功能密切相关,这可能是AD患者认知功能障碍的主要原因之一[5]。研究报道线粒体参与AD等多种神经退行性疾病病理过程,而“全身麻醉药物对衰老脑组织神经毒性作用”这一课题已引起全世界学者的关注并成为研究热点,其中最为突出的是全身麻醉对老年人术后认知功能障碍和AD发生的影响。那么麻醉药是否通过作用于线粒体而促进AD病情进展,这三者之间又是什么关系?我们就这个问题作如下综述。

1 氧化应激、线粒体与AD

线粒体是绝大多数真核生物的“动力工厂”,同时也是唯一含有DNA的细胞器,细胞所需能量的80%~90%均来源于线粒体氧化磷酸化作用。它的结构由外至内分为外膜、膜间隙、内膜和基质四个功能区,各结构间正常的电位梯度是维持线粒体正常功能的基础。自由基是指含有未配对电子的原子、原子团和分子,主要来源于线粒体氧化磷酸化作用并广泛参与体内氧化还原过程。在正常状态下,线粒体所消耗的小部分氧分子会因为电子泄露而形成活性氧物质(reactive oxygen species,ROS)。氧化应激指体内一种ROS生成和清除不平衡的状态。由于正常的生物体内存在一套产生和清除自由基的平衡体系,胞内ROS保持在低水平状态,但在某些病理状态下,如线粒体结构和功能性破坏可使细胞ATP生成减少并伴有ROS生成过多,可导致ROS在胞内大量积聚并造成器官损伤[6]。大脑是体内耗氧量最高的组织,过氧化氢酶、超氧化物歧化酶和谷胱甘肽过氧化物酶等抗氧化酶含量较低且含有大量多不饱和脂肪酸,相比其他组织更易于遭受氧自由基攻击,而且神经元只能通过消耗葡萄糖有氧代谢供能,因此对高浓度ROS所导致的损伤非常敏感[7]。

近来研究发现,AD大鼠脑细胞中的线粒体形态和线粒体DNA(mitochondrial DNA,mtDNA)相比对照组大鼠变化显著,AD大鼠神经元线粒体平均体积增大、表面积减小、密度减低,电子显微镜下可见线粒体嵴形态发生变化,甚至裂解[8]。此外,在某些病理或者衰老情况下,胞内积聚的ROS可攻击线粒体膜和mtDNA,造成mtDNA缺失和突变。虽然其中一些突变也存在于正常人,但是AD患者大脑神经元中的发生率显著高于正常人,由此推测,ROS所造成的mtDNA突变与AD发病存在一定关系[9]。此外,MCI患者体内已表现出显著氧化应激不平衡现象,且非酶抗氧化物质,如尿酸、维生素E等水平显著下降,由于MCI患者进展为AD风险非常高,以及MCI患者体内发生的氧化应激损伤可导致AD样神经病理改变,这些都提示氧化应激不平衡在AD早期患者中就已经存在,并且极有可能在AD病程进展中起着关键作用[4]。反之,胞内Aβ累积也可导致线粒体形态变化、抑制电子传递链上酶的活性、降低氧化磷酸化水平、减少ATP生成并增加ROS生成而损伤线粒体功能,还可以促进胞外Ca2+内流导致严重钙超载,进而促进线粒体膜通透性转换孔(mitochondrial permeability transition pore,mPTP)开放,使线粒体膜选择能力下降,大量分子进入线粒体并伴有线粒体内蛋白释放,最终导致线粒体功能和结构完整性丧失,由此构成了线粒体功能障碍、氧化应激损伤和AD之间的恶性循环[10]。

2 麻醉、线粒体与AD

随着社会经济的发展和人类寿命的延长,越来越多老年患者接受手术治疗,而认知功能障碍给患者本身以及他们的家人甚至社会带来的负担日益加重,老年患者大型手术后发生的认知功能障碍也被密切关注。在全球范围内,每年有近2亿患者在全麻状态下接受手术治疗,然而全麻与认知功能障碍的关系目前尚未研究清楚。之前有研究表明全麻药物具有神经毒性作用,近年来有研究显示吸入麻醉药物可促进AD病程进展[11-12]。Eckenhoff等[13]首次报道体外异氟烷暴露可促进神经元内Aβ沉积。Xie等[14]和Zhen等[15]也证实无论在动物实验或体外细胞培养实验中,异氟烷可改变淀粉样前体蛋白(amyloid precursor protein,APP)代谢过程并且促进Aβ生成。前文已经提及神经元凋亡是AD主要病理变化之一,已有许多研究表明,将AD大鼠暴露于吸入麻醉药可导致神经元凋亡,虽然机制目前尚未完全研究清楚,但是其中几种可能与AD病程发展相关:① 麻醉药物直接激活caspase-3凋亡通路导致细胞凋亡;②促进胞内Aβ积聚而导致细胞凋亡;③作用于线粒体导致Ca2+稳态失衡和ROS过度累积,影响细胞能量代谢而导致细胞凋亡[13,16-17]。

Aβ是老年斑的主要组成成分,由APP经过天冬氨酸蛋白酶β位APP裂解酶(aspartyl protease βsite APP-cleaving enzyme,BACE)和γ-分泌酶水解作用生成。研究证实,异氟烷可激活caspase-3途径诱导神经元凋亡,进而促进胞内Aβ沉积;异氟烷暴露还可增加BACE和γ-分泌酶活性、增加胞内Aβ生成,后者进一步激活caspase-3途径导致细胞凋亡而形成恶性循环[14,18]。相似的,笑气复合异氟烷可使胞内Aβ聚集并诱导凋亡,此作用可被caspase-3抑制剂Z-VAD拮抗,但是被外源性Aβ加剧[15]。前文中已提及Aβ积聚可导致线粒体功能障碍,因此推测麻醉药作用于线粒体的途径之一是使胞内Aβ水平升高,进而作用于线粒体导致其功能障碍并诱导细胞凋亡。此外,Ca2+稳态失衡可能是AD病变中导致线粒体膜电位和ATP水平降低的另一主要细胞毒性因素。线粒体中Ca2+积累可能与ROS生成增加有关,导致Aβ沉积、线粒体损伤、mPTP开放增加从而导致细胞死亡[19]。吸入麻醉药,尤其是异氟烷可通过促进内质网(endoplasmic reticulum,ER)上IP3和RyR受体这两个主要Ca2+释放通道开放,使胞内钙超载而破坏神经元内Ca2+稳态[20-21],但是不同麻醉药物效能存在差异,例如在相同暴露浓度下,异氟烷促进ER中Ca2+释放的效能显著强于七氟烷和地氟烷[22-23]。线粒体是一种不断进行分裂、融合,处于动态变化中的细胞器,这种状态被称为线粒体动力学。与之相关的蛋白有动力素相关蛋白1(dynamin-related protein1,drp-1)和线粒体裂解因子(mitochondrial fission factor,Mff)、调节线粒体融合的线粒体融合蛋白1(Mitofusin1,Mfn1)、Mfn2等,其中许多与神经元凋亡和突触联系障碍等病理变化相关[24-25]。研究发现,Aβ可激活神经元内drp-1并使之表达上调,从而促进线粒体过度分裂甚至碎片化,进而导致线粒体动力学异常,甚至神经元凋亡和损害突触联系建立,最终导致患者长期认知功能障碍。当神经元受到一些伤害性刺激时,胞浆内Ca2+浓度持续升高,激活钙调神经磷酸酶(CaN),引起drp-1第637丝氨酸去磷酸化,导致drp-1活性增强而促进线粒体分裂,引起线粒体片段化甚至神经元凋亡。研究已经证实,临床相关浓度异氟烷正是通过上述机制促进线粒体移位,从而导致线粒体过度分裂甚至碎片化,继而造成线粒体膜通透性增加触发线粒体凋亡途径,最终损害发育期神经系统[26]。由此可见,异氟烷可通过调控不同机制导致线粒体功能障碍促进神经元凋亡,最终导致认知功能障碍。此外,研究还证实1.4%异氟烷还可升高AD转基因小鼠磷酸化tau蛋白表达水平,并导致正常大鼠空间认知能力障碍,但行为学改变并不是通过Aβ和tau蛋白磷酸化水平升高实现,其机制尚需进一步证实[27-28]。与吸入麻醉药作用相同,动物和细胞实验均已证实静脉麻醉药,如丙泊酚也可导致磷酸化tau蛋白水平升高[29]。但是它们对AD病理过程发展作用可能不同,吸入麻醉药可导致caspase-3激活、Aβ水平升高并进一步加剧脂多糖(lipopolysaccharide,LPS)诱导的炎症反应,而丙泊酚处理后无以上变化并能缓解LPS所诱导的炎症反应[30]。用丙泊酚或硫喷妥钠处理后小鼠大脑皮层APP mRNA和相应蛋白表达水平没有变化,并直接或间接抑制Aβ聚集,而异氟烷处理后能使之升高[31]。此外,还发现丙泊酚可拮抗Ca2+、清除自由基、抑制兴奋性氨基酸和神经元代谢抑制等作用,它对脑缺血再灌注性损伤具有保护作用,与此同时,它还能缓解缺血期ATP耗竭和Ca2+内流并有助于再灌注期ATP水平恢复,从而减轻脑缺血、低氧损伤程度[32]。这提示不同麻醉药物对AD病程进展作用存在差异,但还需要进一步研究加以证实。

3 线粒体-内质网相互作用与AD

AD患者中约10%患者是由于基因突变致病,其中包括早老素1和早老素2(presenilin-1、2,PS1、2),它们均与Aβ生成有关并存在于线粒体相关膜(mitochondrial-associated membrane,MAM)上。PS突变是家族型AD主要致病因素之一,这不仅使人们产生“PS突变是否与MAM功能相关,AD患者中是否存在MAM功能障碍?”的疑问。在形态学水平,PS基因突变细胞中MAM面积是正常细胞的2~3倍,提示PS基因表达与MAM功能相关。Schon等[33]发现γ-分泌酶在线粒体与内质网交接界面(MAM)上含量丰富,而MAM与多种功能相关,如Ca2+转运、脂质代谢、维持线粒体正常形态和对细胞凋亡的调控等[34]。在AD动物模型中,这两种细胞器之间存在通信功能障碍。在MAM功能障碍细胞中可见大量脂滴聚集、胆固醇含量增加以及磷脂合成速率加快,影响细胞代谢并最终导致细胞死亡,这提示MAM功能障碍对AD病程进展可能具有一定促进作用[35]。尽管MAM的生理重要性已引起人们重视,但它的结构还未被研究清楚,目前可以确定的是在哺乳动物细胞中连接内质网和线粒体的成分是mfn2,线粒体动力学正常对于线粒体完整性以及线粒体之间mtDNA交换有重要作用,对于Ca2+和脂质转运也是必需的,而Mfn2对于维持线粒体动力学的稳定性具有重要意义[36]。在PS基因持续表达的情况下,敲除Mfn2基因可降低γ-分泌酶活性,而在PS敲除细胞中下调Mfn2表达可改善MAM面积显著扩大的现象。反之,在Mfn2敲除细胞中进一步敲除PS基因能使MAM保持正常,提示在PS和Mfn2同时缺失的情况下MAM作用仍能维持正常。此现象虽不能阐明MAM作用机制,但对于解释其生物学功能具有重要意义。因此,目前只能推测MAM功能障碍促进AD发展,但是其中的具体机制尚需进一步阐明。

4 展望

AD发病机制十分复杂,是多种病因共同作用的结果。目前已知线粒体功能障碍所导致的氧化应激是AD病程早期一种主要病理改变,而AD患者细胞中Aβ积聚可进一步破坏线粒体功能和结构完整性,导致细胞凋亡,由此构成了线粒体功能障碍所导致的氧化应激损伤与AD之间的恶性循环。全麻药物对AD作用近年来被关注,它可通过多途径导致细胞内Ca2+稳态失衡和ROS过度积聚,影响细胞能量代谢而诱导细胞凋亡。静脉麻醉药物,如丙泊酚等对AD病理过程发展作用可能与吸入麻醉药不同,但是它是否为一种相对安全的麻醉药物尚待进一步证实。此外,MAM与AD之间的关系也引起人们的重视。但无论是麻醉药或MAM对AD的作用机制还需深入研究,相信随着科学的发展,在不久的将来会进一步揭示它们之间的相关性,为AD的治疗和预防提供理论依据。

[1] Patterson C, Feightner JW, Garcia A, et al. Diagnosis and treatment of dementia: 1. Risk assessment and primary prevention of Alzheimer disease[J]. CMAJ, 2008, 178(5): 48-56.

[2] Seitz DP, Shah PS, Herrmann N, et al. Exposure to general anesthesia and risk of alzheimer’s disease: a systematic review and meta-analysis[J]. BMC Geriatr, 2011, 11: 83-87.

[3] 袁开明, 李军, 曹红, 等. 孕激素与神经保护及阿尔茨海默病相关研究进展[C]. 杭州: 2009年浙江省麻醉学学术会议论文汇编, 2009: 119-122.

[4] Torres LL, Quaglio NB, de Souza GT, et al. Peripheral oxidative stress biomarkers in mild cognitive impairment and Alzheimer’s disease[J]. J Alzheimers Dis, 2011, 26(1): 59-68.

[5] Gómez-Isla T, Hollister R, West H, et al. Neuronal loss correlates with but exceeds neurofi brillary tangles in Alzheimer’s disease[J]. Ann Neurol, 1997, 41(1): 17-24.

[6] Ferrer MD, Sureda A, Mestre A, et al. The double edge of reactive oxygen species as damaging and signaling molecules in HL60 cell culture[J]. Cell Physiol Biochem, 2010,25(2-3): 241-252.

[7] Nunomura A, Perry G, Aliev G, et al. Oxidative damage is the earliest event in Alzheimer disease[J]. J Neuropathol Exp Neurol, 2001, 60(8): 759-767.

[8] Baloyannis SJ, Costa V, Michmizos D. Mitochondrial alterations in Alzheimer’s disease[J]. Am J Alzheimers Dis Other Demen, 2004, 19(2): 89-93.

[9] Ding Q, Markesbery WR, Chen Q, et al. Ribosome dysfunction is an early event in Alzheimer’s disease[J]. J Neurosci, 2005, 25(40): 9171-9175.

[10] Green KN, Laferla FM. Linking calcium to Abeta and Al zheimer’s disease[J]. Neuron, 2008, 59(2): 190-194.

[11] Wise-Faberowski L, Zhang H, Ing R, et al. Isoflurane-induced neuronal degeneration:an evaluation in organotypic hippocampal slice cultures[J]. Anesth Analg, 2005, 101(3):651-657.

[12] Wang Y, Cheng Y, Liu G, et al. Chronic exposure of gestation rat to sevofl urane impairs offspring brain development[J]. Neurol Sci, 2012, 33(3): 535-544.

[13] Eckenhoff RG, Johansson JS, Wei H, et al. Inhaled anesthetic enhancement of amyloid-oligomerization and cytotoxicity[J]. Anesthesiology, 2004, 101(3): 703-709.

[14] Xie Z, Dong Y, Maeda U, et al. The Common inhalation anesthetic isofl urane induces apoptosis and increases amyloid protein levels[J]. Anesthesiology, 2006, 104(5): 988-994.

[15] Zhen Y, Dong Y, Wu X, et al. Nitrous oxide plus isofl urane induces apoptosis and increases beta-amyloid protein levels[J]. Anesthesiology, 2009, 111(4): 741-752.

[16] Liang G, Wang QJ, Li Y, et al. A presenilin-1 mutation renders neurons vulnerable to isoflurane toxicity[J]. Anesth Analg, 2008, 106(2): 492-500.

[17] Wei HF, Liang G, Yang H, et al. The common inhalational anesthetic isofl urane induces apoptosis via activation of inositol 1,4,5-trisphosphate receptors[J]. Anesthesiology,2008, 108(2): 251-260.

[18] Xie Z, Dong Y, Maeda U, et al. The inhalation anesthetic isofl urane induces a vicious cycle of apoptosis and amyloid beta-protein accumulation[J]. Neuroscience, 2007, 27(6):1247-1254.

[19] Gibson GE, Chen HL, Xu H, et al. Deficits in the mitochondrial enzyme α-ketoglutarate dehydrogenase lead to Alzheimer’s disease-like calcium dysregulation[J]. Neurobiol Aging, 2012, 33(6): 1121 (e13-24).

[20] Xu C, Bailly-Maitre B, Reed JC. Endoplasmic reticulum stress: cell life and death decisions[J]. J Clin Invest, 2005,115(10): 2656-2564.

[21] Lindholm D, Wootz H, Korhonen L. ER stress and neurodegenerative diseases[J]. Cell Death Differ, 2006, 13(3): 385-392.

[22] Yang H, Liang G, Hawkins BJ, et al. Inhalational anesthetics induce cell damage by disruption of intracellular calcium homeostasis with different potencies[J]. Anesthesiology, 2008, 109(2): 243-250.

[23] Kindler CH, Eilers H, Donohoe P, et al. Volatile anesthetics increase intracellular calcium in cerebrocortical and hippocampal neurons[J]. Anesthesiology, 1999, 90(4): 1137-1145.

[24] Tian Y, Li B, Shi WZ, et al. Dynamin-related protein 1 inhibitors protect against ischemic toxicity through attenuating mitochondrial Ca2+uptake from endoplasmic reticulum store in PC12 cells[J]. Int Mol Sci, 2014, 15(2): 3172-3185.

[25] Sastre-Serra J, Nadal-Serrano M, Pons DG, et al. Mitochondrial dynamics is affected by 17β-estradiol in the MCF-7 breast cancer cell line. Effects on fusion and fi ssion related genes[J]. Int J Biochem Cell Biol, 2012, 44(11): 1901-1905.

[26] 李世勇, 罗爱林. 线粒体动力学异常在异氟烷致发育期大鼠神经元毒性中作用及机制研究[D]. 2013.

[27] Dong Y, Wu X, Xu Z, et al. Anesthetic isofl urane increases phosphorylated tau levels mediated by caspase activation and Aβ generation[J]. PLoS One, 2012; 7(6): e39386.

[28] Liu W, Xu J, Wang H, et al. Isofl urane-induced spatial memory impairment by a mechanism independent of amyloid-beta levels and tau protein phosphorylation changes in aged rats[J]. Neurol Res, 2012, 34(1): 3-10.

[29] Whittington RA, Virág L, Marcouiller F, et al. Propofol directly increase tau phosphorylation[J]. PLoS One, 2011,6(1): e16648.

[30] Zhang Y, Zhen Y, Dong Y, et al. Anesthetic Propofol attenuates the isoflurane-induced caspase-3 activation and Aβ oligomerization[J]. PLoS One, 2011, 6(11): e27019.

[31] Yamamoto N, Arima H, Sugiura T, et al. Propofol and thiopental suppress amyloid fi bril formation and GM1 ganglioside expression through the γ-aminobutyric acid A receptor[J]. Anesthesiology, 2013, 118(6): 1408-1416.

[32] 郭建荣, 崔健君, 丁节清, 等. 异丙酚对缺血再灌注损伤大鼠海马线粒体能量代谢、ATP酶活性及自由基系统的影响[J]. 中国临床药理学与治疗学, 2004, 9(8): 893-896.

[33] Schon EA, Przedborski S. Mitochondria: the next (neurode)generation[J]. Neuron, 2011, 70(6): 1033-1053.

[34] de Brito OM, Scorrano L. An intimate liaison: spatial organization of the endoplasmic reticulum-mitochondria relationship [J]. EMBO J, 2010, 29(16): 2715-2723.

[35] Area-Gomez E, Del Carmen Lara Castillo M, Tambini MD,et al. Upregulated function of mitochondria-associated ER membranes in Alzheimer disease[J]. EMBO J, 2012, 31(21):4106-4123.

[36] de Brito OM, Scorrano L. Mitofusin 2 tethers endoplasmic reticulum to mitochondria[J]. Nature, 2008, 456(7222): 605-610.

猜你喜欢
麻醉药氟烷磷酸化
七氟烷抑制宣威肺癌XWLC-05细胞生物学行为
地氟烷与七氟烷用于儿科麻醉的术后恢复效果分析
地氟烷麻醉期间致Q-T间期延长一例
ITSN1蛋白磷酸化的研究进展
氟烷红外光谱的研究
常见麻醉药在兽医临床上的应用
磷酸化肽富集新方法研究进展
咪达唑仑抗焦虑治疗对择期腰椎手术患者术中麻醉药用量及术后恢复的影响
MAPK抑制因子对HSC中Smad2/3磷酸化及Smad4核转位的影响
针灸复合全身麻醉干预麻醉药用量的系统评价和Meta分析