植物耐低磷胁迫的遗传调控机理研究进展

丁广大，陈水森，石 磊，蔡红梅，叶祥盛*

(1华中农业大学资源与环境学院，武汉430070;2华中农业大学作物遗传改良国家重点实验室，武汉430070)

磷是植物生长发育所必需的大量营养元素之一［1］。尽管土壤中总磷的含量可达 500～2000 mg/kg，但是其中能被植物吸收利用的有效磷的浓度往往很低［2］。主要原因是土壤中大量的磷都被其中的金属氧化物(酸性土壤)或碳酸盐化合物(碱性土壤)吸附固定，或者以有机磷的形态存在［3］，这部分磷对植物来说都无法直接吸收利用，属于无效磷。因此，缺磷已经成为农业生产中重要的限制因子之一。

在低磷的环境中，植物的形态、生理、生化及分子等方面会产生一系列的适应性变化［4－5］。研究表明，在低磷胁迫下，植物根系形态构型会发生变化，例如侧根及根毛的长度及数量增加，根的半径减小，根冠比增加，根系变浅［6－7］。部分植物还可以形成排根、菌根等以帮助植物吸收更多的磷［8－9］。在缺磷条件下，植物还会将大量的分泌物包括有机酸、质子、酸性磷酸酶等通过根系释放到根际土壤中，提高土壤中磷的生物有效性，从而改善植物的磷营养［5，10］。同时，为了最大程度地利用磷源，在缺磷条件下，植物不但可以将体内的磷通过磷酸酶、核酸酶等的作用从衰老的组织器官转移到新生组织中［11－13］，还可以通过代谢调节来降低体内磷的消耗［14－15］，从而提高磷的利用效率。大量的基因参与了植物这些适应性变化方面的调控［16－17］。在过去的十年中，研究人员利用基因芯片技术发现了数以百计的在缺磷条件下表达水平发生变化的基因［18－26］。最近，O'Rourke 等利用RNA-seq 技术在白羽扇豆中发现有2218条差异表达的序列［27］。近年来，随着研究的不断深入，在植物耐低磷胁迫的遗传调控机理方面取得了较大的进展，大量参与该过程调控的基因相继被克隆出来，其中包括磷转运子、转录因子、SPX结构域蛋白、非编码RNA、参与蛋白质修饰的基因如磷酸化与去磷酸化、SUMOylation途径、蛋白质转移等［16－17］。本文就以上的最新进展作一简要综述。

1 植物的磷转运子基因

植物通过根系中的磷转运子基因吸收土壤中的磷，并在磷转运子基因的介导下在体内进行磷的运转。根据其动力学参数Km值的大小，植物磷转运子基因可以分为两大类，一类是高亲和力转运子，其Km值范围在3～7 μmol/L左右，另一类是低亲和力转运子，其Km值范围大约在50～330 μmol/L。高亲和力转运子的表达水平受低磷胁迫的影响，而低亲和力磷转运子则属于组成型表达［3］。Muchhal等以酵母中高亲和磷转运蛋白基因PHO84的EST(expressed sequence tag)序列作为探针，首次在拟南芥中成功分离到两个磷转运子基因AtPT1和AtPT2［28］，随后研究人员在各种高等植物中相继分离到许多不同的编码磷转运蛋白的基因［29－30］，这些基因主要归属于四个基因家族PHT1～PHT4，对各家族基因的亚细胞定位研究发现，PHT1家族基因主要位于质膜上，PHT2家族基因位于叶绿体中，PHT3家族基因位于线粒体中，PHT4家族基因则主要位于高尔基体中，这表明不同的磷转运子家族基因在植物的生长发育过程中具有不同的生物学功能［31］。

PHT1家族基因属于高亲和力磷转运蛋白，主要负责植物根系磷的吸收和体内磷的转运，是目前研究最多的磷转运蛋白家族［32－33］。拟南芥的PHT1家族有9 个成员［34］，水稻中有 13 个［35］，在其他的植物中如番茄、土豆、玉米、小麦、大麦、烟草、苜蓿等也发现了大量的PHT1家族同源基因［33］。对这些基因进行序列分析发现，它们在结构上非常保守，由12个疏水的跨膜结构域组成［36］。PHT1家族基因主要通过Pi/H+共运输的方式转运磷，这一过程可能受到其它离子的调控如Ca2+［37］。无论是在单子叶植物还是双子叶植物中，大部分的PHT1家族基因都在根系中大量表达［38－42］，同时在地上部组织中如叶片、花蕾也可以检测到PHT1转运蛋白，表明PHT1家族基因在功能上存在差异［43］。拟南芥AtPht1;5可在老叶中表达，将磷在源库之间进行转移。AtPht1;5超表达植株角果中磷含量大量增加，植株早熟性衰老，而当AtPht1;5基因丧失功能时，其它受缺磷诱导基因的表达增强，缺磷条件下植株地上部磷含量增加，而根系中的磷含量减少［43］。值得注意的是，PHT1家族基因除了转运磷酸盐，还能转运磷酸盐类似物，如，亚磷酸盐［44］、砷酸盐［45－46］。Remy等对拟南芥 Pht1;9 和 Pht1;8 磷转运子的研究发现，在缺磷条件下，突变体苗期吸收的砷要明显少于野生型，而超表达植株中的砷含量显著高于野生型［47］。有趣的是，无论是砷酸盐还是亚磷酸盐，都能像磷酸盐一样，使PHT1家族基因的表达水平下降［44－46］。这些研究为了解高等植物复杂的磷吸收和转运机理提供了大量的分子生物学证据。

超过80%的维管开花植物都能被丛枝菌根(Arbuscular mycorrhiza，AM)真菌所侵染，植物的根系能与真菌菌丝共生形成菌根，使植物可以吸收到更多的养分，从而提高植物在养分缺乏环境下的适应能力。研究表明，丛枝菌根可以诱导植物根系中高亲和磷转运基因的表达［48］。目前在很多植物中均克隆到受菌根诱导表达的磷转运子，例如马铃薯StPT3、StPT4 和 StPT5［49］，番茄 LePT3、LePT4 和LePT5［50－51］，水 稻 OsPT11 和 OsPT13［52］，苜 蓿MtPT4［53］，大 麦 Pht1;8，玉 米 ZmPT6［54］，白 杨PtPT8、PtPT10［55］，大豆 GmPT10 和 GmPT10［56］，矮牵牛花 PhPT4［57］以及在其它植物中的同源基因等［51，58－59］。这类磷转运子均属于 PHT1 基因家族，其表达水平随着磷及菌根的存在与否而发生变化，有些磷转运子的表达水平受菌根的诱导，如OsPT11、MtPT4等，而有些磷转运子尤其是位于根系表皮中的磷转运子其表达水平则受到菌根的抑制，如OsPht1;1、MtPht1;1等，这表明植物两条磷吸收途径(植物根系表皮途径以及菌根途径)之间存在着很好的平衡［60］。

研究表明，在受菌根诱导磷转运子基因的启动子区域，存在两个重要的顺式作用元件 MYCS(TTTCTTGTTCT)和 P1BS(GNATATNC)，调控这类磷转运子的表达［61］。Chen等利用反向PCR技术分别从茄子和烟草中分离了Pht1;3、Pht1;4和Pht1;5等基因的启动子序列，将这些启动子序列融合GUS报告基因在烟草中表达，发现只有在菌根存在的情况下才能检测到GUS的活性，表明这些启动子区域具有重要的响应菌根的顺式作用元件。随后，Chen等通过启动子缺失分析发现其中均含有一段序列TTTCTTGTTCT是Pht1;3、Pht1;4和Pht1;5等基因的转录激活位点，命名为 MYCS(mycorrhiza transcription factor binding sequence)，在 不 含 有MYCS元件的情况下，报告基因GUS的活性受到严重抑制［61］。分析发现这些基因的启动子区域还含有另外一个元件P1BS元件，该元件作用与MYCS相似。P1BS元件是MYB超家族转录因子PHR1的转录结合位点，在很多PSI基因的启动子序列中出现，如miR399、IPS1等，是植物在低磷胁迫条件下的重要应答元件［62－63］。

2 转录因子参与低磷胁迫转录调控

转录因子可以结合到特定的DNA序列上，通过改变RNA聚合酶与目标启动子序列结合的能力调节基因的表达。转录因子在植物响应低磷胁迫过程中发挥着非常重要的作用。研究人员利用基因芯片研究拟南芥低磷胁迫条件下的转录谱变化时，发现大量的转录因子的表达水平发生变化［18－27］。截至目前，研究人员在高等植物磷信号途径中分离了一些重要的转录因子，主要为MYB家族、bHLH家族以及WRKY家族成员。在磷正常的条件下，这些转录因子多数起负调控的作用，而在缺磷的条件下，这些基因可以使其他受缺磷诱导基因的表达增强［16－17］。

AtPHR1是第一个在维管植物中分离的参与低磷胁迫转录调控的MYB超家族转录因子，其本身不受外界磷水平的调控。分析表明，很多 PSI(phosphate starvation induced)基因的启动子区域都含有AtPHR1的结合位点［63］。对phr1突变体的研究发现，当PHR1发生功能突变时，56个响应低磷胁迫基因的表达减弱［64］。这一结果表明很多PSI基因的表达水平受到AtPHR1的正向调控，AtPHR1可能位于低磷信号途径的下游。水稻中分离到两个AtPHR1的同源基因OsPHR1和 OsPHR2，研究表明OsPHR2与AtPHR1的功能相似。磷正常情况下超表达OsPHR2导致植株地上部磷含量增加，这一表型与在野生型和突变体中超表达AtPHR1一致［65］。近期，Ren等在甘蓝型油菜中克隆了拟南芥AtPHR1的同源基因，命名为BnPHR1，分析表明BnPHR1主要在根系中表达，其表达水平受外界磷水平的调控，在拟南芥及油菜中超表达BnPHR1使得高亲和磷转运子ATPT2及BnPT2的表达量显著升高［66］。

AtMYB62是另外一个参与低磷胁迫转录调控的MYB超家族转录因子。与 AtPHR1不同的是，AtMYB62在根中的表达量很低，但在苗期叶片中受缺磷诱导表达［20，67］。当植株恢复供磷时，AtMYB62的表达量迅速下降。AtMYB62参与磷信号传导、高亲和磷转运与活化等相关基因的表达调控。在磷充足条件下超表达AtMYB62，植株会表现出与缺磷情况下相似的反应，例如主根生长受到抑制，花青素大量积累，根系酸性磷酸酶活性增加等。研究表明，AtMYB62可能通过调控赤霉素生物合成途径中的基因影响植物体内赤霉素的浓度，进而调节植物对低磷的响应［67］。

Chen等在拟南芥中分离到一个响应低磷胁迫的负调控因子AtbHLH32，该转录因子具有螺旋－环 － 螺旋(basic helix-loop-helix，bHLH)结构域［68］。基因芯片的研究结果表明，AtbHLH32在根系和叶片中均受缺磷诱导表达［24］。对Atbhlh32的T-DNA插入突变体的研究表明，在磷充足条件下，与野生型相比突变体体内花青素大量积累，磷含量增加，根毛数目增加，另外一些PSI基因的表达量明显上升，例如AtPPCK1、AtPPCK2等。缺磷条件下，参与根毛形成的三个转录因子AtTTG1、AtGL3以及AtEGL3的突变会导致AtPPCK1和AtPPCK2的表达量下降。酵母双杂交实验显示AtbHLH32与AtTTG1和AtGL3存在互作，因此，推测AtbHLH32可能通过干扰TTG1-bHLH-MYB复合体的形成从而影响植物响应低磷胁迫的生化和形态学过程［68］。Yi等从水稻中分离了另一个具bHLH结构域的转录因子OsPTF1，该基因在水稻根系中受缺磷诱导表达，而在地上部组成型表达。超表达OsPTF1可以显著提高转基因植株的磷含量，改善转基因植株对低磷胁迫的耐受能力［69］。利用超表达OsPTF1的转基因植株的DNA进行生物芯片分析发现，有158个基因的转录水平受到OsPTF1的调控。同样，通过基因芯片分析发现了一个编码一个具有C2H2(cysteine-2/histidine-2)锌指结构的转录因子AtZAT6［19］。超表达AtZAT6可以抑制转基因植株主根的生长，减少转基因植株的磷吸收量，因此，推测AtZAT6可能通过调控植株的根构型来调节其体内的磷动态平衡［70］。

AtWRKY75是在拟南芥中分离的另一个受缺磷强烈诱导表达的转录因子，是WRKY家族中第一个被鉴定的介导植物营养胁迫和根系发育的转录因子［20］。当AtWRKY75的表达受到抑制时，突变体植株花青素的积累较野生型明显增加，低磷条件下突变体中一些PSI基因的转录水平明显下降，相反，侧根的长度及数量、根毛的数目却出现显著的增加［71］。Chen等在拟南芥中克隆了两个同属于WRKY基因家族的转录因子AtWRKY6和AtWRKY42。研究表明，超表达AtWRKY6的转基因植株表现出与Atpho1突变体相似的表型。AtWRKY6主要作用于AtPHO1的启动子区域。在低磷条件下，由于26S蛋白水解酶的水解作用，使得AtWRKY6结合到 AtPHO1的启动子区域的量下降，导致AtPHO1的表达增强，促进植株根系中的磷向地上部运输。AtWRKY42同样作用于AtPHO1的启动子区，抑制其表达［72］。

3 含SPX结构域的蛋白家族

含SPX功能域的基因在植物磷信号传递及磷动态平衡过程中发挥着重要作用［73］。根据植物蛋白中是否含有除SPX结构域以外的其它结构域，可以将这类蛋白分为四个家族，它们分别是SPX蛋白家族、SPX-EXS蛋白家族、SPX-MFS蛋白家族和SPX-RING蛋白家族。植物SPX蛋白家族只含有SPX结构域，该家族蛋白长度一般约为280个氨基酸。拟南芥中共含有4个成员，命名为AtSPX1－AtSPX4，水稻中共含有6个成员，命名为 OsSPX1－OsSPX6［74－76］。研究表明，除了 AtSPX4 和 OsSPX4 之外，其余8个基因均受缺磷强烈诱导表达［74－76］。亚细胞定位实验表明，AtSPX1、AtSPX2、OsSPX1和OsSPX2主要位于细胞核，AtSPX3和OsSPX4主要位于细胞质中，AtSPX4和 OsSPX4主要位于质膜上［74，76］。植物SPX-EXS蛋白家族除了含有SPX结构域外，还含有EXS结构域。PHO1家族蛋白是真核生物中唯一含有这两个结构域的蛋白［73］。Poirier等1991年在拟南芥中发现了一个突变体Atpho1，该突变体根系中的磷含量较野生型增加，而叶片中的磷含量下降，地上部生长受到抑制［77］。随后Hamburger等克隆了该基因，分析发现AtPHO1同时含SPX和EXS两个功能域，主要参与拟南芥根系木质部无机磷的装载［78］，在拟南芥叶片中超量表达AtPHO1导致磷从细胞中流出并进入木质部导管，表明AtPHO1对磷的外流具有重要作用［79］。同时，研究表明AtPHO1在长距离磷胁迫信号传导中发挥着重要作用［80］。拟南芥共发现11个AtPHO1的同源基因［81］。虽然AtPHO1;H1的功能与AtPHO1相似，但是在低磷条件下，AtPHO1;H1的转录水平受到AtPHR1的调控［82］，而 AtPHO1的转录水平受两个WRKY家族转录因子 AtWRKY6和 AtWRKY42的调控［72］。水稻 PHO1家族仅有 3个基因，分别是OsPHO1;1～OsPHO1;3。与拟南芥PHO1家族蛋白不同的是，水稻中的3个基因均参与磷的长距离转运［83］。植物 SPX-MFS(major facilitator superfamily)蛋白家族是同时含有SPX和MFS两个结构域，是生物中最大运转载体家族，该家族蛋白常常可以同时转运多种离子。水稻中共有4个成员，命名为OsSPX-MFS1-OsSPX-MFS4，这些基因优先在地上部表达，其中OsSPX-MFS1和OsSPX-MFS3受缺磷抑制表达，而OsSPX-MFS2受缺磷诱导表达［84］。植物SPX-RING(really interesting new gene)蛋白家族同时含有SPX和RING结构域。在拟南芥和水稻中各有2个SPX-RING家族蛋白，分别是AtNLA/AtBAH1和AtNLA2，OsNLA1和OsNLA2。到目前为止，研究的比较清楚的是拟南芥AtNLA基因，该基因发生突变时，植株早衰，无法形成花青素［85－86］。最新研究表明，该基因参与植物体内磷的动态平衡过程［87］。与野生型相比，Atnla突变体体内的磷含量及磷吸收量显著增加，尤其是在低氮高磷的条件下。这一表型类似于磷超累积突变体Atpho2。突变体在低氮条件下出现早衰可能与磷中毒有关［87］。与AtPHO2类似，AtNLA的表达受miR827的调控，在缺磷的条件下，miR827表达上升，降解AtNLA的mRNA，从而激活植株磷的吸收以及磷从根系到地上部的转运。因此，AtNLA是植物磷吸收的负调控因子［87］。

2.2.3 专家意见的协调程度 经过第1轮专家咨询，26项3级指标中，22项变异系数＜0.5，占84.6%。第2轮3级指标变异系数均＜0.5。

4 非编码RNA的调控

有些RNA序列虽然不能编码蛋白质，但是可以产生具有生物学功能的RNA小分子。这些非编码的RNA基因在染色体沉默、转录调控、翻译阻抑、发育控制、逆境响应等过程中发挥着非常重要的作用［88］。Sunkar和 Zhu在筛选非生物胁迫诱导的microRNA时分离到了 miR399［89］。拟南芥基因组中共有六个编码miR399的位置(a-f)。在缺磷条件下，miR399的表达量升高。在磷正常条件下，超表达miR399使转基因植株的磷含量较野生型明显增加，过量的磷转移至植株地上部，导致植株磷中毒［64，90］。在水稻中超表达 miR399的同源基因，也表现出类似拟南芥的磷中毒症状［91］。在烟草中超表达拟南芥miR399的研究结果发现，不但转基因植株的磷累积量增加，而且其根系释放的酸性磷酸酶和质子也明显增加，而后者可以促进土壤中有机磷的水解［92］。因此，miR399通过调节植物磷的吸收、分配与再活化等实现其在维持植物体内磷动态平衡中的重要作用。在缺磷的条件下，miR399作为一个正调控因子促进磷的吸收和从根系到地上部的分配［88］。在拟南芥中，miR399可能有三个靶基因，分别是磷转运子基因AtPHT1;7、编码DEAD box解旋酶的基因和E2泛素连接酶基因 AtPHO2/AtUBC24。目前研究较多的是AtPHO2/AtUBC24，该基因在磷充足条件下在植株根系中大量表达，在缺磷的条件下表达量下降［64，90］。miR399通过结合到UBC24的5'非翻译区降解该基因，在超表达miR399的转基因植株中，UBC24的表达量明显下降［90］。研究表明miR399与UBC24、PHR1共同参与了植物响应低磷胁迫的长距离信号途径［64，88，93－94］。磷充足情况下，PHO2的表达量较高，从而抑制了高亲和磷转运子Pht1;8和Pht1;9的表达，使植株体内保持正常磷水平。当植株处于缺磷状态时，转录因子PHR1可能结合到 miR399的启动子区域，起始miR399的转录，miR399大量增加抑制了PHO2的表达，从而使植株启动高亲和磷转运系统，促进植株磷的吸收［95］。AT4/TPSI1基因家族中有很多受缺磷诱导表达非编码RNA。这些基因的共同点是含有一段长22 bp的非常保守的序列，这段保守序列可以和miR399部分互补。研究表明AT4/IPS1可以抑制miR399对PHO2 mRNA的降解作用，对缺磷条件下植株磷的吸收起调节作用［16－17］。目前，已分离的AT4/TPSI1基因家族基因包括番茄中的LeTPSI1［96］、苜蓿中的 Mt4［97］，拟南芥 At4、At4.1、At4.2 及 AtIPS1［98－100］、水稻 OsPI1［101］以及大豆中类似于Mt4的基因［98］等。最新研究表明，转录因子MYB超家族成员AtMYB2可以正调控miR399的表达。Baek等研究发现AtMYB2和miR399f一样均受缺磷诱导表达，而且它们在相同的组织部位表达如叶片、根系等。AtMYB2超表达植株中miR399f的表达增强，植株磷含量增加，而在当AtMYB2发生突变时，在供磷条件下，突变体表型较野生型相比没有任何变化。体外凝胶阻滞实验和体内染色质免疫共沉淀实验显示AtMYB2可以结合到miR399f的启动子区域，进而激活miR399f的转录［102］。

植物中除miR399外，研究人员还发现了其他的受低磷强烈、特异诱导的miRNA如miRNA778、miRNA827 和 miRNA2111 等［88，103］。miR827 的 靶基因是编码含SPX结构域的基因。拟南芥athmiR827可抑制植物SPX-RING家族基因AtNLA［87］。水稻也有类似报道，但其作用的靶基因不同，水稻osa-miR827的靶基因是SPX-MFS家族基因OsSPXMFS1和 OsSPX-MFS2。超表达或抑制表达 osamiR827的结果显示，osa-miR827负调控 OsSPXMFS1和 OsSPX-MFS2 的表达［84］。

5 植物耐低磷胁迫中的蛋白质修饰

蛋白质SUMO(small ubiquitin-related modifier)化修饰是一种重要的蛋白质翻译后修饰。SUMOylation调控途径中的基因参与植物对低磷响应的调控。AtSIZ1编码一个SUMO E3连接酶，Atsiz1突变体植株表现出对缺磷适应性反应，例如主根生长停滞，侧根和根毛增加，根冠比增加，植株体内花青素大量积累等，PHR1是AtSIZ1 SUMO化的目标基因，AtSIZ1可以促进PHR1的SUMOylation过程，进而影响下游受缺磷诱导基因的表达如AtIPS1、AtRNS1等［104］。AtPHO2编码一个 E2泛素结合酶［64，105］，在 SUMOylation 途径中，AtSIZ1 可能与AtPHO2结合而行使功能［90］。Wang等在水稻中分离了2个AtSIZ1的同源基因OsSIZ1和OsSIZ2，分析发现Ossiz1突变体的主根长、不定根数目、株高、叶长及粒宽等表型均发生明显变化，表明OsSIZ1在水稻的生长发育过程中具有重要作用［106］。

蛋白质的磷酸化与去磷酸化普遍存在于植物体中，是调节众多重要蛋白活性的开关。缺磷胁迫时，植物体内会出现蛋白的磷酸化与去磷酸化。目前，只在番茄中克隆到了一个响应低磷胁迫蛋白质磷酸酶基因LePS2［107］。磷正常条件下，超表达LePS2增加了转基因植株体内花青素的积累及酸性磷酸酶的活性［108］。

磷转运子的活性取决于其向质膜的转运过程。AtPHF1是在拟南芥中分离的第一个响应低磷胁迫并参与蛋白质转运的基因，受缺磷诱导表达。AtPHF1主要将高亲和磷转运子蛋白从内质网中转运至质膜上，AtPHF1发生突变时，内质网中的AtPHT1;1磷转运蛋白发生滞留，质膜上的Pht1;1磷转运蛋白减少，植株体内磷的累积下降。AtPHF1主要在根系、花、衰老叶片中表达［109］。

6 其它PSI基因

除此之外，为了维持磷的平衡，缺磷时植株体内的磷脂会水解成无机磷和甘油二脂，甘油二脂随后转换成半乳糖脂或硫脂，很多参与这一过程的基因受低 磷 胁 迫 诱 导。如 AtSQD1 和 AtSQD2［117］、AtNPC4［118］、AtNPC5［119］、AtPLDZ1 和 AtPLDZ2［120］等。另外，缺磷条件下，无论是植株体内还是根系分泌的酶类如酸性磷酸酶、核酸酶等的活性均明显增加，从而促进土壤中的难溶性磷的活化及体内磷素的再利用。研究人员在不同的植物中分离了大量编码这类酶的基因，例如拟南芥、水稻、小麦、大麦、玉米以及豆科植物等［4，121－123］。

7 与植物耐低磷胁迫相关的QTL研究进展

遗传学通常把生物性状分为两类，一类是质量性状(qualitativetrait)，另一类是数量性状(quantitative trait)。数量性状通常表现为连续的变异，受多基因的调控，易受环境影响。作物中大多数重要的农艺性状和经济性状都属于数量性状，如产量、品质、抗逆性等。控制数量性状的基因在基因组中的位置称为数量性状位点(quantitative trait loci，QTL)。不同植物根系及地上部对低磷胁迫的响应表现出显著的差异，缺磷条件下的根系形态构型、根系分泌物、磷吸收累积量、干重等性状往往受多基因的调控，表现出数量性状的特征［124］。目前对磷高效相关性状的QTL定位在很多植物中都有报道，例如拟南芥［125］、水稻［126－128］、玉米［129－131］、菜豆［132－133］、大豆［134－135］、小麦［136－137］、大麦［138］、甘蓝［7，139］、白菜［140－141］、油菜［142－145］等，其定位到的QTL数量数以百计。

拟南芥是植物科学包括遗传学和植物发育研究中的模式生物之一。在缺磷的条件下，拟南芥的主根生长受到抑制，而侧根生长明显加快。Reymond等利用由Bay-0和 Shahdara构建的重组自交系(recombinant inbred line，RIL)群体在拟南芥的第1、3、4染色体上定位了3个控制低磷条件下根系生长的QTL，分别命名为LPR1、LPR2和LPR3，其中位于第一染色体上的QTL LPR1为主效QTL，解释总表型变异的52%以上［125］。随后，该研究小组通过近等基因系(near-isogenic line，NIL)将该QTL定位到第一染色体顶端2.5Mb的区间内。随后，Svistoonoff等通过精细定位最终克隆了该QTL，研究表明LPR1(AT1G23010)编码一个多铜氧化酶，该基因在根系分生组织和根冠中表达，在缺磷的条件下能抑制主根的生长［112］。LPR1编码的多铜氧化酶主要位于内质网中，通过与另一个编码P5型ATP酶的基因PDR2发生互作，共同参与调节根尖分生组织的活性，从而影响植物根系形态的建成［111］。

水稻是世界重要的粮食作物。Wissuwa等在水稻中利用由日本晴和Kasalath构建的群体定位了一个抗低磷胁迫的QTL Pup1，该QTL位于水稻第12染色体的长臂上，能解释总表型变异的78.8%，对含Pup1高效位点的NIL材料进行分析发现其在缺磷条件下的产量要比对照高出一倍［126－127］。随后，Heuer等对Pup1位点进行了精细定位，结合已测序的水稻品种日本晴的物理图谱，将该QTL的候选基因锁定在第12染色体长臂上278kb的区间内［146］。研究人员发现在含Pup1区段的水稻品种中，超过50%表现出较好的适应逆境如干旱、磷胁迫等的能力，结果证实了Pup1在干旱或低磷胁迫条件下提高水稻产量的巨大潜力。因此，根据两亲本在Pup1位点的序列差异开发了用于水稻耐低磷胁迫分子辅助育种的分子标记［147］。研究表明，Pup1在不同的遗传背景及环境中均能发挥作用［148］。最近，Gamuyao等成功克隆了该基因，并将其命名为phosphorusstarvation tolerance 1(PSTOL1)，分析表明超表达PSTOL1可以显著提高转基因植株在缺磷条件下的产量，进一步研究表明PSTOL1通过促进根系的生长，提高植株在缺磷条件下的磷及其它矿质元素吸收量［149］。Pup1的克隆对于改良水稻地方品种耐低磷胁迫的能力具有重要意义。

油菜是产油效率最高的油料作物之一，是重要的食用油来源。为阐明油菜磷高效的遗传特性，Yang等以由磷高、低效甘蓝型油菜品种为亲本构建的重组自交系群体(命名为BE-RILs，F10)为材料，采用纸培试验，调查了高磷和低磷条件下BERILs的苗期干物重、地上部及根系磷含量和根系形态等共12个性状，共检测到136个显著性QTL，经整合得到94个一致性QTL(高磷44个和低磷50个)和37个特异性QTL，包括高磷特异的QTL 10个，低磷特异的QTL 15个，稳定表达的QTL 12个。通过与拟南芥进行比较作图，Yang等将拟南芥中423个与磷代谢途径、低磷胁迫响应、根系发育和激素传导等相关基因的位置信息，用电子作图方法定位在BE－RILs遗传图谱的810个基因座位上，其中67个基因位于特异性QTL区间所对应的保守区段内，预测为 QTL 的候选基因［142－143］。Ding 等利用同一油菜群体考察了不同磷水平下成熟期产量及产量相关性状的表型变异，并最终定位了74个显著性QTL，同时利用与拟南芥比较作图，在45个QTL区间内找到了161个与目标性状相关的候选基因［144］。近期，Shi等利用另一个甘蓝型油菜双单倍体(double haploid，DH)群体，通过琼脂培养，调查了包括不同磷水平下的生物量、根系形态等5个性状，在9条连锁群上定位了38个显著性 QTL［145］。Hammond等研究也表明甘蓝根系发育和构型性状，尤其是侧根的数目、长度和生长速率与磷利用效率密切相关，并在甘蓝C1、C3和C7染色体上定位了控制地上部干重、磷含量和磷利用效率的QTL簇［139］。甘蓝型油菜(Brassica napus，AACC 2n=38)由白菜型油菜(Brassica rapa，AA 2n=20)和甘蓝(Brassica oleracea，CC 2n=18)天然杂交自然加倍而来，其基因组间具有较高的同源性。通过对以上定位的QTL进行比较分析，发现无论是在不同的甘蓝型油菜群体之间还是在甘蓝和甘蓝型油菜之间，均能在特定的染色体区段定位到不同的QTL，例如在油菜C1、C3和C7染色体上检测到的磷高效相关QTL可能与甘蓝中检测到的磷效率相关QTL簇位于同一染色体区段［139，142］。这些 QTL信息和候选基因为解析油菜适应低磷胁迫的机制奠定了基础，也为下一步定位和克隆这些基因提供了大量的信息。

8总结与展望

磷矿属于不可再生资源，随着农业投入的加大，磷矿资源的耗竭不断加剧。因此，单纯靠增加磷肥投入无法实现现代农业的稳定发展以及磷矿资源的可持续利用。研究磷胁迫条件下植物吸收利用磷的生理与遗传机理，通过传统的遗传育种或现代分子生物学手段改良作物的磷利用效率，被认为是农业生产中最经济最有效的解决土壤有效磷缺乏的方法之一［150－151］。总的来说，随着研究的不断深入，人们对植物耐低磷胁迫的认识无论是在生理还是在遗传等方面都得到了极大的提升，这些研究进展具有广阔的应用前景。一方面，在磷胁迫条件下，植物在表型形态、生理生化及分子遗传等方面会产生一系列的变化，然而变化最快的是基因表达，尤其是位于缺磷信号传导上游的基因，例如前文中提到的基因IPS1，因此，以这类基因为起点进行研究，可以相对容易地找到植物根系中缺磷信号感知的原点，解析植物响应低磷胁迫的信号通路。另一方面，有些基因如SPX家族基因，它们受缺磷特异诱导，且在缺磷条件下持续性表达，当恢复供磷时，其表达量迅速下降。因此，这类基因可以作为评估植物磷缺乏状况的理想标记基因，应用于植物磷缺乏状况的分子诊断当中［19，152］。随着一大批与植物磷吸收利用相关基因的克隆，人们看到了通过遗传手段改良作物磷效率的希望，然而这离作物磷高效品种的培育还有很长的一段路要走。另外，磷是植物所必需的大量营养元素，其吸收利用的遗传调控机理十分复杂，到目前为止关于植物耐低磷胁迫的遗传研究大量集中在拟南芥、水稻等模式植物当中，在其它的复杂基因组作物如玉米、大豆、油菜、小麦等中的报道相对较少，因此，对于作物磷高效的遗传调控机制还有很多未解之谜。然而可喜的是随着功能基因组时代的来临，在不久的将来关于作物磷高效的遗传与分子机理研究必将取得新的更大的进展。

［1］ Marschner H．Mineral nutrition of higher plants(2nd Edn)［M］．London:Academic Press，1995.

［2］ Hinsinger P．Bioavailability of soil inorganic P in the rhizosphere as affected by root-induced chemical changes:a review［J］．Plant Soil，2001，237:173－195.

［3］ Schachtman D P，Reid R J，Ayling S M．Phosphorus uptake by plants:From soil to cell［J］．Plant Physiol．，1998，116:447－453.

［4］ Fang Z Y，Shao C，Meng Y J et al．Phosphate signaling in Arabidopsis and Oryza sativa［J］．Plant Sci．，2009，176:170－180.

［5］ Vance C P，Uhde-Stone C，Allan D L．Phosphorus acquisition and use:critical adaptations by plants for securing a nonrenewable resource［J］．New Phytol．，2003，157:423－447.

［6］ Lynch J P． Root phenes for enhanced soil exploration and phosphorus acquisition:tools for future crops［J］．Plant Physiol．，2011，156:1041－1049.

［7］ Hammond J P，White P J．Sugar signaling in root responses to low phosphorus availability［J］．Plant Physiol．，2011，156:1033－1040.

［8］ Cheng L，Bucciarelli B，Shen J et al．Update on lupin cluster roots．Update on white lupin cluster root acclimation to phosphorus deficiency［J］．Plant Physiol．，2011，156:1025－1132.

［9］ Burleigh S H，Cavagnaro T，Jakobsen I．Functional diversity of arbuscular mycorrhizas extends to the expression of plant genes involved in P nutrition［J］．J．Exp．Bot．，2002，53:1591－1601.

［10］ Zhang H W，Huang Y，Ye X S，Xu F S．Analysis of the contribution of acid phosphatase to P efficiency in Brassica napus under low phosphorus conditions［J］．Sci．China Life Sci．，2010，53:709－717

［11］ Smith F W，Jackson W A，van den Berg P J．Internal phosphorus flows during development of phosphorus stress［J］．Aust．J．Plant Physiol．，1990，17:451－464.

［12］ Bariola P A，Howard C J，Taylor C B et al．The Arabidopsis ribonuclease gene RNS1 is tightly controlled in response to phosphate limitation［J］．Plant J．，1994，6:673－685.

［13］ Duff S M G，Plaxton W C，Lefebvre D D．Phosphate-starvation response in plant cells:De novo synthesis and degradation of acid phosphatases［J］．Proc．Natl．Acad Sci．USA，1991，88:9538－9542.

［14］ Wasaki J，Shinano T，Onishi K et al．Transcriptomic analysis indicates putative metabolic changes caused by manipulation of phosphorus availability in rice leaves［J］．J．Exp．Bot．，2006，57:2049－2059.

［15］ Plaxton W C，Tran H T．Metabolic adaptations of phosphatestarved plants［J］．Plant Physiol．，2011，156:1006－1015.

［16］ Yang X J，Finnegan P M．Regulation of phosphate starvation responses in higher plants［J］．Ann．Bot．，2010，105:513－526.

［17］ Chiou T J，Lin S I．Signaling network in sensing phosphate availability in plants［J］．Ann．Rev．Plant Biol．，2011，62:185－206.

［18］ Hernández G，Ramírez M，Valdés-López O et al．Phosphorus stress in common bean:root transcript and metabolic responses［J］．Plant Physiol．，2007，144:752－767.

［19］ Hammond J P，Bennett M J，Bowen H C et al．Changes in gene expression in Arabidopsis shoots during phosphate starvation and the potential for developing smart plants［J］．Plant Physiol．，2003，132:578－596.

［20］ Misson J，Raghothama KG，Jain A et al．A genome-wide transcriptional analysis using Arabidopsis thaliana Affymetrix gene chips determined plant responses to phosphate deprivation［J］．Proc．Natl．Acad．Sci．USA，2005，102:11934－11939.

［21］ MorcuendeR， BariR， Gibon Y etal． Genome-wide reprogramming ofmetabolism and regulatory networks of Arabidopsis in response to phosphorus［J］．Plant Cell．Environ．，2007，30:85－112.

［22］ Müller R，Morant M，Jarmer H et al．Genome-wide analysis of the Arabidopsis leaf transcriptome reveals interaction of phosphate and sugar metabolism［J］．Plant Physiol．，2007，143:156－171.

［23］ Nilsson L，Müller R，Nielsena T H．Dissecting the plant transcriptome and the regulatory responses to phosphate deprivation［J］．Physiol．Plantarum．，2010，139:129－143.

［24］ Wu P，Ma L，Hou X et al．Phosphate starvation triggers distinct alterations of genome expression in Arabidopsis roots and leaves［J］．Plant Physiol．，2003，132:1260－1271.

［25］ Uhde-Stone C，Zinn K E，Ramirez-Yáñez M et al．Nylon filter arrays reveal differential gene expression in proteoid roots of white lupin in response to phosphorus deficiency［J］．Plant Physiol．，2003，131:1064－1079.

［26］ Wasaki J，Yonetani R，Kuroda S et al．Transcriptomic analysis of metabolic changes by phosphorus stress in rice plant roots［J］．Plant Cell Environ．，2003，26:1515－1523.

［27］ O'Rourke J A，Yang S S，Miller S S et al．An RNA-Seq transcriptome analysis of Pi deficient white lupin reveals novel insights into phosphorus acclimation in plants［J］． Plant Physiol．，2012，doi:10.1104/pp．112.209254.

［28］ Muchhal U S， Pardo J M， Raghothama K G． Phosphate transporters from the higher plant Arabidopsis thaliana［J］．Proc．Natl．Acad．Sci．USA，1996，93:10519－10523.

［29］ 王萍，陈爱群，余玲，徐国华．植物磷转运蛋白基因及其表达调控的研究进展［J］．植物营养与肥料学报，2006，12(4):584－591.Wang P，Chen A Q，Yu L，Xu G H．Advance of plant phosphate transporter genes and their regulated expression［J］．Plant Nutr．Fert．Sci．，2006，12(4):584－591.

［30］ Lin W Y，Lin S I，Chiou T J．Molecular regulators of phosphate homeostasis in plants［J］．J．Exp．Bot．，2009，60:1427－1438.

［31］ Rausch C，Bucher M．Molecular mechanisms of phosphate transport in plants［J］．Planta，2002，216:23－37.

［32］ Bucher M．Functional biology of plant phosphate uptake at root and mycorrhiza interfaces［J］．New Phytol．，2007，173:11－26.

［33］ Nussaume L，Kanno S，Javot H et al．Phosphate import in plants:focus on the PHT1 transporters［J］．Front Plant Sci．，2011，2:83.

［34］ Mudge S R，Rae A L，Diatloff E et al．Expression analysis suggests novel roles for members of the Pht1 family of phosphate transporters in Arabidopsis［J］．Plant J．，2002，31:341－353.

［35］ Goff S A，Ricke D，Lan T H et al．A draft sequence of the rice genome(Oryza sativa L．ssp japonica)［J］．Science，2002，296:92－100.

［36］ Raghothama K G．Phosphate acquisition［J］．Ann．Rev．Plant Physiol．Plant Mol．Biol．，1999，50:665－693.

［37］ Liu T Y，Aung K，Tseng C Y et al．Vacuolar Ca2+/H+transport activity is required for systemic phosphate homeostasis involving shoot-to-rootsignaling in Arabidopsis［J］． Plant Physiol．，2011，156:1176－1189.

［38］ Jia H F，Ren H Y，Gu M et al．Phosphate transporter gene，OsPht1;8，is involved in phosphate homeostasis in rice［J］．Plant Physiol．，2011，156(3):1164－1175.

［39］ Bayle V，Arrighi J F，Creff A et al．Arabidopsis thaliana highaffinity phosphate transporters exhibit multiple levels of posttranslational regulation［J］．Plant Cell，2011，23:1523－1535.

［40］ Shin H，Shin H S，Dewbre G R et al．Phosphate transport in Arabidopsis:Pht1;1 and Pht1;4 play a major role in phosphate acquisition from both low-and high-phosphate environments［J］．Plant J．，2004，39:629－642.

［41］ Ai P H，Sun S B，Zhao J N et al．Two rice phosphate transporters，OsPht1;2 and OsPht1;6，have different functions and kinetic properties in uptake and translocation［J］．Plant J．，2009，57:798－809.

［42］ Sun S，Gu M，Cao Y et al．A constitutive expressed phosphate transporter， OsPht1;1， modulates phosphate uptake and translocation in Pi-replete rice［J］．Plant Physiol．，2012，159:1571－1581.

［43］ Nagarajan V K，Jain A，Poling M D et al．Arabidopsis Pht1;5 mobilizes phosphate between source and sink organs，and influences the interaction between phosphate homeostasis and ethylene signaling［J］．Plant Physiol．，2011，156:1149－1163.

［44］ Varadarajan D K， Karthikeyan A S， Matilda P D et al．Phosphite，an analog of phosphate，suppresses the coordinated expression of genes under phosphate starvation［J］． Plant Physiol．，2002，129:1232－1240.

［45］ Wu Z，Ren H，McGrath S P et al．Investigating the contribution of the phosphate transport pathway to arsenic accumulation in rice［J］．Plant Physiol．，2011，157:498－508.

［46］ Catarecha P，Segura M D，Franco-Zorrilla J M et al．A mutant of the arabidopsis phosphate trans-porter PHT1;1 displays enhanced arsenic accumulation［J］．Plant Cell，2007，19:1123－1133.

［47］ Remy E，Cabrito T R，Batista R A et al．The Pht1;9 and Pht1;8 transporters mediate inorganic phosphate acquisition by the Arabidopsis thaliana root during phosphorus starvation［J］．New Phytol．，2012，195:356－371.

［48］ Smith S E，Jakobsen I，Grφnlund M et al．Roles of arbuscular mycorrhizas in plant phosphorus nutrition:interactions between pathways of phosphorus uptake in arbuscular mycorrhizal roots have important implications for understanding and manipulating plant phosphorus acquisition［J］．Plant Physiol．，2011，156(3):1050－1057.

［49］ Rausch C，Daram P，Brunner S et al．A phosphate transporter expressed in arbuscule-containing cells in potato［J］．Nature，2001，414:462－466.

［50］ Nagy R，Drissner D，Amrhein N et al．Mycorrhizal phosphate uptake pathway in tomato is phosphorus-repressible and transcriptionally regulated［J］．New Phytol．，2009，181(4):950－959.

［51］ Chen A，Hu J，Sun S et al．Conservation and divergence of both phosphate-and mycorrhiza-regulated physiological responses and expression patterns of phosphate transporters in solanaceous species［J］．New Phytol．，2007，173(4):817－831.

［52］ Paszkowski U， Kroken S， Roux C et al． Rice phosphate transporters include an evolutionarily divergent gene specifically activated in arbuscular mycorrhizal symbiosis［J］．Proc．Natl．Acad．Sci．USA，2002，99:13324－13329.

［53］ Harrison M J，Dewbre G R，Liu J．A phosphate transporter from Medicago truncatula involved in the acquisition of phosphate released by arbuscular mycorrhizal fungi［J］．Plant Cell，2002，14(10):2413－2429.

［54］ Glassop D，Smith S E，Smith F W．Cereal phosphate transporters associated with the mycorrhizal pathway of phosphate uptake into roots［J］．Planta，2005，222(4):688－698.

［55］ Loth-Pereda V，Orsini E，Courty P E et al．Structure and expression profile of the phosphate Pht1 transporter gene family in mycorrhizal Populus trichocarpa［J］．Plant Physiol．，2011，156:2141－2154.

［56］ Tamura Y， Kobae Y， Mizuno T et al． Identification and expression analysis of arbuscular mycorrhiza-inducible phosphate transporter genes of soybean［J］．Biosci．Biotechnol．Biochem．，2012，76:309－313.

［57］ Tan Z，Hu Y，Lin Z．PhPT4 is a mycor rhizal-phosphate transporter suppressed by lysophosphatidylcholine in petunia roots［J］．Plant Mol．Biol．Rep．，2012，30:1480－1487.

［58］ Shu B，Xia R X，Wang P．Differential regulation of Pht1 phosphate transporters from trifoliate orange(Poncirus trifoliata L．Raf)seedlings［J］．Sci．Hortic．，2012，146:115－123.

［59］ Wegmüller S，Svistoonoff S，Reinhardt D et al．A transgenic dTph1 insertional mutagenesis system for forward genetics in mycorrhizal phosphate transport of Petunia［J］．Plant J．，2008，54:1115－1127.

［60］ Javot H，Pumplin N，Harrison M J．Phosphate in the arbuscular mycorrhizal symbiosis:transport properties and regulatory roles［J］．Plant Cell Environ．，2007，30:310－322.

［61］ Chen A，Gu M，Sun S et al．Identification of two conserved cisacting elements，MYCS and P1BS，involved in there regulation of mycorrhiza-activated phosphate transporters in eudicot species［J］．New Phytol．，2011，189:1157－1169.

［62］ Sobkowiak L，Bielewicz D，Malecka EM et al．The role of the P1BS element containing promoter-driven genes in Pi transport and homeostasis in plants［J］．Front Plant Sci．，2012，3:58.

［63］ Rubio V，Linhares F，Solano R et al．A conserved MYB transcription factor involved in phosphate starvation signaling both in vascular plants and in unicellular algae［J］．Genes Dev．，2001，15:2122－2133.

［64］ Bari R，Pant B D，Stitt M et al．PHO2，microRNA399，and PHR1 define a phosphate-signaling pathway in plants［J］．Plant Physiol．，2006，141:988－999.

［65］ Zhou J，Jiao F C，Wu Z C et al．OsPHR2 is involved in phosphate-starvation signaling and excessive phosphate accumulation in shoots of plants［J］．Plant Physiol．，2008，146:1673－1686.

［66］ Ren F，Guo Q Q，Chang L L et al．Brassica napus PHR1 gene encoding a MYB-like protein functions in response to phosphate starvation［J］． PLoS One，2012，7(8):e44005.doi:10.1371/journal．pone．0044 005.

［67］ Devaiah B N，Madhuvanthi R，Karthikeyan A S et al．Phosphate starvation responses and gibberellic acid biosynthesis are regulated by the MYB62 transcription factor in Arabidopsis［J］．Mol．Plant，2009，2:43－58.

［68］ Chen Z H，Nimmo G A，Jenkins G I et al．BHLH32 modulates several biochemical and morphological processes that respond to Pi starvation in Arabidopsis［J］．Biochem．J．，2007，405:191－198.

［69］ Yi K，Wu Z，Zhou J et al．OsPTF1，a novel transcription factor involved in tolerance to phosphate starvation in rice［J］．Plant Physiol．，2005，138:2087－2096.

［70］ Devaiah B N，Nagarajna V K，Raghothama K G．Phosphate homeostasis and root development in Arabidopsis are synchronized by the zing finger transcription factor ZAT6［J］．Plant Physiol．，2007，145:147－159.

［71］ Devaiah B N，Karthikeyan A S，Raghothama K G．WRKY75 transcription factor is a modulator of phosphate acquisition and root development in Arabidopsis［J］．Plant Physiol．，2007，143:1789－1801.

［72］ Chen Y F，Li L Q，Xu Q et al．The WRKY6 transcription factor modulates PHOSPHATE1 expression in response to low Pi stress in Arabidopsis［J］．Plant Cell，2009，21:3554－3566.

［73］ Secco D，Wang C，Arpat B A et al．The emerging importance of the SPX domain-containing proteins in phosphate homeostasis［J］．New Phytol．，2012，193:842－851.

［74］ Duan K，Yi K，Dang L et al．Characterization of a sub-family of Arabidopsis genes with the SPX domain reveals their diverse functions in plant tolerance to phosphorus starvation［J］．Plant J．，2008，54:965－975.

［75］ Wang C，Ying S，Huang H et al．Involvement of OsSPX1 in phosphate homeostasis in rice［J］．Plant J．，2009，57:895－904.

［76］ Wang Z，Hu H，Huang H et al．Regulation of OsSPX1 and OsSPX3 on expression of OsSPX domain genes and Pi-starvation signaling in rice［J］．J．Integr．Plant Biol．，2009，51:663－674.

［77］ Poirier Y，Thoma S，Somerville C et al．A mutant of Arabidopsis deficient in xylem loading of phosphate［J］．Plant Physiol．，1991，97:1087－1093.

［78］ Hamburger D，Rezzonico E，MacDonald-Comber P．Identification and characterization of the Arabidopsis PHO1 gene involved in phosphate loading to the xylem［J］．Plant Cell，2002，14:889－902.

［79］ Stefanovic A，Arpat AB，Bligny R et al．Over-expression of PHO1 in Arabidopsis leaves reveals its role in mediating phosphate efflux［J］．Plant J．，2011，66:689－699.

［80］ Rouached H，Stefanovic A，Secco D et al．Uncoupling phosphate deficiency from its major effects on growth and transcriptome via PHO1 expression in Arabidopsis［J］．Plant J．，2011，65:557－570.

［81］ Wang Y，Ribot C，Rezzonico E et al．Structure and expression profile of the Arabidopsis PHO1 gene family indicates a broad role in inorganic phosphate homeostasis［J］．Plant Physiol．，2004，135:400－411.

［82］ Stefanovic A，Ribot C，Rouached H et al．Members of the PHO1 gene family show limited functional redundancy in phosphate transfer to shoot，and are regulated by phosphate deficiency via distinct pathways［J］．Plant J．，2007，50:982－994.

［83］ Secco D，Baumann A，Poirier Y．Characterization of the rice PHO1 gene family reveals a key role for OsPHO1;2 in phosphate homeostasis and the evolution of a distinct clade in dicotyledons［J］．Plant Physiol．，2010，152:1693－1704.

［84］ Lin S I，Santi C，Jobet E et al．Complex regulation of two target genes encoding SPX－MFS proteins by rice miR827 in response to phosphate starvation［J］．Plant Cell Physiol．，2010，51:2119－2131.

［85］ Peng M，Hannam C，Gu H et al．A mutation in NLA，which encodes a RING－type ubiquitin ligase，disrupts the adaptability of Arabidopsis to nitrogen limitation［J］．Plant J．，2007，50:320－337.

［86］ Peng M，Hudson D，Schofield A et al．Adaptation of Arabidopsis to nitrogen limitation involves induction of anthocyanin synthesis which is controlled by the NLA gene［J］．J．Exp．Bot．，2008，59:2933－2944.

［87］ Kant S，Peng M，Rothstein S J．Genetic regulation by NLA and MicroRNA827 for maintaining nitrate-dependent phosphate homeostasis in Arabidopsis［J］．PLoS Gen．，2011，7:e1002021.

［88］ Kuo H F，Chiou T J．The role of microRNAs in phosphorus deficiency signaling［J］．Plant Physiol．，2011，156:1016－1024.

［89］ Sunkar R，Zhu J K．Novel and stress-regulated microRNAs and other small RNAs from Arabidopsis［J］．Plant Cell，2004，16:2001－2019.

［90］ Fujii H，Chiou T J，Lin S I et al．A miRNA involved in phosphate-starvation response in Arabidopsis［J］．Curr．Biol．，2005，15:2038－2043.

［91］ Hu B，Zhu C，Li F et al．LEAF TIP NECROSIS1 plays a pivotal role in the regulation of multiple phosphate starvation responses in rice［J］．Plant Physiol．，2011，156:1101 －1115.

［92］ Gao N，Su Y，Min J et al．Transgenic to mato over-expressing ath-miR399d has enhanced phosphorus accumulation through increased acidphosphatase and proton secretion aswellas phosphate transporters［J］．Plant Soil，2010，334:123－136.

［93］ Lin S， ChiangS， Lin W etal． Regulatory network of microRNA399 and PHO2 by systemic signaling［J］． Plant Physiol．，2008，147(2):732－746.

［94］ Pant B D，Buhtz A，Kehr J et al．MicroRNA399 is a longdistance signal for the regulation of plant phosphate homeostasis［J］．Plant J．，2008，53:731－773.

［95］ Doerner P．Phosphate starvation signaling:a threesome controls systemic P(i)homeostasis［J］．Curr．Opin．Plant Biol．，2008，11(5):536－540.

［96］ Liu C M，Muchhal U S， Raghothama K G．Differential expression of TPS11，a phosphate starvation-induced gene in tomato［J］．Plant Mol．Biol．，1997，33:867－874.

［97］ Burleigh S H，Harrison M J．Characterization of the Mt4 gene from Medicago truncatula［J］．Gene，1998，216:47－53.

［98］ Burleigh S H，Harrison M J．The down-regulation of Mt4－like genes by phosphate fertilization occurs systemically and involves phosphate translocation to shoots［J］．Plant Physiol．，1999，119:241－248.

［99］ Martín A C，Del Pozo J C，Iglesias J et al．Influence of cytokinins on the expression of phosphate starvation responsive genes in Arabidopsis［J］．Plant J．，2000，24:559－567.

［100］ Shin H，Shin H S，Chen R J et al．Loss of At4 function impacts phosphate distribution between the roots and the shoots during phosphate starvation［J］．Plant J．，2006，45:712－726.

［101］ Wasaki J，Yonetani R，Shinano T et al．Expression of the OsPI1 gene，cloned from rice roots using cDNA microarray，rapidly responds to phosphorus status［J］．New Phytol．，2003，158:239－248.

［102］ Baek D，Kim M C，Chun H J et al．Regulation of miR399f transcription by AtMYB2 affects phosphate-starvation responses in Arabidopsis［J］．Plant Physiol．，2012，doi:10.1104/pp．112.205922.

［103］ Zhao X，Liu X，Guo C et al．Identification and characterization of microRNAs from wheat(Triticum aestivum L．)under phosphorus deprivation［J］．J．Plant Biochem．Biotechnol．，2012，22(1):113－123.

［104］ Miura K，Rus A，Sharkhuu A et al．The Arabidopsis SUMO E3 ligase SIZ1 controls phosphate deficiency responses［J］．Proc．Natl．Acad Sci．USA，2005，102:7760－7765.

［105］ Aung K， Lin S I， Wu C C et al． pho2， a phosphate overaccumulator，is caused by a nonsense mutation in a microRNA399 target gene［J］．Plant Physiol．，2006，141:1000－1011.

［106］ Wang H，Makeen K，Yan Y et al．OsSIZ1 regulates the vegetative growth and reproductive development in rice［J］．Plant Mol．Biol．Rep．，2011，29:411－417.

［107］ Baldwin J C，Karthikeyan A S，Raghothama K G．LEPS2，a phosphorus starvation-induced novel acid phosphatase from tomato［J］．Plant Physiol．，2001，125:728－737.

［108］ Baldwin J C，Karthikeyan A S，Cao A Q et al．Biochemical and molecular analysis of the LePS2;1:a phosphate starvation induced protein phosphatase gene from tomato［J］．Planta，2008，228:273－280.

［109］ González E，Solano R，Rubio V et al．Phosphate transporter traffic facilitator1 is a plant-specific SEC12－related protein that enables the endoplasmicreticulum exitofa high-affinity phosphate transporter in Arabidopsis［J］．Plant Cell，2005，17:3500－3512.

［110］ Ticconi C A，Delatorre C A，Lahner B et al．Arabidopsis pdr2 reveals a phosphate-sensitive checkpoint in root development［J］．Plant J．，2004，37:801－814.

［111］ Ticconi C A，Lucero R D，Sakhonwasee S et al．ER－resident proteins PDR2 and LPR1 mediate the developmental response of root meristems to phosphate availability［J］．Proc．Natl．Acad Sci．USA，2009，106:14174－14179.

［112］ Svistoonoff S，Creff A，Reymond M et al．Root tip contact with low-phosphate media reprograms plant root architecture［J］．Nat．Genet．，2007，39:792－796.

［113］ Jain A，Poling M D，Karthikeyan A S et al．Differential effects of sucrose and auxin on localized phosphate deficiency-induced modulation of different traits of root system architecture in Arabidopsis［J］．Plant Physiol．，2007，144:232－247.

［114］ Zakhleniuk O V，Raines C A，Lloyd J C．pho3:a phosphorusdeficient mutant of Arabidopsis thaliana(L．)Heynh［J］．Planta，2001，212:529－534.

［115］ Lloyd J C， Zakhleniuk O V． Responses of primary and secondarymetabolism to sugaraccumulation revealed by microarray expression analysis of the Arabidopsis mutant，pho3［J］．J．Exp．Bot．，2004，55:1221－1230.

［116］ Lei M，Liu Y，Zhang B et al．Genetic and genomic evidence that sucrose is a global regulator of plant responses to phosphate starvation in Arabidopsis［J］．Plant Physiol．，2011，156:1116－1130.

［117］ Yu B，Xu C，Benning C．Arabidopsis disrupted in SQD2 encoding sulfolipid synthase is impaired in phosphate-limited growth［J］．Proc．Natl．Acad Sci．USA，2002，99:5732－5737.

［118］ NakamuraY， AwaiK， Masuda T etal． A novel phosphatidylcholine-hydrolyzing phospholipase C induced by phosphate starvation in Arabidopsis［J］．J．Biol．Chem．，2005，280:7469－7476.

［119］ Gaude N，Nakamura Y，Scheible W et al．Phospholipase C5(NPC5)is involved in galactolipid accumulationduring phosphate limitation in leaves of Arabidopsis［J］．Plant J．，2008，56:28－39.

［120］ Li M，Welti R，Wang X．Quantitative profiling of Arabidopsis polar glycerolipids in response to phosphorus starvation．Roles of phospholipases DZ1 and DZ2 in phosphatidylcholine hydrolysis and digalactosyldiacylglycerolaccumulation in phosphorusstarved plants［J］．Plant Physiol．，2006，142:750－761.

［121］ Dionisio G，Madsen C K，Holm P B et al．Cloning and characterization of purple acid phosphatase phytases from wheat，barley，maize，and rice［J］．Plant Physiol．，2011，156:1087－1100.

［122］ Li C，Gui S，Yang T et al．Identification of soybean purple acid phosphatase genes and their expression responses to phosphorus availability and symbiosis［J］．Ann．Bot．，2012，109(1):275－285.

［123］ Robinson W D，Park J，Tran H T et al．The secreted purple acid phosphatase isozymes AtPAP12 and AtPAP26 play a pivotal role in extracellular phosphate-scavenging by Arabidopsis thaliana［J］．J．Exp．Bot．，2012，63:6531－6542.

［124］ Vance C P．Quantitative trait loci，epigenetics，sugars，and microRNAs:quaternaries in phosphate acquisition and use［J］．Plant Physiol．，2010，154:582－588.

［125］ Reymond M，Svistoonoff S，Loudet O et al．Identification of QTL controlling root growth response to phosphate starvation in Arabidopsis thaliana［J］．Plant Cell Environ．，2006，29:115－125.

［126］ Wissuwa M，Yano M，Ae N．Mapping of QTLs for phosphorusdeficiency tolerance in rice(Oryza sativa L．)［J］．Theor．Appl．Genet．，1998，97:777－783.

［127］ Wissuwa M，Wegner J，Ae N et al．Substitution mapping of Pup1:a major QTL increasing phosphorus uptake of rice from a phosphorus-deficient soil［J］．Theor．Appl．Genet．，2002，105:890－897.

［128］ Ming F，Zheng X W， Mi G H et al． Identification of quantitative trait loci affecting tolerance to low phosphorus in rice(Oryza Sativa L．)［J］．Chin．Sci．Bull．，2000，45:520－524.

［129］ Zhu J M，Kaeppler S M，Lynch J P．Mapping of QTL controlling root hair length in maize(Zea mays L．)under phosphorus deficiency［J］．Plant Soil，2005，270:299－310.

［130］ Chen J，Xu L，Cai Y et al．QTL mapping of phosphorus efficiency and relative biologic characteristics in maize(Zea mays L．)at two sites［J］．Plant Soil，2008，313:251－266.

［131］ Hochholdinger F，Tuberosa R．Genetic and genomic dissection of maize root development and architecture［J］．Curr．Opin．Plant Biol．，2009，12:172－177.

［132］ Liao H，Yan X L，Rubio G et al．Genetic mapping of basal root gravitropism and phosphorus acquisition efficiency in common bean［J］．Funct．Plant Biol．，2004，31:959－970.

［133］ Yan X L，Liao H，Beebe S E et al．QTL mapping of root hair and acid exudation traits and their relationship to phosphorus uptake in common bean［J］．Plant Soil，2004，265:17－29.

［134］ Li Y D，Wang Y J，Tong Y P et al．QTL Mapping of phosphorus deficiency tolerance in soybean(Glycine max L．Merr．)［J］．Euphytica，2005，142:137－142.

［135］ Liang Q，Cheng X，Mei M et al．QTL analysis of root traits as related to phosphorus efficiency in soybean［J］．Ann．Bot．，2010，106:223－234.

［136］ Su J Y，Xiao Y M，Li M et al．Mapping QTLs for phosphorusdeficiency tolerance at wheat seedling stage［J］．Plant Soil，2006，281:25－36.

［137］ Su J Y，Zheng Q，Li H W et al．Detection of QTL for phosphorus use efficiency in relation to agronomic performance in wheatgrown underphosphorussufficientand limited conditions［J］．Plant Sci．，2009，176:824－836.

［138］ Gahoonia T S，Nielsen N E．Root traits as tools for creating phosphorus efficient crop varieties［J］．Plant Soil，2004，260:47－57.

［139］ Hammond J P，Broadley M R，White P J et al．Shoot yield drives phosphorus use efficiency in Brassica oleracea and correlates with root architecture traits［J］．J．Exp．Bot．，2009，60:1953－1968.

［140］ Zhao J J，Jamar D C L，Lou P et al．Quantitative trait loci analysis of phytate and phosphate concentrations in seeds and leaves of Brassica rapa［J］．Plant Cell Environ．，2008，31:887－900.

［141］ Hammond J P，Mayes S，Bowen H C et al．Regulatory hotspots are associated with plant gene expression under varying soil phosphorus(P)supply in Brassica rapa［J］．Plant Physiol．，2011，156:1230－1241.

［142］ Yang M，Ding G D，Shi L et al．Quantitative trait loci for root morphology in response to low phosphorus stress in Brassica napus［J］．Theor．Appl．Genet．，2010，121:181－193.

［143］ Yang M，Ding G D，Shi L et al．Detection of QTL for phosphorus efficiency at vegetative stage in Brassica napus［J］．Plant Soil，2011，339:97－111.

［144］ Ding G，Zhao Z，Liao Y et al．Quantitative trait loci for seed yield and yield-related traits，and their responses to reduced phosphorus supply in Brassica napus［J］．Ann．Bot．，2012，109:747－759.

［145］ Shi L，Shi T，Broadley M R et al．High-throughput root phenotyping screens identify genetic loci associated with root architectural traits in Brassica napus under contrasting phosphate availabilities ［J］． Ann． Bot．， 2012， doi:10.1093/aob/mcs245.

［146］ Heuer S，Lu X，Chin J H et al．Comparative sequence analyses of themajor quantitative trait locus Phosphorus uptake 1(Pup1)reveal a complex genetic structure［J］．Plant Biotechnol．J．，2009，7:456－471.

［147］ Chin J H，Haefele S M，Gamuyao R et al．Development and application of gene based markers for the major rice QTL phosphorus uptake 1［J］．Theor．Appl．Genet．，2010，120:1073－1086.

［148］ Chin J H，Gamuyao R，Dalid C et al．Developing rice with high yield under phosphorus deficiency:Pup1 sequence to application［J］．Plant Physiol．，2011，156:1202－1216.

［149］ Gamuyao R，Chin J H，Pariasca-Tanaka J et al．The protein kinase Pstol1 from traditionalrice confers tolerance of phosphorus deficiency［J］．Nature，2012，488:535－539.

［150］ Fageria N K，Baligar V C，Li Y C．The role of nutrient efficient plants in improving crop yields in the twenty first century［J］．J．Plant Nutr．，2008，31:1121－1157.

［151］ Yan X，Wu P，Ling H et al．Plant nutriomics in China:an overview［J］．Ann．Bot．，2006，98:473－482.

［152］ Yang G，Ding G，Shi L et al．Characterization of phosphorus starvation-induced gene BnSPX3 in Brassica napus［J］．Plant Soil，2012，350:339－351.