术前消毒剂对小鼠术后近期听性脑干反应的影响△

周韧 顾晓东 李健 王云峰

鼓膜穿孔修补术或鼓室成形术后手术耳有可能发生感音神经性聋，其原因尚不清楚。局部皮肤消毒剂导致的听功能下降问题从上世纪70年代起即引起临床医生的注意，Bicknell报道97例单纯性鼓膜修补术患者中14例出现感音神经性聋，其中13例在术后半年内成为死耳，该研究认为是术前皮肤消毒剂经鼓膜穿孔部位流入中耳腔，再经圆窗膜渗入内耳使耳蜗受累所致［1］。在过去的40年中，相关的消毒剂耳毒性实验较少，且结论并不尽相同［2～10］。目前临床上广泛使用的耳科术前皮肤消毒剂包括醋酸氯己定溶液（安尔碘）、聚维酮碘溶液（点而康）、75%乙醇溶液、苯扎溴铵酊溶液等。本研究的目的是评估耳科手术前常用的这四种消毒剂是否具有耳毒性，从而为临床医生手术时提供必要的建议。

1 材料与方法

1.1 实验动物及分组 选用出生后一月的雄性ICR 小鼠（体重20g）25只，分组前行听性脑干反应（ABR）检查，保证实验选用的小鼠听功能无异常。然后随机分为5组，每组5只：第一组生理盐水灌注组，第二组醋酸氯己定（安尔碘，上海利康消毒高科技有限公司生产）灌注组，第三组聚维酮碘（点而康，上海利康消毒高科技有限公司生产）灌注组，第四组75%乙醇（本院自制）灌注组，第五组0.1%苯扎溴铵酊（上海运佳黄浦制药有限公司生产）灌注组。每组动物放入同一笼内饲养。

1.2 注药方法 75mg／kg氯胺酮（福建古田药业有限公司）和10 mg／kg 甲苯噻嗪（南京法姆化学厂）腹腔注射麻醉小鼠。小鼠侧卧位，分别于双侧耳廓后上切开皮肤，钝性分离软组织，防止损伤血管和神经，暴露听泡，在听泡近圆窗处造1 mm 的孔，将0.1ml的消毒剂或生理盐水通过软性注射管注入听泡内，注意防止损伤圆窗。静置5分钟后，回抽药品或盐水，生理盐水清洗中耳腔并用棉签吸干缝合切口。

1.3 听性脑干反应（ABR）检测方法 分别在中耳注药前与注药后24h对各组小鼠行ABR 检测，进行8、16、24和32kHz四个频率短纯音ABR 反应阈比较。小鼠耳蜗对听力的感受为越靠近蜗底频率越高，实验中注射部位位于圆窗龛，而圆窗膜的位置靠近蜗底，主要影响高频听力，所以在ABR 检测中，选取以上4个频率检测。

实验动物麻醉后，置于屏蔽室内，颅顶为记录电极，参考电极在测试耳乳突部，接地电极接鼻尖。测试中保证喇叭对准受测耳的外耳道，保持外耳道通畅。Tucker－Davis Technologies TDT System Ⅲ（美国TDT 公司）用于听觉刺激信号的发送和采集。

以8、16、24和32kHz短纯音（tone burst）为刺激声，持续时间5ms，具有0.5ms的上升和下降时间。刺激率每秒20次，以5dB 梯度强度由100dB SPL到20dB SPL衰减，叠加500～1 000次。信号的叠加由TDT 硬件系统和BiosigRP 软件（美国TDT 公司）帮助下进行。

1.4 统计学方法 应用SPSS13.0统计软件处理实验数据，本实验均采用同组ICR 小鼠实验前后自身对照或不同ICR 小鼠组间对比观察。显著性检验采用配对t检验及方差分析，以P＜0.05为差异有统计学意义。

2 结果

生理盐水注射组各频率ABR 反应阈实验前后比较差异无统计学意义（P＞0.05）。各消毒剂组小鼠实验后各频率ABR 反应阈与实验前比较均显著升高（P＜0.05），其中，乙醇组实验后各频率反应阈升高幅度较其他组小（P＜0.05）（表1）。各组实验前后ABR 反应阈差值经统计学处理，结果显示各消毒剂组与生理盐水组差异有统计学意义（P＜0.05）。

表1 各组小鼠实验前后各频率ABR 反应阈（dB SPL，±s）

表1 各组小鼠实验前后各频率ABR 反应阈（dB SPL，±s）

注：＊与生理盐水组实验后及同组实验前比较，P＜0.05；△与其它消毒剂组实验后比较，P＜0.05

组别8kHz 实验前 实验后16kHz 实验前 实验后24kHz 实验前 实验后32kHz 实验前 实验后32醋酸氯已定组32.14±1.49 64.29±4.81＊30.71±1.70 61.43±4.97＊30.71±2.02 62.86±5.44＊30.71±2.02 78.57±5.31＊聚维酮碘组33.00±3.39 61.00±4.00＊33.00±1.22 56.00±7.48＊31.00±1.00 64.00±9.67＊33.00±2.55 72.00±12.31＊乙醇组27.50±1.71 49.17±3.75＊△ 27.50±2.81 43.33±4.77＊△ 26.67±3.33 45.83±8.31＊△ 35.83±3.00 58.33±7.49＊△苯扎溴铵酊组31.67±2.11 70.00±8.17＊30.83±2.39 63.33±11.30＊ 30.00±1.83 68.33±9.46＊37.50±3.59 83.33±7.60生理盐水组28.64±1.36 35.45±2.28 29.09±1.76 31.82±1.22 28.64±1.92 31.82±1.39 33.18±1.55 39.09±2.＊

3 讨论

耳显微手术的目的是去除病变和恢复听力，因此任何导致听力损伤的因素都应该尽量避免。耳科术前正确使用消毒剂是预防术后感染的关键，但同时也应避免消毒剂的耳毒性。虽然消毒剂导致耳毒性的研究已经有一些报道，但是研究结论并不一致。Aursnes等［3］研究了洗必泰对于豚鼠内耳形态学的改变，发现与正常豚鼠比较，洗必泰作用过的豚鼠中耳、内耳有明显的病理改变，主要表现为黏膜肿胀、纤维化甚至骨性组织的形成；耳蜗底回结构破环甚至毛细胞缺失。Aursnes等［11］进一步研究了含碘消毒药物对豚鼠的耳毒性，认为单纯碘的耳毒性不明显，但是在溶入乙醇中后出现了较为为明显的耳毒性，乙醇可能会增加碘的耳毒性。胡牧［12］将碘伏、碘酊和乙醇3种消毒剂置入豚鼠中耳腔，发现上述3种药物对豚鼠中耳、内耳均有损伤作用，主要表现在全部实验组豚鼠的圆窗和卵圆窗都有不同程度的纤维增生，以圆窗膜为重。Perez［10］研究发现相对于洗必泰和乙醇，聚维酮碘消毒液用于耳部消毒更安全，但是与Perez 的研究结论相反，Ichibangase［13］研究却发现聚维酮碘消毒液有明确的耳毒性，且听力损伤的程度与实验小鼠的年龄有关，提示药物通过圆窗膜的渗透性与年龄有关。本研究发现氯己定溶液、聚维酮碘溶液、75%乙醇溶液、苯扎溴铵酊溶液四种消毒剂灌注小鼠中耳腔5分钟后各组小鼠ABR 反应阈明显提高，而生理盐水对照组未见明显变化，说明目前术前使用的常用消毒剂如果进入中耳都具有一定的耳毒性，可引起不同程度的听力下降。4种消毒剂中，乙醇组实验后的反应阈变化幅度相对较小，说明相对于其它3种消毒剂乙醇更安全。

圆窗膜是消毒剂进入内耳最可能的途径，因为圆窗膜缺乏骨性组织，它只通过一层薄膜将中耳与内耳分隔开［14］，外界的有害的理化物质可以通过圆窗膜渗入到内耳，从而导致内耳损伤影响听力。另外圆窗膜本身的变性和韧度的改变也会影响听力。解剖学研究发现人类的圆窗膜平均厚度为70μm，并且有三层细胞组成：中耳侧为上皮细胞层，中间为结缔组织层，内耳侧为上皮细胞层［15］，每一层都含有具有吞饮功能的囊泡，将物质经过圆窗膜转移［15，16］。Stecker等［17］用放射性同位素Na22、I131追踪，观察到用药后30分钟有2%的离子从中耳腔进入内耳，显示了圆窗膜的通透性。因此，本研究采用的术前消毒剂注入中耳腔后也可以经圆窗膜从中耳腔进入内耳，进而损伤内耳，引起听功能下降。

中耳手术后感音神经性聋发生率约为2%［18］。中耳手术导致感音神经性聋可能有以下几个原因［19］：首先在清理镫骨足板周围病变时有可能导致镫骨脱出，从而引起内淋巴漏；其次在处理镫骨周围的钙化灶和鼓室钙化灶时，需要使用耳科电钻，高速电钻对内耳的震动也会导致感音神经性聋的发生。但是在临床手术过程中，很多学者发现即使在不使用电钻、不触动听小骨的鼓膜修补术仍然有一定比例的患者发生感音神经性聋，是否与术前使用消毒剂有关，尚不清楚。本研究通过动物实验显示中耳腔使用消毒剂后可导致小鼠ABR 反应阈升高，但是可逆性还是永久性尚有待进一步研究。

1 Bicknell PG.Sensorineural deafness following myringoplasty operations［J］.J Laryngol Otol，1971，85：957.

2 Morizono T，Sikora MA.Ototoxicity of ethanol in the tympanic cleft in animals［J］.Acta Otolaryngol，1981，92：33.

3 Aursnes J.Cochlear damage from chlorhexidine in guineapigs［J］.Acta Otolaryngol，1981，92：259.

4 Aursnes J.Vestibular damage from chlorhexidine in guineapigs［J］.Acta Otolaryngol，1981，92：89.

5 Morizono T，Sikora MA.The ototoxicity of topically applied povidone－iodine preparations［J］.Arch Otolaryngol，1982，108：210.

6 Aursnes J.Ototoxic effect of iodine disinfectants［J］.Acta Otolaryngol，1982，93：219.

7 Morizono T，Sikora MA.Compound action potential inputoutput decruitment：effect of topically applied antiseptics［J］.Arch Otolaryngol，1983，109：677.

8 Igarashi Y，Suzuki J－I.Cochlear ototoxicity of chlorhexidine gluconate in cats［J］.Arch Otorhinolaryngol，1985，242：167.

9 Rohn GN，Meyerhoff WL，Wright CG.Ototoxicity of topical agents［J］.Otolaryngol Clin North Am，1993，26：747.

10 Perez R，Freeman S，Sohmer H，et al.Vestibular and cochlear ototoxicity of topical antiseptics assessed by evoked potentials［J］.Laryngoscope，2000，110：1 522.

11 Aursnes J.Ototoxic effect of quaternary ammonium compounds［J］.Acta Otolaryngol，1982，93：421.

12 胡牧，李哲生，胡艳玲.碘伏等消毒药物对豚鼠中耳和内耳的毒性作用［J］.北京医科大学学报，1994，126：3.

13 Ichibangase T，Yamano T，Miyagi M，et al.Ototoxicity of povidone－iodine applied to the middle ear cavity of guinea pigs［J］.Int J Pediatr Otorhinolaryngol，2011，75：1 078.

14 Tanaka K，Motomura S.Permeability of the labyrinthine windows in guinea pigs［J］.Arch Otorhinolaryngol，1981，233：67.

15 Carpenter AM，Muchow D，Goycoolea MV.Ultrastructual studies of the human round window membrane［J］.Arch Otolaryngol Head Neck Surg，1989，115：585.

16 Kawabata I，Paparella MM.Fine structure of the round window membrane［J］.Ann Otol Rhinol Laryngol，1971，80：13.

17 Stecker RH，Cody DT.Iontophoresis of 22Na and 131－I into the inner ear［J］.Arch Otolaryngol，1966，83：213.

18 Mann WJ，Amedee RG.Fuerst G.Hearing loss as a complication of stapes surgery［J］.Otolaryngology－Head And Neck Surgery，1996，115：324.

19 张来虎，王莉.中耳术后引起重度感音神经性聋病例分析［J］.国外医学耳鼻咽喉科学分册，1998，22：177.