断肢保护及再植后防治缺血再灌注损伤的研究进展

孙海波,潘进社

(河北医科大学第三医院创伤急救中心,河北石家庄 050051)

随着显微外科技术及设备的迅速发展,断肢再植成活率不断提高,但是如何保存离断肢体并延长再植时限,更好地恢复再植后肢体功能,仍是显微外科有待解决的问题。断肢缺血损伤和再植后的再灌注损伤是一个连续的过程,研究断肢保护是再植的基础,研究再灌注损伤是断肢保护的延续,两者不可分离。

1 单纯低温保存法

低温保存可以减慢缺血损伤中细胞代谢速率以及能量消耗,减少三磷酸腺苷代谢废物的积聚性损伤,减缓细胞内酶对组织细胞破坏的速度。有作者利用 P31磁共振波谱技术发现,将鼠骨骼肌标本分别保存在低温和室温下,二者三磷酸腺苷含量的减少在缺血前后均有明显差异,但是低温组能量消耗远比室温组小得多。

Allen首次报道低温对断肢的保护作用,认为保护断肢的最适温度是不引起冻伤的最低温度,并且用纱布包裹断肢装入塑料袋内,直接浸入冰浴中,此方法被大多数学者所认同。Liu等[1]利用电镜动态观察缺血后兔骨骼肌的变性过程,并根据缺血后线粒体动态变化来判定骨骼肌不可逆变性的时间点,研究认为 4℃时缺血后 50 h骨骼肌可发生不可逆变性,6℃的时限为28h。Ward等[2]制作大鼠后肢温缺血模型,用显微镜观察活体大鼠趾长伸肌的毛细血管后微静脉的动态变化,发现 10℃低温可以减轻微循环渗出,并且与血红素氧化酶和一氧化氮合酶有联合作用而减轻缺血再灌注损伤。Mowlavi等[3]通过鼠股薄肌缺血模型发现低温组保存的肌肉活力明显好于对照组,且肿胀程度大大减小。 Akahane等[4]将大鼠后肢离断后在4℃低温中保存6 h后再植,发现其肌肉活力恢复较好。 Heijden等[5]将大鼠分为单纯低温组和利用UW液或HTK液的低温灌注组,在4℃低温中保存16h,通过对比细胞结构、湿干比及肌肉最大收缩力等指标发现二者没有显著差别,认为低温是保存断肢的较好方法。 Ahmet等[6]将大鼠随机分为 4组,除对照组外的其余 3组分别于缺血期、再灌注期和缺血再灌注全程将大鼠的股薄肌放入10℃低温中保存,通过湿干比和激活白细胞的数目得出低温在缺血-再灌注的全程中都具有保护性作用。

2 低温加灌注液保存

有学者认为良好灌注液的成分应具备如下特性。a)减轻由于低温保存导致的细胞水肿;b)防止细胞的酸化作用;c)防止灌洗保存过程中细胞间隙膨胀;d)防止再灌注损伤时氧自由基的损伤;e)提供再生高能磷酸化合物的底物;f)保持细胞内环境的稳定。近年来研制的很多灌注液如 EC液、UW液、HTK液、CEL液等应用于临床,并与低温联合保存断肢取得较好的效果。

Bastiaanse等[7]通过活体显微镜观察发现微循环在 4℃HTK液中保存的提睾肌再植后微循环复流良好,水肿明显减轻,保护作用明显好于生理盐水组,且保存最长时限可达24 h。Wagh等[8]将大鼠分为低温对照组、低温盐水灌注组、和低温改良 UW液灌注组,缺血24h再灌注24h后,发现三组腓肠肌肌皮瓣的活力分别为原来的 26%、28%和 33%,认为用改良低温 UW液灌注可以有效减轻低温对断肢的损伤。Kingston等[9]利用鼠后肢缺血再灌注模型,发现牛磺酸可对肌肉的强直收缩力起到保护作用。Wang等[10]制作大鼠后肢缺血再灌注损伤模型进行实验,发现 UW液组再灌注2 h后血清中肌酸激酶、谷草转氨酶及乳酸脱氢酶明显低于对照组,再灌注4h、6h两者没有显著差别;骨骼肌中超氧化物歧化酶和三磷酸腺苷酶再灌注 4h内与对照组有显著差别,6h没有显著差别。而在UW液中加入丹参酮后以上时间段的各个指标均与对照组有明显差别,因此 UW液中加入丹参酮可有效减轻缺血再灌注损伤。

在灌注液中加入诸如甘露醇、激素、肝素、维生素 C与维生素 E等可以有效改善组织的缺血再灌注损伤。

3 离断肢体暂时性异位寄养再回植技术

暂时性异位寄养再回植技术是一项特别适用于急诊手术的新技术,一方面离断肢体通过异位再植缩短缺血时间,另一方面可同时开展抢救生命或者修复近端的工作,以提高手术安全性[11]。其适应证如下。 a)肢体完全离断,伴有全身严重损伤急需抢救,不宜进行长时间再植手术者;b)肢体完全离断且远端肢体相对完整而近端肢体为毁损伤,并伴广泛皮肤软组织缺损或严重骨关节损伤,致使两断端无法在短时间内进行原位再植者;c)小儿、青壮年发生肢体离断伤,强烈要求保全肢体者[12]。 Katzer等[13]报道了 2例因肘部恶性肿瘤而实施的前臂远端 1/3(包括手)移位再植于上臂的病例,认为将上臂的肌肉纵行劈裂后与远端肌肉缝合,并且早期功能锻炼,可获得良好的效果。 Yildirim等[14]报道了1例离断肢体异位再植的病例,术后6个月测试有较好的腕部和手指运动功能,但手内在肌的功能较差。王江宁等[15]报道2例急诊断足病例,将断足的胫后动、静脉分别与对侧小腿胫后动脉、大隐静脉吻合,二期手术回植,术后 2例患者足底感觉恢复,能下地行走。

同时需要指出的是异位寄养过程中往往只重视断肢血运恢复,不重视神经的吻合,离断肢体的骨骼肌由于失神经支配而发生营养性和废用性萎缩,使肌肉的运动功能下降甚至丧失[16],无论是原位再植还是暂时异位寄养再回植,均需要面对这个问题。神经轴突的轴浆运输保持神经元胞体与突起终末的长距离功能联系,是再生神经纤维结构和功能恢复的必要条件[17]。

4 高压氧保存方法

近年来高压氧在断肢保护中取得较好效果,提高离断肢体再植的成活率,高压氧可增加血氧分压,提高血氧弥散半径,有助于葡萄糖的有氧代谢和能量供应的恢复,促进毛细血管的新生及侧枝循环的建立,改善微循环,促进可逆性缺氧细胞功能的恢复。

Atesalp等[18]通过兔的骨延长术对骨骼肌进行牵拉造成缺血再灌注损伤,发现高压氧组在牵拉前后肌酸激酶、乳酸脱氢酶和谷草转氨酶明显低于对照组,高压氧组可牵拉的最大长度明显高于对照组,二者有显著区别,认为高压氧可有效减轻缺血再灌注损伤。Kurt等[19]将大鼠进行每天2 h的高压氧干预,4周后发现股外侧肌中三磷酸腺苷明显增高,而线粒体无明显变化,认为高压氧可增强线粒体的效率,延缓代谢性酸中毒的进程。Vidigal等[20]在高压氧保护下,分别将大鼠后肢进行缺血 1h、缺血1 h再灌注1h、缺血4 h再灌注1 h的干预,比目鱼肌进行 HE染色,发现三者的细胞结构没有明显差别,保护效果均明显好于对照组。 Riccio等[21]认为血小板活化因子的拮抗剂)与高压氧有联合作用,可有效防治缺血再灌注损伤,提高断肢再植的成功率。

5 缺血预适应

缺血预适应是一种内源性保护机制,根据诱导方法不同,可以分成局部和远距离的缺血预适应。但就断肢再植本身的复杂性来说,只有远距离缺血预适应可以实施,即某一器官经历短时间缺血后可使其他器官耐受较长时间的再灌注损伤。Kuntscher等[22]研究发现局部和远距离的缺血预适应在耐受缺血再灌注损伤中没有显著性差异,两者都可以降低白细胞附壁,促进微循环复流。动物实验发现一氧化碳在远距离缺血预适应中起着重要的作用[23]。该方法操作简便,不会对断肢造成进一步的损伤,临床应用价值较大。

6 再灌注后适应

再灌注后适应亦是一种内源性保护机制,对缺血时间较长的器官通过调整灌注压、血液流速或再灌注时间等方法,提高该器官对缺血再灌注损伤的耐受性。间断的、渐进的控制血流灌注可减少呼吸爆发产生的氧自由基,限制线粒体内Na+通道的开放,从而减轻细胞内的钙超载[24]。同时该方法可减轻血流对血管壁的剪切力,减少白细胞的机械性损伤[25]。

有研究表明,在再灌注前30 min实行控制性再灌注可有效减轻骨骼肌缺血再灌注损伤[26]。戚炜等[27]认为预缺血时间对大鼠骨骼肌缺血再灌注损伤的保护作用呈现先增强后减弱的趋势,以预缺血10 min的低压再灌注对骨骼肌的保护作用最明显。Tsuchida等[28]提出UW液在100cm水柱压力下灌注可以较好地保持肌肉活力。由于肢体的控制性再灌注要使用体外循环的滚动泵,限制了其广泛应用。Schlensak发明了一种简易的再灌注装置,用一种有压力袖口的囊袋代替滚动泵,将血液从远端向近端灌注,在血栓形成导致的急性长时间肢体缺血病人中,取得了很好的疗效[29]。Wihelm等[30]利用自制的简易体外循环装置,应用于取栓后的患者,将复合灌注液与血液按照1∶6混合制成灌注液进行灌注,有效地减轻了骨骼肌的缺血再灌注损伤。

总之,断肢再植的时限是相对的,且与肢体离断平面和环境因素有关,离断肢体经过合理保存或改变断肢所处的环境,可使再植时限明显延长,且术后有良好的功能恢复。将各种方法合理地联合应用,会使断肢再植的成功率大大提高。

[1] Liu QY,WangG J,WangHL.Effects of varied temperatures on limit time of irreversible degeneration of ischemic rabbit skeletal muscle[J]. Chinese Journal of Rehabilitation,2004,8(26)：5716-5717.

[2] Ward R,Souder N,Stahl D,et al.The role of nitric oxide synthase and heme oxygenase in the protective effect of hypothermia in ischemia-reperfusion injury [J].J Bone Joint Surg(Am),2009,91(11)：2637-2645.

[3] Mowlavi A,Neumeister MW,Wilhelmi BJ,et al. Local hypothermia during early reperfusion protects skeletal muscle from ischemia-reperfusion injury[J]. Plast Reconstr Surg,2003,111(1)：242-250.

[4] Akahane M,Ono H,Ohgushi H,et al.Viability of hypothermic preserved muscle determined by gene expression levels[J].Br J Plast Surg,2002,55(2)：136-139.

[5] Heijden EP,Kroese AB,Werker PM,et al.Improving the preservation of isolated rat skeletal muscles stored for 16 hours at 4 degrees C [J]. Transplantation,2000,15,69(7)：1310-22.

[6] Ahmetege,Egementurhah,Bektas,et al.In which period of skeletal muscle ischemia-reperfusion injuryis local hypothermia more effective[J].Acta Orthop Traumatol Turc,2008,42(3)：193-200.

[7] Bastiaanse J,Nanhekhan LV,SlaafDW,et al. Preservation of rat cremaster muscle microcirculation after prolonged cold storage and transplantation[J].J Surg Res,2006,131(1)：41-48.

[8] Wagh M,Pantazi G,Romeo R,et al.Cold storage of ratskeletal muscle free flapsand pre-ischemic perfusion with modified UW solution [J]. Microsurgery,2000,20(7)：343-349.

[9] Kingston R,Kearns S,Kelly C,et al.Effects of systemic and regional taurine on skeletal muscle function following ischaemia-reperfusion injury[J].J Orthop Res,2005,23(2)：310-314.

[10] Wang HG,Li ZY,Liu XL.Addition of tanshinone IIA to UW solution decreasesskeletalmuscle ischemia-reperfusion injury[J].Acta Pharmacol Sin, 2006,27(8)：991-999.

[11] Tomlinson JE,Hassan M S,Kay SP.Temporary ectopic implantation of digits prior to reconstruction of a hand without metacarpals[J].J Plast Reconstr Aesthet Surg,2007,60(7)：856-860.

[12] Sabri R.Treatment of a unilateral Class II crossbite malocclusion with traumatic loss ofa maxillary central incisor and a lateral incisor[J].Am J Orthod Dentofacial Orthop,2006,130(6)：759-770.

[13] Piza-Katzer H,Baur EM,Estermann D,et al.Radical tumour resection in the upper extremity and heterotopic replantation of the hand：Analyses of functionalresults in twopatients[J].Handchir Mikrochir Plast Chir,2008,40(5)：310-317.

[14] Yildirim S,Akan M,Akoz T.Transmetacarpal crosshand replantation as a salvage procedure in a case of traumatic bilateral upper extremity amputation[J]. Plast Reconstr Surg,2003,112(5)：1350-1354.

[15]王江宁,张立彬,王寿宇.断足暂时性异位寄养再回植术的康复随访研究 [J].中国修复重建外科杂志, 2008,22(5)：551-553.

[16] Wang JN,Tong ZH,Zhang T H,et al.Salvage of amputated upper extremities with temporary ectopic implantation followed by replantation at a second stage[J].J Reconstr Micro Surg,2006,22(1)：15-20.

[17] Church C,Price C,Pandyan AD,et al.Randomized controlled trial toevaluate the effect of surface neuromuscular electrical stimulation to the shoulder after acute stroke[J].Stroke,2006,37(12)：2995-3001.

[18] Atesalp AS,Yurttas Y,Kose O,et al.Effects of hyperbaric oxygen therapy on rabbit skeletal muscle during extremity lengthening[J].Arch Orthop Trauma Surg,2009,129(1)：13-20.

[19] KurtB,KurtY,Karsliogu Y,et al.Effects of hyperbaric oxygen on energy production and xanthine oxidase levels in striated muscle tissue of healthy rats[J].Clin Neurosci,2008,15(4)：445-450.

[20] Vidigal J,José Fagundes D,De Jesus Sim oes M,et al.Effect of different periods of hyperbaric oxygen on ischemia-reperfusion injury of rat skeletal muscle [J].Microsurgery,2007,27(4)：252-257.

[21] Riccio M,Pangrazi PP,Campodonico A,et al. Combined use of W EB 2170 and HBO therapy can reduce ischemia and reperfusion injury to the skeletal muscle in a rabbit model[J].Microsurgery,2007,27 (1)：43-47.

[22] Kuntscher MV,Schirmbeck EU,Menke H,et al. Ischemic precorditioning by brief extremity ischemia before flap ischemia in a rat model[J].Plast Reconstr Surg,2002,109(7)：398-404.

[23] Kuntscher MV,Hartmann B,Germann G.Remote ischemic preconditioning of flaps：A review[J]. Microsurgery,2005,25(4)：346-352.

[24] Serviddio G,di Venosa N,Fedeeici A,et al.Brief hypoxia before normoxic reperfusion (postconditioning) protects the heart against ischemia-reperfusion injury by preventing micochonndria peroxyde production and glutahione depletion[J].Faseb J,2005,19(3)：345-361.

[25] Bolte CS,Liao S, Gross GJ,et al. Remote preconditioning-endocrine factors in organ protection against ischemic injury[J].Endocr Metab Immune Disord Drug Targets,2007,7(3)：167-175.

[26] VogtPR,Lutz HJ,Akin tǜ rk HI,et al.Prevention of postischemictissue injurybycontrolled reperfusion：A preliminary study[J].Int J Angiol,2003,12(2)：172-177.

[27]戚炜,阚世廉.缺血预处理时间对大鼠骨骼肌缺血再灌注损伤保护作用的影响[J].中国修复重建外科杂志,2005,19(4)：274-277.

[28] Tsuchida T,Kato T,Yamaga M,et al.Effect of per-fusion during ischemia on skeletal muscle[J].J Surg Res,2001,101(2)：238-241.

[29] Schlensak C,DoenstT,Bitu-Moreno J,etal. Controlled limb reperfusion with a simplified perfusion system[J].Thorac Cardiovasc Surg,2000, 48(5)：274-278.

[30] Wilhelm M P,Schlensak C,Hoh A,et al.Controlled reperfusion using a simplified perfusion system preserves function after acute and persistent limb isehemia：a preliminary study[J].Vasc Surg,2005,42 (4)：690-694.