microRNA在神经元发育和可塑性中的作用

徐 瑞综述,赵吉清审校

(第三医学大学:1.学员旅二队;2.军事预防医学院防化医学教研室,重庆400038)

microRNA对于神经元的发育、分化、功能和可塑性方面有重要意义。一方面,成熟microRNA可与靶mRNA分子配对抑制其转录后的翻译或直接降解mRNA,以调节相关靶基因的转录和表达,进而调控神经元的发育、分化。另一方面,当神经元受到刺激时,可以通过microRNA加速一些蛋白质的合成来应答,同时调节突触的可塑性。本文主要就microRNA对神经发育及可塑性的影响进行综述。

1 microRNA与神经元发育分化

神经发育过程是精确调控多种基因功能的过程,研究显示microRNA参与了神经系统的发育分化。目前已在神经干细胞中发现了一些高表达和差异表达的microRNAs,参与调控神经干细胞的自我更新和分化过程。miR-124在神经干细胞中的表达很低,它的内源性靶基因包括层黏连蛋白g1基因(laminin g1)和整合素b1基因(integrin b1)在神经干细胞中高表达;而在神经元中低表达miR-124可能是通过抑制laminin g1和integrin b1的表达使神经干细胞发育为成熟神经元[1]。miR-124在分化神经元和成熟神经元中高表达,可在神经元的分化过程中促进轴突生长,此作用可能与miR-124对细胞骨架的调控有关[2]。

miR-92b主要在神经干细胞中表达[3],可能参与维持神经干细胞的特性。在神经干细胞中过表达miR-124、miR-128和miR-9可降低星型胶质细胞的分化比率,抑制miR-9或(和)miR-124表达可促进细胞分化。miR-9和miR-124还可通过抑制信号传导及转录激活因子3(STA T3)的磷酸化而维持神经干细胞特性[4]。

在神经祖细胞和非神经细胞中RE1沉默转录因子(RE1 silencing transcription factor,REST)活化能抑制神经元特异性基因的表达。REST通过抑制miR-124和miR-9的表达,从而抑制离子通道蛋白、突触蛋白和其他神经元特异性蛋白的表达,而这些都是神经元分化所必需的[5]。最近的研究表明,miR-124能直接抑制羧基端小结构域磷酸酶1(SCP1),而SCP1是REST发挥抑制神经元基因表达的必需成分,因此miR-124能间接地抑制 REST的活性[6]。这表明存在一种负反馈机制:在非神经元和神经元前体细胞中,神经元特异性基因(包括miR-124)的表达是被REST和SCP1抑制的,随着细胞向神经元方向分化以及REST受转录抑制,miR-124通过在转录后水平抑制REST辅助因子 SCP1的表达而快速终止REST的生物功能。

在脊椎动物神经系统的发育中,神经祖细胞从增殖转换成分化,同时伴随有神经祖细胞专一性Swi/Snf类BAF(npBAF)染色质重塑复合物组分的改变,形成神经发育和树突形成所必需的神经元专一性BAF(nBAF)复合物。研究发现在发育转换中,BAF亚基之一BAF53a与BAF53b的交换受两个microRNA(miR-9和miR-124)的调节。BAF53a在神经祖细胞增殖中起重要作用,在小鼠脑发育中的神经元内的表达下调,BAF53a的表达关闭才能产生BAF53b。

miR-124和miR-9可以通过选择性的抑制BAF53a的表达,从而调控BAF53b的表达,而后者可以诱导神经元前体细胞向不同方向分化。所以miR-124的缺失将导致胚胎干细胞不向神经元方向分化[7]。

现在还不清楚BAF53a的抑制是否需要miR-124和miR-9的同时参与。miR-9在发育中比miR-124表达的更早,所以在发育的某一个限定时期内可能导致BAF53a的抑制。另外,这种双重调控可能比单独miR-124或miR-9引起BAF53a翻译受抑制的时期要长。miR-124和miR-9也已经被证实了在树突的伸长中有着积极的作用。海马神经元中由于BAF53a突变导致的miR-124和miR-9异位表达阻止了BAF53a的下调,促进了 KCl诱导的树突生长。但是,野生型的BAF53a没有这种作用[7-8]。

多聚嘧啶核苷酸序列结合蛋白(PTPB)可以控制mRNA的翻译进而控制蛋白质的合成方向。目前已经证实PTPB1和PTPB2在调控干细胞向神经方向分化方面有重要作用,PTPB1可以调控干细胞向非神经元方向分化,PTPB2则相反,调控干细胞向神经方向分化。而PTPB1的表达受到miR-124的抑制,miR-124通过下调PTBP1来调节神经元的分化[9]。

2 microRNA与突触可塑性

突触可塑性与突触内相关蛋白质的合成有关。大量的实验证实了microRNA对于突触的功能有重要作用。而且突触的活性可以诱导或抑制一些microRNA的表达。海马区化学性长时程增强(LTP)和代谢型谷氨酸受体依赖的长时程压抑(LTD)的诱导均可导致microRNA的表达上调,从而抑制突触内相关蛋白质的过度合成[10]。突触可塑性常与树突棘的形成、脱落、扩张和萎缩等形态变化相伴发生。

2.1 活性依赖的调节 脑源性神经营养因子(brainderived neurotrophic factor,BDNF)和突触活动可以通过转录因子cAM P应答元件结合蛋白(CREB)来激活miR-132的转录。miR-132可以抑制p250GAP(一种可以激活GTP酶从而调控Rac1/PAK1途径的蛋白质)的表达[11]。在成熟神经元的培养中,活性依赖的miR-132转录促进树突棘的形成及微小兴奋性突触后电流(mEPSCs)的发生。p250GAP是调节miR-132功能的重要物质[12]。此外,p250GAP 3′UTR有多个供其他 microRNA结合的microRNA调控元件(MRE),提示了这些激活的microRNA和miR-132一起抑制了p250GAP的表达。另外基因敲除和转基因小鼠模型也证实了miR-132的功能[13]。miR-125b也可以调节树突的分支和神经元自发活性。海马神经元中过度表达的miR-125b可调节树突棘的形态以及减少mEPSCs的频率和振幅。相反,如果消耗内源性的miR-125b会导致树突轴变短和mEPSC的频率增加。已经证明NMDA受体的亚基NR2A是 miR-125b的靶点[12]。

2.2 空间调节 转录调节和转录后调节的区别之一在于发生在不同的亚细胞域。已经证明成熟的microRNA在突触前和突触后都存在,神经元可以利用microRNA以一种空间调节的方式快速调控靶基因,回应突触活性改变,这种调节有助于突触反应和突触强度调节。

2.2.1 突触前microRNA 在秀丽隐杆线虫(C.elegans)和海生动物Aplysia中,可以发现突触前神经元中末端存在着miR-124和miR-338。轴突中的miR-338可以通过调节轴突内细胞色素C氧化酶Ⅳ来调节能量代谢。而miR-124存在于Aplysia的突触前感觉神经元内,反复释放5-羟色胺可以产生长时程易化(LTF)。而在感觉神经元miR-124的过度表达则可以阻断 LTF;相反,miR-124抑制则可以诱导 LTF。miR-124介导的抑制 LTF的机制可能是抑制了CREB1的表达。突触前神经元内的microRNA的可能作用是通过调节肌动蛋白细胞骨架从而来调控神经递质的释放。miR-375(一种在大脑和胰岛内都表达的microRNA)能抑制重组胰岛素样生长因子1的表达间接支持这一观点[14-15]。

2.2.2 突触后microRNA microRNA和RNA诱导基因沉默复合物(RISC)一直被认为参与了突触后应答的调节。突触后microRNA作用机制可能是建立一个对刺激产生及时和局限的反应。Dicer、Argonaute和FMRP存在于成熟神经元的树突内,功能研究证明RISC在神经肌肉接头处调节突触的形成,而且Dicer和 Armitage的变异将影响突触长期可塑性。miR-138(一种在突触小体里大量存在的microRNA)被发现可以抑制乙酰蛋白硫脂酶(APT-1)的表达,而AT P-1可以通过作用于RhoA-ROCK途径使树突棘的体积变小。神经元活性可以通过转录激活因子MEF2的作用产生从miR-379到410的一系列的突触后microRNA。这些长片段的初级microRNA可以被剪切成许多不同的microRNA,包括miR-134。miR-134存在于成熟的海马神经元的树突棘中,可以通过下调RNA结合蛋白Pumilio2来调节树突的生长。miR-134可降低Lim结构域激酶(Lim-domain-containing protein kinase,Limk1)基因的表达,减小树突棘的大小而不影响树突棘的数目。而BDNF可以阻断miR-134的作用,激活Limk1蛋白的合成,从而使树突棘体积变大[16-17]。

2.3 RISC复合物的调节 蛋白质组学与mRNA水平的分析表明在mRNA基因沉默期间蛋白质和mRNA水平明显相关。mRNA水平的变化最终导致蛋白质丰度的变化。翻译抑制、退化或mRNA的切割导致的mRNA基因沉默与microRNA有关。micro RNA和Ago2配对结合能对目标mRNA进行切割,而抑制或降解mRNA。有研究推测翻译的抑制将导致mRNA的降解,这种模式是否涉及其他的microRNA仍待定。亦有研究发现通过RISC核心成分GW182/hTNRC6的作用将导致mRNA的降解。在果蝇中发现GW182并不需要靶点被Argonaute识别,但当其作为RISC的一部分时,它直接和真核起始因子4G(eIF4G)竞争多聚腺苷酸结合蛋白1(PABPC1),而GW182-PABPC1可以阻断Cap依赖的翻译,引起脱腺苷化复合物CAF1/Not1/CCR4的募集,在体外通过脱腺苷化使靶基因失去稳定性[18-20]。

翻译的抑制更适合远端的树突或轴突。RISC在突触转录物转运到末梢期间利用 RNA结合蛋白FM RP或CPEB代替CAF1/Not1/CCR4复合体来抑制翻译。而且FM RP在突触形成过程中发挥重要作用,是RISC的一个bone fide亚基。同样CPEB依赖mRNA转录物的调节在多种生物里(包括Aplysia、Drosophila和哺乳动物)都与突触的可塑性和记忆有关[21-22]。

microRNA合成的每一步都受到调控,包括microRNA前体合成,剪切成成熟的microRNA,对 RNA的编辑以及microRNA与靶基因的结合。如在视交叉核上分离到一些microRNA,包括 miR-132和miR-219可以调控昼夜节律[23-24]。

同样RISC复合物中的蛋白质成分可能也参与调节。现已证明了RISC复合物和次级溶酶体或多泡体(MVB)之间有功能联系,发现部分GW182,Ago2和microRNA在果蝇和哺乳动物细胞中可以分割MVB,这样就可以阻断MVB和溶酶体的融合,导致GW182在细胞质内的聚集,从而增加沉默作用。这就揭示了RISC复合物受到溶酶体的反作用,这也许是一种自身的稳态调节。可能 RISC复合物的活性需要其组成成分的更新和再生来维持酶的活性[25]。

但是神经元的活动是怎么通过降解RISC来去抑制一些转录产物,同时又通过同一microRNA途径来抑制另外的一些靶基因?在活性依赖的脱抑制作用下,刺激引起RISC蛋白降解和重塑可能是一个局部且快速的反应。相反,由microRNA引起的转录上调引起的反应可能与神经元的发育和突触可塑性有关。miR-132和miR-134表达的上调可能相对缓慢,这是因为要经历microRNA前体转录的激活、合成、运输和装配到RISC这个过程。由于miR-134的靶产物(如LIMK1)的去抑制引起的即时变化,可能分别在miR-132和miR-134引起p250GAP和Pumillio2的抑制介导下,还会有更多持久的反应。当研究了大量的被microRNA调控的转录物后,有理由相信有的作用靶点参与短时间的效应,有的参与长时间的反应。对神经元活动暂时的控制或多步的反应可以为细胞提供快速应对周围环境的变化的能力,同时又能通过对蛋白质合成的改变来适应这些变化。

[1]Cao X,Pfaff SL,Gage FH,et al.A functional study of miR-124 in the developing neural tube[J].Genes Dev,2007,21(5):531.

[2]Yu JY,Chung KH,Deo M,et al.MicroRNA miR-124 regulates neurite outgrowth during neuronal differentiation[J].Exp Cell Res,2008,314(14):2618.

[3]Kapsimali M,Kloosterman WP,de Bruijn E,et al.MicroRNAs show a wide diversity of expression profiles in the developing and mature central nervous system[J].Genome Biol,2007,8(8):R173.

[4]Krichevsky AM,Sonntag KC,Isacson O,et al.Specific microRNAs modulate embryonic stem cell-derived neurogenesis[J].Stem Cells,2006,24(4):857.

[5]Conaco C,Otto S,Han JJ,et al.Reciprocal actions of REST and a microRNA promote neuronal identity[J].Proc Natl Acad Sci U S A,2006,103:2422.

[6]Visvanathan J,Lee S,Lee B,et al.The microRNA miR-124 antagonizes the anti-neural REST/SCP1 pathway during embryonic CNS development[J].Genes Dev,2007,21(7):744.

[7]Yoo AS,Staahl BT,Chen L,et al.MicroRNA-mediated switching of chromatin-remodelling complexes in neural development[J].Nature,2009,460:642.

[8]Otto SJ,McCorkle SR,Hover J,et al.A new binding motif for the transcriptional repressor REST uncovers large gene networks devoted to neuronal functions[J].J Neurosci,2007,27:6729.

[9]Giraldez A J,Cinalli R M,Glasner M E,et al.MicroRNAs regulate brain morphogenesis in zebrafish[J].Science,2005,308(5723):833.

[10]Park CS,Tang SJ.Regulation of microRNA expression by induction of bidirectional synaptic plasticity[J].J Mol Neurosci,2009,38(1):50.

[11]Vo N,Klein ME,Varlamova O,et al.A cAMP-response element binding protein-induced microRNA regulates neuronal morphogenesis[J].Proc Natl Acad Sci USA,2005,102:16426.

[12]EdbauerD,NeilsonJR,FosterKA,et al.Regulation of synaptic structure and function by FMRP-associated microRNAs miR-125b and miR-132[J].Neuron,2010,65:373.

[13]Shaked I,M eerson A,Wolf Y,et al.MicroRNA-132 potentiates cholinergic anti-in?ammatory signaling by targeting acetylcholinesterase[J].Immunity,2009,31:965.

[14]Aschrai A,Schwechter AD,M ameza MG,et al.MicroRNA-338 regulates local cytochrome coxidase IV mRNA levels and oxidative phosphorylation in the axons of sympathetic neurons[J].J Neurosci,2008,28:12581.

[15]Rajasethupathy P,Fiumara F,Sheridan R,et al.Characterization of small RNAs in aplysia reveals a role for miR-124 in constraining synaptic plasticity through CREB[J].Neuron,2009,63:803.

[16]Siegel G,Obernosterer G,Fiore R,et al.A functional screen implicates microRNA-138 dependent regulation of the depalmitoylation enzyme APT1 in dendritic spine morphogenesis[J].Nat Cell Biol,2009,11:705.

[17]Fiore R,Khudayberdiev S,Christensen M,et al.Mef2-mediated transcription of the miR379-410 cluster regulates activity-dependent dendritogenesis by ine-tuning Pumilio2 protein levels[J].EMBO J,2009,28:697.

[18]Fabian M R,Mathonnet G,Sundermeier T,et al.Mammalian miRNA RISC recruits CAF1 and PABP to affect PABP-dependent deadenylation[J].Mol Cell,2009,35:868.

[19]Jinek M,Fabian M R,Coyle SM,et al.Structural insights into the human GW182-PABC interaction in microRNA-mediated deadenylation[J].Nat Struct Mol Biol,2010,17:238.

[20]Zekri L,Huntzinger E,Heimstadt S,et al.The silencing domain of GW182 interacts with PABPC1 to promote translational repression and degradation of microRNA targets and is required for target release[J].M ol Cell Biol,2009,29:6220.

[21]Holtz J,Pasquinelli AE.Uncoupling of lin-14 mRNA and protein repression by nutrient deprivation in Caenorhabditis elegans[J].RNA,2009,15:400.

[22]Jin P,Zarnescu DC,Ceman S,et al.Biochemical and genetic interaction between the fragile X mental retardation protein and the microRNA pathway[J].Nat Neurosci,2004,7:113.

[23]Kadener S,Menet JS,Sugino K,et al.A role for microRNAs in the Drosophila circadian clock[J].Genes Dev,2009,23:2179.

[24]Yang M,Lee JE,Padgett RW,et al.Circadian regulation of a limited set of conserved microRNAs in Drosophila[J].BMC Genomics,2008,9:83.

[25]RybakA,FuchsH,HadianK,et al.The let-7 target gene mouse lin-41 is a stemcell specific E3 ubiquitin ligase for the miRNA pathway protein Ago2[J].Nat Cell Biol,2009,11:1411.