木本植物组织培养及器官从头再生的研究进展

陈铭秋，刘果，林彦，黄安瀛，翟江博，罗建中

木本植物组织培养及器官从头再生的研究进展

陈铭秋1，刘果2，林彦2，黄安瀛2，翟江博2，罗建中2*

（1. 西南林业大学，云南 昆明 650224；2. 中国林业科学研究院速生树木研究所，广东 湛江 524300）

组织培养技术是研究木本植物再生和繁殖的一种重要手段。文章总结了木本植物组织培养技术及器官再生的分子调控机制研究进展，明确了木本植物再生体系的建立与内因（外植体基因型、生理状态等）和外因（植物激素、培养条件等）密切相关。基因表达、激素信号途径和其他信号通路在木本植物器官从头再生过程中发挥着关键调控作用。不定芽和生根诱导困难是木本植物再生的瓶颈，未来应进一步深入研究木本植物再生的调控机制，以提高木本植物的再生效率和质量。

木本植物；组织培养；器官发生；调控机制

自20世纪初首次提出“植物细胞全能性”的概念以来，植物再生一直是主要的研究重点[1]。植物再生是指植物的组织或器官在受损或受到胁迫后，自我修复或长出新的器官的过程[2]。植物细胞的全能性和多能性是植物再生的细胞学基础[1]，如植物干细胞、单细胞受精卵或去分化的植物体细胞具有全能性，具有分化成完整植株的能力[3]；多能性则是细胞能够分化成为特定类群组织或细胞的能力[4]。木本植物再生的方法包括组织培养、嫁接、扦插等，其中组织培养是应用最广泛的技术之一。组织培养简称“组培”，是指在规定的物理和化学条件下，对植物的细胞、组织或器官等进行体外无菌培养[5]，具有高效、繁殖系数高和保持优良性状等优点。

木本植物为高度杂合的植物，自交和回交使得其很难在特定的遗传背景中固定理想的等位基因，极大地限制了传统林木育种方法的使用，延长了育种周期。组培技术使品种得以改良并缩短育种周期，是濒危树种繁殖及种质资源保护的重要手段之一[6]，组培不同阶段的机理调控研究对于提高木本植物再生率和利用率至关重要。为此，文章总结了木本植物组培技术的研究进展，以期为木本植物组培技术提供理论参考。

1 影响木本植物组织培养的相关因素

影响木本植物组织培养的因素包括外植体、培养基的组成成分和培养条件。其中，外植体的取材部位、生理状态和发育阶段、采集时间以及灭菌程度等都与组培成功与否密切相关；培养基中的矿物盐、糖、维生素、铁盐、激素和有机附加物均会对植物组培过程产生一定影响；温度、光照、气体状况和渗透压等培养条件也是植物组织培养成功的重要因素。

1.1 外植体

木本植物再生体系的建立与外植体关系密切，植物不同部位的器官、组织以及细胞都可作为离体再生实验的外植体来源[7]。不同植物有不同的基因型和生态型，外植体的不同取材部位、生理状态和发育阶段、不同取材时间以及不同灭菌等都具有不同的再生效率。

1.1.1 外植体的取材部位

诱导器官发生的木本植物外植体的选择非常广泛，不同树种、不同部位的外植体在组织培养中具有不同的再生潜力，取材部位的不同对再生体系的建立影响重大。以桉树（spp.）为例，半木质化的茎段和种子是最为常用的外植体材料，叶片、木质块茎、节间、下胚轴及子叶、茎节、嫩枝段等不同器官，均能诱导出完整植株。例如，利用尾巨桉（×）无性系AEC224的叶片建立间接器官再生体系，再生率可达43%[8]；利用邓恩桉（）腋芽作为外植体进行组培研究，发现不同位置腋芽的萌芽率、褐化率和污染率均存在差异[9]。对邓恩桉下胚轴的远端、近端和子叶的器官发生能力进行比较，发现下胚轴的远端具有更强的再生能力[10]；利用赤桉（）不同生长时期的子叶作为外植体进行组培，发现越幼嫩的子叶产生愈伤组织体胚的潜力越大[11]。

此外，根据不同组织培养的目的和需求，选择外植体的类型也不相同。例如，无性系的微繁殖是为了大量生产商品苗，需选择具有较大再生效率的外植体类型；需生产大量次生代谢产物，选择根尖作为外植体较合适；以获得脱毒植株为目标，选择茎尖分生组织作为外植体的效果最佳[12]。

1.1.2 外植体的不同生理状态和发育阶段

外植体的幼化程度、发育阶段及母树年龄直接影响组织培养的成功率。一般认为，根茎结合点是树木个体最年轻的部位，成熟度随离根茎结合点距离增加而增加[13]，因此木本植物常用伐桩萌芽枝条或基部环割的半木质化枝条作为外植体材料。研究表明，下胚轴外植体中的愈伤组织再生区域为产生芽和芽的多能干细胞的发育重新创造了适当的生态位，越幼嫩、年限越短的组织器官通常具有更高的形态发生能力[14]。辐射松（）未成熟针叶的再生能力强于成熟真叶，这与未成熟的针叶中含有高表达水平的和相关[15]。研究表明，外植体的发育年龄极大地影响外植体的再生效率。如火炬松（）[16]、海岸红杉（）[17]和板栗（）[18]的幼年期的形态发生能力更高，小叶紫檀（）[19]未成熟组织（合子胚、花瓣、子房和花药）的再生效率更高。对毛白杨（）无性繁殖材料老化与复壮的研究表明，200年生毛白杨比30年生毛白杨的根萌条外植体组培成活率低29%[20]。由此可见，更幼嫩的外植体材料拥有更高的再生潜能。

1.1.3 外植体的取材时间

多年生木本植物一般具有明显的生长期和休眠期，外植体采集的季节对木本植物的再生具有一定影响[9]。一般情况下，外植体材料的采集时间以春、秋季为佳，温室条件下则四季皆可。由于夏季高温多雨，外植体附着的杂菌多，外植体的灭菌不易彻底；而冬季木本植物代谢活性变慢、生理状态变差、内生菌容易滋生，从而导致外植体的污染率增加[21]。研究表明，邓恩桉在春季取材所获得的再生效率最高，且褐化率和污染率最低[9]。

外植体切割时间是植株再生的关键因素，待切割的外植体组织仅在短时间内处于反应性发育阶段[22]。例如，北美白橡（）[23]的叶外植体被切割后仅有2 ～ 3 d的发育窗口期能形成体细胞胚；欧洲落叶松（）[24]的芽外植体仅有两个短暂的形态发生峰，一个在芽断裂前，另一个在夏末。

1.1.4 外植体的灭菌

外植体灭菌是木本植物再生体系建立的关键步骤，灭菌不成功会导致外植体污染，无法进行后续培养步骤；灭菌过度，外植体会被试剂伤害导致细胞丧失活力后死亡。恰当的灭菌方法可以控制灭菌剂对外植体的伤害，并灭菌彻底。目前外植体灭菌已取得一定研究成果，主要集中在灭菌方法的优化、灭菌时间、灭菌试剂对外植体的生长和发育的影响以及灭菌后外植体的诱导和繁殖四个方面，外植体的灭菌试剂和浓度、灭菌时间和流程的选择应根据外植体的类型、发育阶段和生理状态来调整。

木本植物组培中外植体常用的消毒试剂有酒精、氯化汞和次氯酸盐[25]。例如，皱果桉（）[26]的种子、乌头木（）[21]的带芽茎段和茶树（）[27]幼嫩茎段新梢的灭菌均使用70% ～ 75%酒精和0.1%的氯化汞。研究表明，木本植物的灭菌方式主要是以表面灭菌为主，外植体采用酒精和升汞进行交叉灭菌效果较优[28]。

1.2 培养基

培养基中含有植物生存所需的各种营养，如矿物盐、糖类、维生素、生长调节剂和有机附加物等。培养基的状态、所含的各矿物盐元素占比、植物激素种类和比例都是组培成功的关键。MS培养基含有高浓度的氮（N）、钾（K）等无机盐，其营养元素比例较合适，不仅可以满足植物快速生长所需的营养条件，还可以根据培养需求进行改良[29]，目前被广泛使用。例如，茶树[27-28]、桉树[9,25]和杨树[20]等大多木本植物在愈伤组织和不定芽诱导及增殖阶段一般采用全量MS培养基，生根阶段使用半量MS培养基。CIM愈伤组织诱导培养基、SIM芽诱导培养基、B5培养基、WPM培养基和White培养基等也都是常用培养基。在器官组织培养中，常采用固体培养基；而原生质体和细胞培养中，采用液体培养基可更好地促进愈伤组织的诱导与发育[30]。

1.2.1 矿物盐

培养基中的矿物盐浓度对过度愈伤组织形成、外植体褐变和试管苗玻璃化均有一定程度影响[31]。通过对邓恩桉缺乏各矿物元素的研究发现，缺铁（Fe）导致叶片萎黄，缺N导致叶片发黄掉落并伴随茎尖坏死，锰（Mn）与K、锌（Zn）具有拮抗作用[32]。大量元素在尾巨桉无性系DH32-29组培苗的生根过程中具有一定影响，硝酸钾对根条数、根长、茎高起主效应作用[33]。氮源是蛋白质、核酸和叶绿素的成分，对植物生命至关重要，NO3−在一定程度上会影响植物的生长质量[34]。培养基中的盐浓度也需要控制在合适范围内，过高会引起酚类物质大量产生从而导致外植体褐化；而提高Ca2+浓度，增加Mn、K、磷（P）、Fe、铜（Cu）元素的含量，降低N和氯（Cl）元素比例，可以降低玻璃化[9]。

1.2.2 糖类

体外植物细胞、组织和器官培养物不能完全自养，需要在培养基中摄入碳水化合物来维持渗透势，而培养基中的糖类可以提供能量和碳源[35]。不同物种、不同阶段所需碳源种类和浓度不尽相同。蔗糖属于非还原性二糖，一般不能被微生物直接利用，且具有一定抑菌效果，是木本植物组培培养基的常用碳源[36]。在不定芽继代增殖阶段的培养中添加蔗糖的效果优于果糖，而在生根阶段添加果糖比葡萄糖和蔗糖具有更好的促进效果[37]。在欧洲李子（）和日本李子（）的组培研究中发现蔗糖显著促进了枝和叶的生长，以3%的蔗糖浓度培养效果最优[38]；在枸杞（）的组培中，蔗糖是茎段愈伤组织诱导和增殖的关键因子，以4%蔗糖的无植物激素培养基上器官发生的效果最好[39]；碳源作为营养因子在核桃（spp.）的生根培养中起着关键作用[40]。

1.2.3 维生素

维生素具有维持细胞生长的生物活性物质，是大多数植物组织培养基的重要组成成分，在细胞代谢中起调节及控制作用[41]。维生素C是一种重要的抗氧化剂，能够保护植物细胞免受氧化应激伤害。

例如，在欧洲丁香（）[42]、梨（spp.）[43]的组织培养过程中，添加低浓度的维生素C可以有效避免和缓解褐化现象；在黄樟（）[44]的组培培养基中添加维生素C和维生素B2可有效控制褐化的发生。

1.2.4 植物生长调节剂

植物生长调节剂的种类和浓度对培养效果有重要影响。例如，6-苄氨基嘌呤（6-BA）对细叶桉（）[45]芽增殖和芽伸长均可取得良好效果；在苹果（）[46]和梨[47]等木本植物的继代培养中效果较理想；以1-萘乙酸（NAA）浓度为2 mg·L−1对赤桉进行愈伤组织诱导，在含有1 mg·L−1的6-BA和0.1 mg·L−1的NAA培养基中进行继代培养可获得最佳效果[48]。

生长素对培养生根十分关键，它能刺激细胞的分裂，使特定的静止细胞重新进入分裂状态，再生主要是生长素在损伤部位附近快速积累引起的[49]。次级代谢尤其是酚类化合物也与生长素有关，如在苹果微芽上切下的茎片中发现生长素能诱导二酚和多酚化合物，促进不定根的形成[50]。对于难以生根的木本树种，优化处理和多种外源激素的添加是生根的先决条件。杜晓艳[51]研究发现添加3-吲哚乙酸（IBA）的培养基可使青海青杨（）组培苗生根率达100%；在生根困难的巨桉（）组培中，添加NAA可以促进生根，以MS+0.4 mg·L−1NAA为培养基时生根率最高（65.47%）[52]。

1.3 培养条件

1.3.1 温度

温度是影响植物生长发育速度的主要因素。培养温度过高会使植物产生热应激反应，破坏叶绿体内类囊体膜的结构和功能，降低叶绿素含量，使光合作用减弱，导致组培苗玻璃化[53]；培养温度低于15 ℃会导致组培苗生长缓慢甚至死亡[54]。不同的培养阶段需要的培养温度也不同，例如，欧洲黑杨（）N46分化最佳的诱导温度为27 ℃，最佳生根温度为25 ℃[55]。温度还可通过影响吸水率和营养代谢以及促进或抑制酶促作用来影响不定根的生长[56]。大部分的木本植物如桉树[9]、杨树[56]、茶树[29]等的组培温度以25 ℃左右为宜。

1.3.2 光照

适宜的光照可以延长愈伤组织的保存期。光照过强会导致植株体内多酚氧化酶活性增加从而导致组培苗褐化[57]；光照不足容易导致组培苗玻璃化和生长缓慢。光周期、光质都会影响植物细胞、组织和器官的形态发生和生长[58-59]。杉木（）组培的光周期设置为16 h时，其组培苗株高、生根率、根数较高且幼苗根系更长[60]。张亚如等[59]研究发现单色蓝光可促进桉树生根诱导，单色红光可促进组培苗的茎叶生长；XU等[60]研究发现红蓝紫复合光可以促进杉木组培苗的幼苗生长。光质的选择可以根据培养目的和植物需求进行改变，而一定的暗培养对于组培植物生长也具有一定的促进作用。张广辉等[61]研究发现暗培养能促进愈伤组织的诱导并获得更大体积的愈伤组织。亮果桉（）下胚轴外植体在黑暗中培养10 d后转移到高光照强度下，再生率最高可达40% ± 5.8%[62]；尾巨桉无性系的愈伤组织暗培养30 d后，芽诱导的效率更高[8]。

1.3.3 气体状况

为保护无菌培养物免受污染，防止植物和培养基干燥，组织培养一般在封闭的容器中进行，这限制了容器中的气体和外部空气之间的交换[63]。影响气体积累的最重要因素包括植物材料的类型和数量、容器的密封性及容量、培养基成分以及培养条件等。杂交白杨（×）[64]外植体在密封培养管中诱导的芽在生长量上优于未密封的培养管。培养容器中的气体组成一般为氧气（O2）、二氧化碳（CO2）和乙烯（C2H4），密封容器可能会导致CO2浓度过高，高浓度的CO2对组培苗有毒性，从而导致组培苗生长缓慢，但一定浓度的CO2可以作为乙烯抑制剂，从而有助于组培苗的生长，因为乙烯会通过气孔闭合机制诱导组培苗玻璃化[65]。研究表明，2%以下浓度的CO2有益于辐射松（）组培苗的生长[66]。乙烯由组培苗和培养基中的琼脂产生，与琼脂的浓度有关。添加乙烯抑制剂可以有效促进组培苗的生长，硫代硫酸银（STS）或氨基乙氧基乙烯甘氨酸（AVG）等乙烯抑制剂的使用已被证明可以增加杏（）叶的再生率[67]；在石榴（）外植体培养基中添加乙烯抑制剂AgNO3和AVG可以有效提高再生效率并获得更多的不定芽[68]。

1.3.4 渗透压

培养基中碳水化合物的浓度会与组织培养中的外植体、愈伤组织或幼苗产生渗透势，只有平衡的渗透势才能使植物组培体系成功建立[69]。在白杨（）外植体培养基中添加不同浓度的山梨醇和甘露醇可以造成白杨愈伤组织不同水平的渗透应激反应[69]。使用渗透调节剂如聚乙二醇（PEG），可使渗透压达到一定程度，从而促进外植体的繁殖潜能。例如，大麻（）花药在15%蔗糖浓度的培养基上培养后转移到6%蔗糖浓度的培养基上，诱导的不定芽数明显增多[70]。

2 器官从头再生

植物组织培养通过器官从头再生途径实现[71]，而木本植物器官的从头发生决定了再生植株的完整性，涉及复杂的生理生化变化过程，其调控机制包括DNA、RNA和蛋白质的合成、细胞的分化与脱分化、氮同化和氨基酸代谢、碳水化合物的代谢和利用、内源激素与外源激素信号的应答与平衡调控[72]。

2.1 愈伤组织

生长素与细胞分裂素相互作用，从而产生无组织细胞团（愈伤组织）[73]。在细胞水平上，愈伤组织由一组异质细胞组成，类似于根原基或根尖分生组织[62]，起源于各外植体的中柱鞘细胞。愈伤组织分为胚性愈伤组织和非胚性愈伤组织，胚性愈伤组织的形成是间接型体细胞胚发生途径的基础，具有再生成完整植株的能力[74]；非胚性愈伤组织的形成是间接型器官发生途径的重要阶段[75]。在波丝斯桉（）中，首次发现40%的愈伤组织是木质部样细胞，并且在培养过程中愈伤组织中的木质素含量逐渐增加[76]。

内源性细胞分裂素和生长素激素信号相互作用在愈伤组织的形成过程中起到了关键作用[77]。生长素激活（）和的表达，诱导（）和的表达[78]；、、和作用于生长素，响应（）和的表达，并调控（）转录因子促进细胞分裂诱导愈伤组织的形成[79]。

2.2 芽的从头再生

芽的从头再生可以直接从茎段未萌出的腋芽产生，也可以由非胚性愈伤组织产生间接的器官再生。木本植物芽的从头再生是经外源性应激刺激（如损伤和外源激素等）诱导[80]、由植物激素动态积累和合成水平与外部培养条件交叉作用发生的，受到多个不同效应量的数量性状位点控制[81]，如细胞命运决定因子、表观遗传调控因子等。

芽从头再生大致可以分为4步，包括：多能性获得、芽前分生组织形成、限定芽祖细胞的建立和芽长出[71]。

2.2.1 多能性的获得

新长出来的芽是直接或间接来源于临近木质部的中柱鞘细胞，间接从愈伤组织诱导芽从头再生的形成过程与侧根分生组织的形成过程类似[82]。、（），，（）和等均在此过程中表达[82]。、和在维持愈伤组织的多能性中起到关键性作用[83]。在杨树杂交无性系84K（×）中，响应创伤被诱导，在愈伤组织中表达，还能激活和的表达，促进细胞多能性的产生[84]。

2.2.2 芽前分生组织形成和限定芽祖细胞的建立

CUP-SHAPED COTYLEDON（CUC）蛋白是芽原生系统建立所必需的，芽原生系统在愈伤组织中产生局限的芽祖细胞[82]，和参与了植物茎部分生组织的维持[85]。茎尖分生组织包含植物整个生命周期中叶片、花分生组织和茎生长所需的多能干细胞库。研究表明，（）基因能使邻近细胞具有干细胞特性，与芽祖细胞的形成密切相关，且基因仅存在于SAM静止中心中[86]；同时，表达水平的表观遗传控制与新生芽再生发育率之间具有显著相关性[87]。移动到中心区并激活（），是芽分生组织发育的特异性调节因子，表达系统形成一个核心调节环，可以协调芽尖分生组织中的增殖并保持干细胞数量恒定[88]。在分生组织中表达的（）基因使SAM细胞维持未分化形式并促进细胞分裂[89]。

2.3 不定根的从头再生

不定根是指从植物茎或叶等非中柱鞘组织产生的根[90]。大部分木本植物不定根的从头再生依赖于外源激素的诱导，乙烯可以正向调节不定根的形成，植物受到损伤后（）能直接激活（）的表达，基因是内源生长素产生途径中的色氨酸生物合成基因，同时其他生长素合成基因、和等共同产生内源生长素[91]，生长素在伤口积累激活，和可直接激活和[92]，的表达是细胞命运转变的第一步[93]。研究发现，损伤通过茉莉酸和生长素信号传导途径诱导红枫（）根系再生，和通过调控SCARECROW的活性，通过合成生长素间接参与根的从头再生[94]。

研究表明，基因家族在植物生根的关键时期起重要调控作用。基因可以调控杨树不定根的发育，在毛白杨的不定根尖端和侧根尖端特异性表达；表型互补实验表明，可以在静止中心细胞中对进行功能互补[95]；84K杨中基因在主根和侧根中的表达量很高，且在韧皮部及形成层中也有较高的表达量，该基因可能参与根系、韧皮部及分生组织发育的调控[96]；核桃中的基因转到杨树中，过表达基因增加了杨树的根毛长度和不定根数，推测基因可能调节根系发育与生长[97]。

3 木本植物组织培养技术难点及局限

3.1 外植体灭菌问题

外植体外部携带灰尘及微生物且有内生菌，需要灭菌彻底但不能损伤植物细胞，因此外植体灭菌成功是组培的第一步。需根据木本植物物种、外植体的生理状态和部位等因素全面考虑，选择合适的灭菌试剂、灭菌流程和时间等，以获得良好的灭菌效果。

3.2 外植体和愈伤组织的褐化问题

外植体褐化分为酶促褐化和非酶促褐化两种。其中，酶促褐化普遍存在于木本植物的组织培养中。一般情况下，选择对培养基配方进行优化以缓解褐化。如在培养基中添加抗氧化剂维生素C、活性炭、半胱氨酸或聚乙烯吡络烷酮（PVP），添加激素6-BA、IAA和GA等[98]控制培养基中无机盐Cu2+和Mn2+的质量分数、蔗糖浓度、pH值在合适范围[30]。研究发现，适当低温可以抑制酚类化合物的合成，降低多酚氧化酶的活性，从而减轻褐变[99]。另外，控制继代周期[100]、选择幼嫩外植体[101]以及进行一定的暗培养[56]均可减少外植体和愈伤组织的酶促褐化。针对非酶促褐化，则需要控制外植体消毒时试剂对外植体植物细胞的伤害。

3.3 组培苗的玻璃化问题

玻璃化是指组培苗的茎和叶成透明水渍状，生长畸形，难以诱导生根[98]，严重时导致死亡，常见于组织培养过程中的不定芽诱导和继代培养阶段。这是由于玻璃苗的细胞壁发育差、细胞质膜透性改变、蛋白质合成能力和光合作用能力低下导致的[9]。控制培养基中的无机盐浓度、提高Ca2+浓度和增加Mn、K、P、Fe、Cu元素的含量及降低N和Cl元素比例，可以降低玻璃化程度[9]；合适的琼脂浓度、半木质化茎段[102]、适宜的温度[52]和光照[103]可避免或降低玻璃化的发生。研究发现，在泡桐（）的组织培养中，添加不同比例的激素优化培养基能一定程度上逆转玻璃化[103]；在MS培养基中补充多胺，使用合适的培养容器降低乙烯浓度亦可以降低玻璃化的发生率[64]。

3.4 木本植物组培苗生根困难

木本植物组培苗生根是组织培养植株再生体系建设和快繁技术的瓶颈。毛白杨[104]、部分梓属（spp.）植物[105]和部分桉树[106]的无性繁殖均存在不定根生根困难和生根缓慢等难题。不定根发育是一个复杂的多因素过程，受年龄、胁迫条件、环境因素、遗传性状、矿物质营养和植物激素等的影响[106-107]。

3.5 无性系繁殖过程中的遗传变异与品种退化

在组织培养过程中可能会产生一定的遗传变异性，即由于基因突变或表观遗传标记的变化而导致的体克隆变异，这种变异可能会导致遗传保真度的丧失[108]。组织培养中造成突变的触发因素有植物基因型、胁迫、外植体类型、传代培养时间和次数、植物生长调节剂等[109]。其中，植物基因型是导致遗传变异最重要的决定因素，决定变异的类型和频率，这些变异如果可以被稳定遗传，则可以作为育种的补充部分[110]。

在组培过程中，氧化应激损伤也能导致遗传变异[111]，氧化应激导致促氧化剂或活性氧（ROS）水平升高。ROS可能涉及DNA的高甲基化和低甲基化改变，使染色体数量从多倍体到非整倍体变化，染色体链断裂、染色体重排以及DNA碱基缺失和替换，从而导致植物细胞突变[112]。因此，选择腋芽或者芽尖这类非高度分化的组织[113]、在器官再生培养阶段尽量选择直接再生途径[114]、控制传代次数和培养时间[111]、选择合适的植物激素及浓度，这些方法均能在一定程度上减小氧化应激反应，从而降低变异率。

4 展望

木本植物组织培养技术具有繁殖周期短、繁殖系数高、能在有限的空间和时间内培育无性系良种的优点，通过与基因工程相结合，能培育出抗逆性更强的优良无性系品种，对于扩大森林潜能、提高森林生产力、缓解木材资源匮乏等具有重要推动作用。同时，木本植物组织培养也为遗传转化、基因编辑等提供了丰富的研究材料，但目前还缺少对组织培养的不定芽诱导、继代增殖和生根这三个不同培养时期的细胞学、生理生化水平、形态学、代谢组和表观遗传学等方面全面而深入的研究，各种次生代谢物在木本植物组培中的作用研究也较少。

由于木本植物生长周期较长且次生代谢物较多，生命活动更复杂，建立再生体系困难且组培技术普适性差，完全解析木本植物器官从头再生的分子调控机制仍然困难。未来可以通过识别关键调控基因和调控元件，丰富理论知识，为实现特定性状的调控提供理论基础，缩短木本植物组织培养体系建立时间，提高良种培育的效率，最大程度发挥林木的生态和经济效益。

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Research Progress in Tissue Culture and Organ de Novo Regeneration of Woody Plants

CHEN Mingqiu1, LIU Guo2, LIN Yan2, HUANG Anying2, ZHAI Jiangbo2, LUO Jianzhong2*

(1. Southwest Forestry University, Kunming 650224, Yunnan, China; 2. Research Institute of Fast-growing Trees, Chinese Academy of Forestry, Zhanjiang 524022, Guangdong, China)

Tissue culture technology is an important means for the regeneration and reproduction of woody plants. This paper summarizes the research progress of tissue culture technology and molecular regulation mechanism of organ regeneration in woody plants. This scrutiny of research progress has made it clear that establishment of regeneration systems for woody plants is closely related to internal factors (explant genotypes, physiological states, etc.) and external factors (plant hormones, culture conditions, etc.). Gene expression, hormone signaling pathways and other signaling pathways play key regulatory roles in the process of de novo regeneration of woody plant organs. The difficulty in inducing adventitious buds and roots can be a bottleneck in the regeneration of woody plants. In the future, regulatory mechanism of regeneration of woody plants should be further studied to improve the regeneration efficiency and quality of woody plants.

woody plant; tissue culture; organogenesis; regulatory mechanism

10.13987/j.cnki.askj.2023.04.012

Q813.1+2

A

“十四五”国家重点研发计划课题（2022YFD2200203-3）；广东省林业科技创新项目（2023KJCX012）

陈铭秋（1997— ），女，在读硕士研究生，研究方向为桉树杂交育种。E-mail:1596299123@163.com

罗建中（1969— ），男，博士，研究员，从事桉树种质资源评价、群体改良及杂交育种研究。E-mail:luojz69@hotmail.com