壳寡糖对PEG胁迫下小麦种子萌发、幼苗生长及渗透调节物质的影响

赵肖琼，梁泰帅2，张恒慧

(1.太原工业学院环境与安全工程系，山西 太原 030008；2.山西医科大学药学院，山西 太原 030001)

近年来，随着全球气候与环境的变化，我国水资源短缺问题日趋加重，干旱、半干旱区域已占国土面积的52.5%[1]。干旱胁迫对植物的伤害程度在所有非生物胁迫中居首位，可导致种子发芽力降低、植株矮化、细胞内活性氧(ROS)过量累积以及膜脂过氧化加剧等[2-4]。小麦(TriticumaestivumL.)是我国重要的粮食作物之一，对干旱引起的渗透胁迫较为敏感[3]。因此，探究如何提高小麦的抗旱能力和干旱胁迫下的产量意义重大。

壳寡糖(COS)是甲壳素脱N-乙酰基的产物壳聚糖降解而成的低聚糖，也是天然糖中唯一大量存在的碱性氨基多糖[5]。在农业领域，COS不仅作为海洋生物农药、种子包衣剂、果蔬保鲜剂和土壤改良剂等有较为广泛的应用[6]，而且可作为一种新型的植物生长调节剂增强植物对干旱、低温、重金属、盐碱等非生物胁迫的抗性[3]。渗透调节是植物抵抗和适应干旱胁迫的一种重要生理机制，可溶性蛋白、游离氨基酸、可溶性糖、脯氨酸等作为渗透调节的主要物质，其大量累积可降低细胞渗透势，保护蛋白质、膜系统和亚细胞结构完整性以及清除过量累积的ROS等[7]。然而，外源COS处理对干旱胁迫下植物渗透调节物质累积及脯氨酸代谢途径影响的研究鲜有报道。鉴于此，本试验以小麦品种郑引1号为试材，采用水培试验，探讨外源不同浓度COS溶液浸种和叶面喷施对PEG模拟干旱胁迫条件下小麦种子萌发、幼苗生长、活性氧代谢、渗透调节物质含量及脯氨酸代谢的影响，以期揭示COS增强小麦抗旱性的内在生理机制，为其更加合理高效地服务小麦生产提供参考。

1 材料和方法

1.1 试验设计

1.1.1萌发试验

供试小麦品种为郑引1号。种子经粒选、10%的次氯酸钠常规消毒20 min、无菌水洗净后，置于7组铺有双层滤纸的培养皿中进行处理：蒸馏水(ck 1)、20% PEG溶液(ck 2)、20% PEG溶液+5 mg·L-1COS(T 1)、20% PEG溶液+25 mg·L-1COS(T 2)、20% PEG溶液+50 mg·L-1COS(T 3)、20% PEG溶液+100 COS(T 4)、20% PEG溶液+200 mg·L-1COS(T 5)，每组100粒种子并设置3次重复。萌发试验在(25±1)℃的人工气候箱(RXZ-436 C，宁波江南仪器厂)中进行，定期补充处理溶液，每天调查1次种子发芽数，连续调查7 d，第7天试验结束时每组随机取10株幼苗经85 ℃烘干至恒重后，称量幼苗干重。

表2 COS对PEG胁迫下小麦叶片相对含水量及生长指标的影响

1.1.2生长试验

小麦种子经粒选、消毒和洗净后播于蛭石中，并定期浇灌1/2的Hoagland营养液，在25 ℃/20 ℃(昼/夜)、14 h/10 h(光/暗)、光强4 500 lx条件下培养。当幼苗长至两叶一心期时移至1/2的Hoagland营养液进行培养并作如下分组处理：

1) ck，叶面喷施蒸馏水；

2) PEG，营养液中添加20%的PEG(下同)，叶面喷施蒸馏水；

3) PEG+5 COS，叶面喷施5 mg·L-1的COS；

4) PEG+25 COS，叶面喷施25 mg·L-1的COS；

5) PEG+50 COS，叶面喷施50 mg·L-1的COS；

6) PEG+100 COS，叶面喷施100 mg·L-1的COS；

7) PEG+200 COS，叶面喷施200 mg·L-1的COS。

每处理100株幼苗并设置3次重复，每天09：00时叶面喷施相应处理的溶液，让液体均匀布满叶片正反面为宜。

1.2 测定项目和方法

处理3 d后，每个处理随机取20株幼苗测量株高、根长，将植株分为地上部和根部，85 ℃烘干至恒重，同时按照饱和称重法计算叶片相对含水量。采收剩余叶片，液氮速冻后保存于-80 ℃冰箱中，进行试验相关指标的测定。

1.3 数据处理

采用SPSS 17.0软件进行方差分析和差异显著性检验(p<0.05)。计算公式如下：

发芽势(%)=(4 d内发芽的种子数/试验种子总数)×100%[12]；

发芽率(%)=(7 d内发芽的种子数/试验种子总数)×100%[12]；

发芽指数=∑时间t的种子发芽数/相应的发芽天数[12]；

活力指数=发芽指数×幼苗干重(g)[12]；

相对含水量(%)=[(鲜重-干重)/(饱和重-干重)]×100%[13]；

干物质相对增长率=(处理后20株幼苗干重/处理前20株幼苗干重)×100%[14]；

抗旱系数=处理生物量/对照生物量[14]。

2 结果与分析

2.1 COS对PEG胁迫下小麦种子萌发的影响

从表1可知，相比ck 1，ck 2处理小麦种子的萌发受到显著的抑制效应，发芽势、发芽率、发芽指数和活力指数分别降低了20.68%、3.04%、10.11%和37.25%。相比ck 2，T 2～T 5处理小麦种子的发芽势、发芽指数和活力指数均显著提升，且随着COS处理浓度的增加呈先升高再降低趋势，T 4处理增幅最大，发芽势、发芽指数和活力指数较ck 2分别提高了19.66%、10.72%和56.25%；而T 1～T 5处理较ck 2对小麦种子发芽率的影响差异均不显著。

表1 COS对PEG胁迫下小麦种子萌发的影响

注:同一列不同小写字母表示处理间差异达到p<0.05水平。下同。

2.2 COS对PEG胁迫下小麦叶片相对含水量及生长的影响

从表2可知，相比ck，PEG胁迫对小麦叶片相对含水量及生长形成显著的抑制作用，相对含水量、株高、根长、地上部和根部干重及干物质相对增长率分别降低了11.62%、14.12%、15.58%、22.27%、26.05%和23.16%。叶片喷施不同浓度的COS后，PEG胁迫下相对含水量、株高、根长、地上部和根部干重、干物质相对增长率及抗旱系数随着COS浓度的增加呈先升高再降低趋势，且均在COS浓度为100 mg·L-1时增幅最大，分别显著增加了10.02%、12.14%、13.84%、20.17%、27.89%、21.93%和22.08%。

表3 COS对PEG胁迫下小麦叶片色素含量的影响

表5 COS对PEG胁迫下小麦叶片可溶性蛋白、游离氨基酸、葡萄糖及蔗糖含量的影响

表6 COS对PEG胁迫下小麦叶片脯氨酸含量及其代谢关键酶活性的影响

2.3 COS对PEG胁迫下小麦叶片色素含量的影响

叶绿素(主要包括叶绿素a和叶绿素b)和类胡萝卜素是植物叶片中的光合色素，其含量高低在一定程度能够反映植物的同化能力和抗逆能力[15]。由表3可知，PEG胁迫下叶绿素a、叶绿素b和叶绿素(a+b)含量较ck显著降低，分别降低了33.23%、41.69%和36.36%，而类胡萝卜素含量较ck明显增加了5.09%。叶片喷施不同浓度的COS后，PEG胁迫下叶绿素a、叶绿素b、叶绿素(a+b)和类胡萝卜素含量随着COS浓度的增加呈先升高再降低趋势，且均在COS浓度为100 mg·L-1时增幅最大，分别显著增加了37.78%、70.89%、49.02%和7.62%。

2.4 COS对PEG胁迫下小麦叶片氧化损伤的影响

2.5 COS对PEG胁迫下小麦叶片渗透调节物质含量的影响

从表5可知，PEG胁迫下小麦叶片中可溶性蛋白、葡萄糖和蔗糖含量较ck明显提高，分别增加42.47%、115.93%和153.02%，而游离氨基酸含量显著降低23.24%。叶片喷施不同浓度COS后，PEG胁迫下可溶性蛋白、游离氨基酸、葡萄糖和蔗糖含量随COS浓度增加呈先升高再降低趋势，且均在COS浓度为100 mg·L-1时增幅最大，分别显著增加21.24%、42.49%、20.92%、11.53%。

表4 COS对PEG胁迫下小麦叶片和MDA含量的影响

2.6 COS对PEG胁迫下小麦叶片脯氨酸含量及其代谢关键酶活性的影响

从表6可以看出，PEG胁迫下小麦叶片中脯氨酸含量和P 5 CS、ProDH活性较ck明显提高，分别增加了47.30%、33.72%和28.41%，而δ-OAT活性变化不明显。叶片喷施不同浓度的COS后，PEG胁迫下脯氨酸含量和P5CS、δ-OAT活性随着COS浓度的增加呈先升高再降低趋势，且均在COS浓度为100 mg·L-1时增幅最大，分别显著增加了66.58%、35.19%和23.25%；而ProDH活性出现不同程度降低，且随着COS浓度的增加呈先降低再升高趋势，在COS浓度为100 mg·L-1时降幅最大，显著下降了19.52%。

3 讨论与结论

除了作为渗透调节物质，可溶性蛋白含量变化也能够反映细胞内蛋白质合成、变性及降解等多方面信息[18]；葡萄糖、蔗糖等可溶性糖也可维持植物蛋白质的稳定；脯氨酸又是植物体内一种重要的抗氧化剂，以游离状态广泛分布于植物细胞中，在保护植物应对逆境胁迫过程中发挥重要作用。植物体内渗透调节物质的主动累积有利于植株应答干旱胁迫。本试验中，PEG胁迫下小麦幼苗叶片中可溶性蛋白、葡萄糖、蔗糖和脯氨酸含量较ck显著增加；而游离氨基酸含量显著降低，可能与PEG胁迫下可溶性蛋白大量累积需要氨基酸合成有关。叶面喷施25～100 mg·L-1COS溶液可进一步显著提升渗透调节物质的含量，且在COS浓度为100 mg·L-1时增幅最大，说明叶面喷施适当浓度的COS溶液可提升PEG胁迫下小麦幼苗的渗透调节能力，有效修复因渗透胁迫引起的氧化损伤，增强了小麦幼苗的抗旱性。

植物体内脯氨酸的积累主要受其合成与降解途径的影响，合成途径包括分别以谷氨酸和鸟氨酸为初始底物的谷氨酸途径和鸟氨酸途径，P 5 CS和δ-OAT分别是谷氨酸途径和鸟氨酸途径的关键酶，而ProDH是催化脯氨酸降解过程的限速酶[19]。同时，生长环境、植物类别及组织器官的差异对脯氨酸累积的影响不尽相同[13]。一般认为，在渗透胁迫和氮素缺乏的情况下，脯氨酸合成主要依靠谷氨酸途径；而在氮素供应充足的情况下，鸟氨酸途径占主导地位[20]。邓凤飞等研究发现，低温胁迫下小桐子幼苗叶片P 5 CS和δ-OAT活性增强，JcP5CS基因表达上调，谷氨酸途径和鸟氨酸途径在脯氨酸合成过程中共同发挥作用，同时ProDH活性被抑制[21]。刘建新等研究表明，混合盐碱胁迫下燕麦幼苗叶片δ-OAT活性提高，P 5 CS和ProDH活性降低，脯氨酸合成以鸟氨酸途径为主[22]。本试验中，PEG胁迫下小麦幼苗叶片P 5 CS和ProDH活性较ck均明显提高，但P 5 CS活性增幅高于ProDH，而δ-OAT活性变化不明显，说明PEG胁迫下小麦叶片脯氨酸的累积受其合成与降解途径的双重调节，但其合成途径主要依靠谷氨酸途径以及P 5 CS酶活性的调节。叶面喷施25～200 mg·L-1COS溶液可显著提升PEG胁迫下小麦叶片中的P 5 CS和δ-OAT活性，同时明显降低ProDH活性，说明COS参与了PEG胁迫下小麦幼苗脯氨酸累积的调控过程，能同时增强脯氨酸合成的谷氨酸途径和鸟氨酸途径，并抑制脯氨酸降解，从而提升PEG胁迫下小麦体内脯氨酸的含量。