试管苗玻璃化现象的研究进展

高弘扬 许丹芸 周良云

摘要    玻璃化是植物组织培养过程中特有的一种生理失调或生理病变，普遍发生于多种植物中。玻璃化试管苗呈透明或半透明的水浸状，叶片卷曲畸形，分化及存活能力低，无法进行继代培养及驯化移栽，给种苗商业化生产造成了严重的经济损失，也限制了组织培养技术在种质资源保存及基因工程育种中的应用。目前，对玻璃化发生的机制尚没有统一的认识。本文对玻璃化现象、发生机制以及预防措施等相关研究进行了综述，以期为研究玻璃化发生发展的机制并开发有效的防控措施提供借鉴。

关键词    植株组织培养;试管苗;玻璃化;发生机制;防控措施

中图分类号    S604        文献标识码    A

文章编号   1007-5739（2019）20-0052-05                                                                                     开放科学（资源服务）标识码（OSID）

Abstract    Hyperhydricity（HH）is a physiological disorder and morphological malformation owing to stresses related to in vitro culture conditions，which often occurs in plant tissue culture. Hyperhydric plantlets show a typical glassy or vitrescent appearance，which is characterized by thick，translucent，curled，and brittle leaves. These plantlets survive very poorly when they are subcultured in fresh medium or transferred to an ex vitro environment. It can cause considerable losses in commercial micropropagation industry by reducing the quality and multiplication rate of the cultured plants. It also limits the application of tissue culture methods to the conservation of plant resources and genetic transformation of plants. Up to now，the molecular mechanism of HH is not yet clear.In this paper，research progress on the phenomena，mechanism and preventive measures of hyperhydricity were reviewed，in order to provide references for the study of the mechanism of hyperhydricity and the development of effective preventive and control measures.

Key words    plant tissue culture;tube seedling;hyperhydricity;mechanism;control measure

組织培养技术可短时间内快速地生产大量无菌苗，当前已经被广泛应用于植物脱毒、育种和快速繁殖。同时，组培技术还被认为是植物细胞生产具有高价值的次生代谢产物的良好途径，在人参皂苷、紫杉醇等的生产中被寄予厚望。玻璃化现象是植物组织培养过程中时常发生的一种生理失调和生理病变的现象。发生玻璃化现象的植株，往往出现发育不良与分化能力低下等症状，玻璃化常导致试管苗生根困难，继代成活率低，难以驯化移栽，严重的玻璃化还会导致植株死亡[1]。玻璃化现象最早在对石竹茎尖进行组织培养中被发现，Phillips和Mathews等人对这一现象进行了描述[2]，Debergh等[3]研究者首先提出了“玻璃化现象”一词，并开始对其进行系统的研究。尽管有关玻璃化现象的研究已经开展了30余年，在玻璃化现象的预防和恢复上也有了相当的了解和应用，但玻璃化现象的分子机理仍然不甚明了，其具体诱因和发展途径也众说纷纭。玻璃化现象的出现具有普遍性，至今已经报道过上百种植物在组培过程中出现了玻璃化现象，草本植物的玻璃化现象多于木本植物。玻璃化现象与褐化现象、组培过程中的污染现象并称植物组织培养的三大难题，每年都带来巨大的经济损失，是进一步发展现代农业的一大障碍。为了预防和恢复玻璃化，就必须对影响玻璃化发生的不同因素进行研究。

1    玻璃化试管苗的解剖结构及其生理生化变化

在形态学上，玻璃化的植物出现形态畸形，最直观的表现为植株矮小，叶片及茎半透明化，叶片肿胀、失绿、脆弱易碎，叶片两侧向中间叶脉卷曲[4]。在植物组织培养过程中培养容器内相对湿度较高，内部环境和周围环境之间的气体交换不畅，乙烯过度积累，都可能是引起生理紊乱的原因。尽管对玻璃化发生的原因有很多假设，但仍然缺乏信号和代谢过程相关的研究来解释玻璃化发生的机制。而且关于玻璃化与胁迫之间的关系也没有完全建立，故很难确保玻璃化苗处于胁迫状态。以前的研究认为，在形态学上观察到的异常形态可能是由于细胞膜成分或DNA含量的改变引起的细胞水平上的变化。

1.1    形态学、解剖学和超微结构特征

玻璃化现象会导致植物在解剖结构和生理生化上发生变化。尽管不同植物的玻璃化表现不尽相同，但仍然具有一些较为普遍的表现。比如玻璃化苗的叶片肿胀、半透明、皱褶、卷曲和易碎。玻璃化苗的干重百分率较低，表明玻璃化叶片与正常叶片相比，叶绿素含量降低并含有更多的水分。玻璃化苗最显著的特征就是植物组织中过度积水，这可能导致组织中气体流通不畅，从而耗尽细胞中的氧气。玻璃化苗叶片的解剖结构也发生了变化，例如栅栏组织缺少或缺失，气孔不规则，叶绿体退化，叶肉细胞间隙扩大，淀粉粒与质粒积累，叶表缺少角质层蜡质，维管组织退化，细胞液泡化甚至破碎等。根系发育不良，茎顶端分生组织较小[5-6]。表皮组织发育不良，角质层、蜡质发育不完全或缺失，气孔减少、畸形，疏导组织发育不良，维管束系统发育不良或缺失[7-8]。葛红娟等[9]对于苹果茎叶的研究发现，玻璃化试管苗叶片表皮细胞空洞肿胀，间隙大，栅栏组织较少，海绵组织结构松散且高度液泡化，而正常苗叶片的表皮细胞排列紧密，栅栏组织比玻璃化植株要厚，海绵细胞完整且分布均匀。

Sreedhar等[10]對香草的研究表明，玻璃化的发生会导致维管组织和皮层组织的退化和气孔开闭异常。Picoli等[11]对桉树的研究发现，玻璃化叶片的细胞壁变薄，细胞器减少，间隙变大，并且明显液泡化。在玻璃化苹果叶片中，表皮层形状不规则并且结构被破坏。正常叶片气孔有肾形保卫细胞，气孔边缘的细胞壁增厚，发育良好，形成突起椭圆形孔脊。但是玻璃化苗气孔则表现出异常结构，表现为不规则保卫细胞[4]。解剖学研究表明，玻璃化叶片只有疏松的叶肉组织。对苹果玻璃化苗叶肉细胞进行超微结构观察发现，其细胞质极为稀疏和杂乱。玻璃化苗的叶绿体数量很少并且含有较大的淀粉粒，有时一个淀粉粒占据整个质体。大多数叶绿体的基质增多，液囊基粒间经常受到异常压缩和扩张，从而使叶绿体的整个结构退化。在严重的玻璃化叶片中，细胞中叶绿体和其他亚细胞器基本上都发生退化。Olmos和Hellin[7]对香石竹的玻璃化苗进行观察，得到了相似的结论。在胡椒的玻璃化苗中，叶绿体表现出类囊体紊乱、叶绿体基粒含量降低、大量淀粉颗粒的积累。虽然线粒体和过氧化物酶体的结构在玻璃化植物中没有改变，但过氧化物酶体的数量却显著增加。

同样，在玻璃化植物器官中也观察到了一些解剖学特征，如皮质和髓薄壁组织增大，细胞间隙增大，维管系统木质化减少[4]。Picoli等[11]发现玻璃化植物中维管系统减少。然而，目前还不清楚玻璃化苗中维管系统的功能是否也受到影响。在樱桃和牛至的研究中发现，木质素酶活性的降低使木质素含量减少[12]。Saher等[5]报道了3个品种的香石竹玻璃化苗叶片中总果胶含量均显著低于正常苗。

1.2    生理生化变化

玻璃化苗在生理生化性质上也具有显著的特点。玻璃化植株常见的生理生化异常有水势显著升高、自由含水量增高、组织含水量高于正常植株、干鲜重比明显降低。组织水含量上升是玻璃化现象的最典型生理特征，也是玻璃化植株叶片呈透明或半透明的直接原因，通常认为与培养基的渗透压、培养瓶空气的相对湿度和叶片气孔的关闭有关[13]，这种异常的水含量可能会影响植物体形态发育和对营养物质的吸收和运输，从而使植株发育不良[14]。

玻璃化苗叶片中叶绿素（包括叶绿素a和叶绿素b）和类胡萝卜素含量显著降低，这可能是由于玻璃化苗叶片中叶绿体数量减少所致[4]。叶绿素主要分布在叶绿体类囊体膜上，是光合作用的主要色素，负责在光反应阶段将光能转化为电能。另外，植物呈现绿色的原因是由于植物细胞中有大量叶绿素存在。而叶绿素含量的下降会使植物对光的利用能力下降，发生失绿现象。叶绿素含量下降的原因一般认为是合成系统受损或受阻[14]，同时又持续分解导致的。在甜樱桃中发现玻璃化苗光合作用能力下降[15]。叶绿素含量的降低导致了光合作用的减弱，进而导致了玻璃化苗合成糖类和蛋白能力下降，干/湿重比下降。糖、蛋白质等干物质含量的下降通常认为是光合作用、蛋白质合成等代谢过程受阻以及水分的过度积累导致的，干物质的减少可能直接导致了玻璃化苗的营养缺失，生长缓慢，增殖率低[14]。玻璃化苗体内还原糖、蔗糖以及K+、Ca2+、Cl-的含量明显增高，木质素与蛋白质、粗纤维、肌醇、Fe2+、Cu2+的含量则明显降低[16]。含量减低的原因一般认为与其他干物质类似，是合成受阻所致，含量升高则可能是由于淀粉合成受阻或糖利用率下降使可溶性糖积累[17]。豌豆发生玻璃化与其DNA含量异常有关，DNA含量的降低阻碍了植物根茎的再生。细胞壁的性质和组成的改变可以被认为是玻璃化苗形态异常的最重要因素之一。木质素含量低、木质素生物合成减慢、维管系统木质化减少被认为是玻璃化发生的可能原因之一[18]。玻璃化苗中细胞壁主要成分纤维素和木质素都发生改变[19-20]。这可能导致细胞膨压降低、水势变化，从而使摄取的水分增加并造成组织的高度含水。玻璃化香石竹叶片POD活性高、MDA含量高、木质素含量低，表明玻璃化苗组织处于氧化胁迫状态。对玻璃化苗的多胺含量进行了研究，在玻璃化苗和正常苗中多胺的最主要成分部分是游离聚亚胺，发现玻璃化发生后多胺含量发生明显改变[21-22]。玻璃化苗的恢复也与多胺有关。

体外培养的植物会遭受各种胁迫，包括外植体损伤、培养基的高渗透性（高蔗糖和铵含量）、相对湿度较高和生长调节剂的浓度不适当[23]。截至目前，猜测可能有2种类型的玻璃化，一种是由水被动扩散到组织中，另一种是与代谢过程中系统紊乱有关。玻璃化苗组织在质外体中积聚水分并在细胞周围形成水层。植物组织中过量的水分积聚是玻璃化症状最显著的特征，会导致组织内通气不畅，从而降低氧气含量并限制其在细胞中的扩散[13]。缺氧可以导致过量的H2O2积累[24]。因此，有人提出玻璃化苗组织可能处于低氧胁迫状态[20，25]。这种低氧胁迫能显著影响芽的代谢和能量的利用，从而影响细胞的呼吸过程。在低氧胁迫条件下，植物组织中脂质过氧化物的增加引起了氧化损伤[26]。通过丙二醛（MDA）的积累来确定脂膜过氧化程度，是公认的检测膜氧化损伤程度的指标。丙二醛（MDA）是膜脂过氧化作用的终产物，可在一定程度上反映自由基的积累程度，其含量的显著上升也反映了玻璃化植株中超氧自由基的积累，可以看出玻璃化植株确实面临着严重的低氧胁迫。Le Dily等[27]研究表明，甜菜玻璃化苗因为受到氧化胁迫导致其脂质过氧化。胁迫条件导致活性氧水平的升高，并通过氧化活性化合物引起氧化还原平衡的变化，导致脂质过氧化和降解。脂质过氧化可能有2个来源，即脂氧合酶（LOX）氧化或活性氧[28]。LOX的活性与脂质过氧化有关，樱桃玻璃化苗LOX活性比正常苗的LOX活性明显增强。Bachmann等[29]研究表明，LOX在叶绿体中被激活，在叶绿体膜的破坏和叶绿体降解过程中起着一定的作用。一些来源于LOX通路的产物在信号转导通路中具有信使功能，或者作为过氧化物对细胞分化造成有害影响[30]。尽管已知各种植物细胞可产生H2O2，但是缺氧过程中脂质过氧化的机制尚不清楚。

植物抵抗活性氧毒性作用时主要取决于还原分子和抗氧化酶的活性。最近的研究表明，氧化胁迫（包括超氧化物、羥基自由基和过氧化氢）是玻璃化苗发生的重要因素[31]。ROS的最重要来源是叶绿体、线粒体、过氧化物酶体和细胞质[32]。玻璃化苗苯丙氨酸裂解酶（PAL）含量下降，苯丙氨酸裂解酶（PAL）是控制木质素合成的关键酶，其含量的下降意味着玻璃化植株中木质素合成受阻[33]。木质素广泛存在于植物体中，包围于管胞、导管及木纤维等纤维束细胞及厚壁细胞外，与纤维素、半纤维素一起形成植物骨架的主要成分。木质素填充于纤维素构架中增强植物体的机械强度，利于输导组织的水分运输和抵抗不良外界环境的侵袭。超氧化物歧化酶（SOD）是一种强力的抗氧化酶，能够催化生物体内超氧化物自由基的歧化反应，能够清除自由基，具有抗氧毒性、抗辐射损伤、抗衰老等作用[34]。SOD在玻璃化苗中的活性变化在已有研究中结果并不一致，Shady Saher等[35]人对康乃馨的研究表明，玻璃化苗中SOD活性上升;Sreedhar等[10]对香草的研究表明，SOD活性在玻璃化的过程中下降;赵  剑等[36]对梨芽快速繁殖的玻璃化现象研究中发现，正常试管苗和玻璃化苗在培养过程中SOD 活性均迅速上升，正常苗的酶活性略高于玻璃化苗，但差异不显著。过氧化物酶（POD）以过氧化氢为电子受体催化酚类和胺类化合物氧化，能同时消除过氧化氢和酚类、胺类毒性，在植物的抗逆性生理反应中有重要作用。POD在玻璃化过程中总体上呈上升趋势，而对于其同工酶有碱性过氧化物酶活性上升，酸性过氧化物酶活性下降的理论[37]。碱性过氧化物酶有IAA 氧化酶的功能，可以反映内源生长素水平，故其活性的增高可能反映了内源生长素水平的降低[38]。过氧化氢酶（CAT）催化过氧化氢分解成氧和水的酶，存在于细胞的过氧化物体中，其活性在玻璃化过程中存在一个先上升后下降的过程。

内源激素的变化情况同样较为复杂。吴  迪等[39]对杂种山杨的研究表明，杂种山杨玻璃化苗的赤霉素GA含量显著下降，而IAA含量则较高。Kevers和Gaspar[40]的研究报道，发生玻璃化的石竹组织乙烯生成速度加快，乙烯含量高于正常组织。玻璃化植物体内大量物质的活性或含量变化表明，玻璃化现象是植物体内的一种复杂生理现象，涉及多条代谢、调控途径，要对这一现象进行研究，必须对影响玻璃化现象的每种因素进行逐一研究。

2    影响玻璃化发生的因素

各种研究发现，影响玻璃化发生的因素多种多样，但当前一般认为，玻璃化的发生主要与组培材料、培养室光照、温度、通风、培养基有关。同时，玻璃化的发生往往不是单一因素的结果，而是由多种因素共同作用引起。

2.1    组培材料的选择

玻璃化的发生除了与植物的种类有关之外，与组培材料的取材部位及所取材料大小也有关系[41]。一些植物如石竹、芦荟等更容易发生玻璃化现象。顶芽等新分化的组织相比于已经木质化的组织而言更容易发生玻璃化，分化程度较低的组织比分化程度较高的组织更容易发生玻璃化。较小的外植体由于所处环境更接近培养基表面，湿度更大，因而更容易出现玻璃化。选用愈伤组织时，最好选择继代次数在3次以内的愈伤组织，剪取材料大小一般以0.5 cm左右为宜，这样既能实现较高的出芽率，也能降低玻璃化的发生率。

2.2    光照条件

一般认为，接近自然光的光照条件可以降低玻璃化的发生率，并且通过自然光照可以恢复一些玻璃化苗。陈兵先等[42]认为可通过将玻璃化苗置于阳光下而实现玻璃化的复原，并认为这是由于紫外线促进了试管苗的成熟和木质化。对不同品种外植体而言，光照时间、光照强度、光照波长范围对于玻璃化的影响不尽相同，这表明光照对外植体玻璃化的影响程度可能与外植体品种有关。

2.3    温度

通过降低培养温度，可以间接地降低培养器皿内的相对湿度，同时也可以减缓细胞新陈代谢和分裂速度，增加细胞分裂前的干物质积累量，被认为有助于防止玻璃化的发生。一般而言，植物组织培养的温度控制在24～26 ℃之间最为适宜，通过适当的低温处理或加大昼夜温差，也可以有效预防和恢复玻璃化现象[43]。降低温度或提高温差能够促进干物质的积累，从而抑制或使玻璃化得到恢复。但是降低培养温度也将导致组培增殖系数降低，因而低温处理防止玻璃化的方法有其局限性。

2.4    通风与气体交换

一般认为，加强培养环境的通风条件，改善封口材料的透气性能有助于降低培养环境中空气的相对湿度，降低环境水势，从而降低环境整体的水分压力，减少玻璃化现象的发生[44]。有研究表明，在香石竹的组织培养过程中，采用8层纱布封口的苗，玻璃化苗发生少，且试管苗形态接近正常苗，而采用牛皮纸封口的试管苗则更容易大量吸水，组织膨胀，茎叶变为半透明状，呈现玻璃化特征。同时，良好的气体交换也有助于乙烯的扩散，降低培养器皿内的乙烯浓度，从而减少玻璃化的发生率。

2.5    培养基

一般认为，液体培养基和半固体培养基相较于固体培养基更容易导致玻璃化现象。因此，增加培养基中的琼脂浓度被认为是有效预防玻璃化的方法，但琼脂浓度过高不利于养分的传输和植物的生长，因而最佳琼脂浓度要根据组培植物而定。结冷胶是一种新型的微生物多糖胶凝剂，具有耐热耐酸性好、透明度高、强度高等优点，同时，结冷胶凝胶能力较强，通常用量较琼脂可以减少一半以上。结冷胶被认为相对于琼脂更容易导致植物组织发生玻璃化，在结冷胶上进行组培可以诱导玻璃化的发生[13]。

MS培养基被认为是较不容易产生玻璃化苗的培养基，由于培养基中NH4+过多会伤害木质素合成相关的酶，适当降低培养基中的NH4+或以NO3-代替NH4+有助于预防玻璃化苗的产生。降低培养基中细胞分裂素的浓度有助于降低玻璃化发生率[44]。增加培养基配方中的蔗糖也被认为能减少玻璃化的发生，但增加蔗糖会使生产成本升高，并提高污染的可能性，建议将蔗糖浓度保持在3%～4%之间。同时，有报道称，将培养基中的蔗糖换为果糖能减少玻璃化苗的产生，但也有人发现用葡萄糖替换蔗糖后玻璃化发生率反而上升[45]。因此，关于选用不同碳源是否能减少玻璃化发生率尚无统一的结论。最后，有报道指出，在MS培养基中适量加入活性炭或钙离子都能抑制和恢复玻璃化。

3    玻璃化发生机制

玻璃化现象在自然条件下并不会发生，仅发生在组织培养中，且引发原因多种多样，通常认为玻璃化的发生是人工提供的相似的培养基和培养条件，不能完全符合不同种类培养物固有需求，而引起的适应性问题。当前，玻璃化现象发生的原因众说纷纭，没有统一的结论。一些研究认为，玻璃化现象发生的原因在于外部器官形态结构异常导致失水率下降，水分过度积累，进而引发内部生理失调。另一些研究则认为，玻璃化现象发生的原因在于内部生理失调，而外部结构畸变则仅是其外在表现，不是玻璃化现象的原因[46]。黄宇翔等[47]以5个品种的香石竹为材料，发现降低细胞分裂素浓度、增加光照强度、增加蔗糖浓度、提高琼脂浓度都可能降低玻璃化发生率，但不同品种间有差异;Mariyana Ivanova等[48]研究了女王芦荟的玻璃化现象与NH4+、细胞分裂素之间的关系，发现只有在高浓度的NH4+条件下，细胞分裂素浓度的增加才会明显引起玻璃化发生率的增加，并由此得出细胞分裂素只有在其他条件不适宜的情况下才会促进玻璃化发生的结论;Yadav等[49]在研究康乃馨的最佳培养条件时也发现调整铁离子和镁离子的浓度可以有效抑制增加细胞分裂素浓度所引起的玻璃化，甚至可以将发生率降至零。可见细胞分裂素并不是玻璃化的诱发因素，只是促进因素。另外，有玻璃化的实质是细胞分裂与体积增大的速度超过了干物质的产生与积累的速度的观点。据此可以认为培养条件不适宜导致的细胞生长分裂速率与物质合成速率不协调是玻璃化产生的原因。此外，对于引起玻璃化的原因还有培养基的渗透压过低或培养瓶中相对湿度过高，使水的可用性增加而引起植株吸水过多的观点。已经有研究指出，组培环境下高浓度的细胞分裂素抑制酸性过氧化物酶与苯丙氨酸酶的活性，阻碍木质素与纤维素的形成，促进了植物细胞的吸水[23]，通气状况不良抑制了磷酸戊糖与光呼吸途径，使叶绿素、蛋白质、细胞壁、核酸的合成受阻，使乙醇酸与乙烯过度积累。因此，许多研究者认为玻璃化的原因应当归结于人工组培环境与自然环境差異形成的胁迫，如高盐浓度、高相对湿度、低光强、容器内气体积累等引起的氧化应激。组培环境下，逆境胁迫使相关的酶活性与代谢途径受到影响乃至改变，毒害物质与氧化物质不断积累，进而导致植物器官（气孔、维管、根等）发育畸形，功能受损，最终诱发玻璃化现象。而Tian等[50]表明质外体的过量活性氧的积累是玻璃化发生的主要原因。

以上观点都可以对玻璃化现象做出一定程度的解释，但都无法解释正常植株与玻璃化植株存在于同一个培养瓶中的现象。对此，有关于增加甜菜特定染色体导致玻璃化发生率增加[51]的报道，这说明玻璃化发生的难易程度可能与某些基因有关，这意味着同一物种不同个体间的玻璃化概率存在个体差异。

综上，关于玻璃化的发生原因至今仍没有统一的结论。

4    玻璃化的预防与恢复

针对试管苗玻璃化现象发生的影响因素，可以采取一些措施对其进行控制和克服。当前对于玻璃化的应对措施主要是预防和恢复。玻璃化的预防是通过各种处理减少玻璃化的发生概率，而玻璃化的恢复则是经处理使玻璃化苗恢复正常的生理功能，最终成长为正常植株。由于不同物种甚至品种间情况有差异，尚未有完全可以通用的方法，但一些植物已有较成熟的技术。现有的控制与恢复方法都是通过分析玻璃化试管苗的生理变化来调整培养条件，进而达到目的，通常从以下几个方面入手。

（1）调节水势。增加琼脂浓度，抑制植物对水的吸收;使用透气较好的封口材料，降低培养瓶中空气的相对湿度;增加蔗糖或其他粒子浓度，以增加培养基渗透压，降低水势，抑制水吸收[51]。

（2）调整培养基中的离子含量。调整钙离子含量，钙离子参与细胞壁的构成，影响光合作用，能促进代谢。调整NH4+浓度，NH4+会促进玻璃化的发生，以NO3-代替NH4+作为氮源可以抑制玻璃化的发生[52];Bornman等[53]在挪威云杉离体培养中发现，使用脱乙酰吉兰糖胶，玻璃化频率高达67%，而使用琼脂，玻璃化频率仅为18%。

（3）调节激素含量。一般认为细胞分裂素会促进玻璃化的发生，而生产中为了加快繁殖速度会向培养基中加入适当的激素以促进生长，因而选择适当的种类和浓度非常重要[54]。戴丽娜等的研究表明KT对玻璃化的促进作用小于6-BA，2种细胞分裂素浓度提高均会影响恢复效果[55]。

（4）调节培养条件。适当降低温度有利于玻璃化试管苗的恢复[5]，在玻璃化试管苗的恢复时发现，在一定温度范围内，芦笋玻璃化试管苗的恢复率随培养温度的降低而升高;适当增加光强有利于玻璃化苗的恢复，芦笋玻璃化试管苗的恢复率随光照强度明显升高，当光照强度为5 200 lx时，恢复率可达到70.55%。增加通风条件，也可以降低玻璃化发生率[44]。Muneer等[56]研究表明，红色和蓝光LED通过维持类囊体蛋白的组成和抗氧化防御机制从而控制玻璃化的发生。

（5）适当添加玻璃化抑制剂。Klerk等[57]表明三氯乙酸乙酯（TCA）可以通过增加的表皮蒸腾作用，从而抑制玻璃化的发生。也有相关研究表明外源添加Si离子可以增强植物体内抗氧化酶活性，从而降低体内活性氧的积累抑制或者恢复玻璃化。而外源添加一些活性氧抑制剂，如水杨酸和抗坏血酸，也可以抑制玻璃化[58]。外源添加多胺可以增加抗氧化酶活性和总酚含量，从而降低玻璃化率[22]。添加乙烯抑制剂如银离子、氯化钴、氨氧乙酸等，可以通过降低组织内乙烯的积累也可以抑制玻璃化发生。Mayor等[59]研究表明添加硝酸银和氯化钴可以抑制玻璃化。Vinoth等[60]也得到了一致的结果，添加银离子可以降低玻璃化的发生。也有研究表明添加一些稀有金属也可以抑制玻璃化。添加活性炭、聚乙烯醇也可以降低玻璃化发生率。其他玻璃化抑制剂还有如聚乙烯醇等渗透作用调节剂。一般而言，在实际生产中，玻璃化的预防比玻璃化的恢复更为普遍，也更为有效。

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