苑伏香 周占宇 童念庭 赵善瑶 王良雨
[摘要] 视网膜色素变性(RP)是一类以进行性视网膜色素上皮细胞和感光上皮细胞功能障碍为特征并且会在疾病终末阶段致使视网膜萎缩和视功能丧失的遗传性疾病,是目前世界上所发现眼部疾病中主要的致盲病之一。RP作为国内外眼科研究的热点性疾病之一,其发病机制尚未完全明确,目前仍然缺乏有效的治疗方法。本文主要就该病的发病机制、动物模型及治疗方法进行综述。
[关键词] 视网膜变性;模型,动物;治疗;综述
[中图分类号] R774.13
[文献标志码] A
[文章编号] 2096-5532(2019)06-0743-05
doi:10.11712/jms201906028
[开放科学(资源服务)标识码(OSID)]
视网膜色素变性(RP)是一种遗传性致盲性眼病,其比较主要的临床症状和体征为视野渐进性缺损、赤道及周边视网膜出现视网膜骨细胞状色素沉着(常以在血管旁聚集更为明显)、夜盲、视网膜动脉变细、视盘呈蜡黄色萎缩、视觉敏感度降低等。从遗传学方面分析,RP主要的遗传方式有4种:常染色体显性遗传、常染色体隐性遗传、X连锁隐性遗传和散发[1]。由于RP具有多种遗传方式,与之有关的发病基因较多,目前世界上已发现130多种与RP相关的致病基因,估计还有一半以上的致病基因暂时未被发现[2-3]。因其发病机制和确切病因尚未完全明确,RP至今仍然缺乏有效治疗方法,有国内外学者尝试运用视觉假体的方法治疗RP取得了一些进展。RP的动物模型多种多样且各自有其特征,故在实验过程中选择合适的动物模型是研究此种疾病的重要步骤。本文主要对RP的发病机制、实验动物模型以及治疗进展几个方面进行综述。
1 发病机制
1.1 转录因子功能障碍
目前研究已经证实,在RP病人体内存在编码转录因子以及转录后相关RNA修饰因子的基因突变,例如前体信使RNA剪接因子(RPPF),其在机体内不同的组织细胞中普遍存在,编码前体mRNA剪接必须存在的蛋白成分,该基因被称为管家基因[4]。NRL、CRX基因可以编码转录因子,这两种基因发生突变可以导致RP的发生。其中NRL基因突变将会导致细胞中视紫红质(RHO)合成功能障碍;CRX基因突变不仅会阻断蛋白质在光感受器细胞核内的运输[5],而且其与NRL基因的结合在一定程度上也将受到影响,从而致使感光细胞中某些蛋白质转录功能发生障碍[6]。
1.2 基因突变导致光感受器细胞的外节盘膜代谢紊乱
视网膜光感受器细胞的外节盘膜代谢对于维持感光细胞的正常生理功能异常重要,但也加重了光感受器以及视网膜色素上皮细胞的负担。
视网膜变性慢蛋白(RDS)基因翻译产物只在光感受器细胞的外节特异性表达,并且其与视杆细胞外节盘膜蛋白1(ROM1)相互作用,共同维持光感受器细胞外节的正常功能。FARJO等[7]研究发现,RDS是经含有谷氨酸的蛋白将盘膜固定于环核苷酸的门控性通道中,若RDS基因出现表达缺失或突变将会进一步导致视杆细胞外节盘膜的形成障碍,光感受器细胞会逐渐凋亡;RDS丢失后的视锥细胞仍然能够生成具有生物学活性的外盘膜,但该盘膜缺乏层状结构导致光转录效应减小。
RHO基因可以编码由348个氨基酸组成的视蛋白,后者与视黄醛结合形成RHO。347位脯氨酸位于視蛋白分子的末端,该位点的基因突变可以导致与视蛋白转运有关的氨基酸序列发生改变,进一步干扰了视蛋白的正常代谢,使视蛋白积聚在视杆细胞内,不能转运到外节盘膜,从而引起视网膜代谢功能障碍,触发RP。
2 实验模型
因RP病人具有多种遗传方式,为了便于对该病进行研究以及为治疗提供相应指导,选择合适的实验模型具有重要意义。RP实验模型包括自然动物模型以及人工模型。
2.1 自然动物模型
2.1.1 rd小鼠 rd小鼠是常染色体隐性遗传RP动物模型。由于与原发性RP常染色体隐性遗传病人具有同样的基因变异以及相似的基因表型,故该模型优于其他视网膜变性动物模型,成为探讨视网膜变性发病机制较为理想的研究对象。rd小鼠是由于Pde6b基因的缺失所致,因Pde6b基因产生无义突变,导致细胞内磷酸二酯酶β亚基的功能障碍[8],使拥有纯合子Pde6b基因的小鼠出生早期即出现严重的视网膜变性。
2.1.2 RCS大鼠 RCS大鼠为常染色体隐性遗传RP动物模型,是首先应用于RP病因和治疗方法研究的一种相对成熟的视网膜退化的动物模型,作为研究多种类型视网膜变性的经典动物模型[9-12],与人类RP有许多相似之处。该模型由BOURNE等[9]首先报道。RCS大鼠在出生后2周开始睁眼,视网膜光感受器细胞在出生后17 d发育完成;出生后25 d已出现光感受器变性体征;出生后35 d,大量的光感受器细胞出现凋亡;出生后8周时,后极部视网膜色素上皮细胞开始丢失;出生后60 d,约99%的光感受器细胞发生变性[11,13];出生后70 d,在视网膜色素上皮缺失区域,毛细血管内皮窗消失,细胞变厚,这种多中心发生的退行性改变可以在视网膜的不同部位出现[14];出生后3个月左右,光感受器细胞全部消失[15]。发生退行性变光感受器细胞边缘的某些色素上皮细胞比同龄正常的同类细胞要多,且细胞质内线粒体增多,细胞基底面的皱褶也显著增多。
2.1.3 rds小鼠 rds小鼠为常染色体显性遗传RP动物模型,是研究RP的经典动物模型,该鼠因peripherin/rds基因的外显子中插入了9.2 kb的基因组重复元件,而不能产生正常的蛋白。Peripherin/rds基因表达产物是脊椎动物光感受器外节盘膜的结构蛋白,该蛋白有维持膜盘稳定性以及正常形态的重要功能[17]。Peripherin/rds基因发生纯合突变,可使正常的盘膜蛋白生成障碍从而进一步导致光感受器外节盘膜的正常形成也发生障碍[16],在人类可导致RP以及遗传性黄斑变性等多种视网膜病变。光感受器细胞外节在纯合子小鼠中不发育,外丛状层和外核层于出生后2周起逐渐变薄,视网膜感光细胞于出生后12个月左右消失殆尽,而视网膜内层基本不受影响[18]。
2.1.4 猫类及犬类动物模型 有研究显示,猫眼与人眼黄斑部的视网膜中央区域具有相似结构[19]。研究表明,猫对药物剂量敏感性与灵长类动物接近,这为灵长类动物的实验研究提供了便利。Abyssinian猫是常染色体隐性遗传RP的动物模型,亦有学者称该动物模型具备显性遗传的模式,该动物模型早期表现为视杆细胞受影响,晚期出现视杆、视锥细胞均受损,但目前其基因型还未被证实[20]。犬类实验动物模型除了极少数为X连锁遗传外,大部分为常染色体隐性遗传。迄今为止,研究者们已经发现了许多犬类RP模型,并建立了一些种系以供实验研究。
2.2 人工模型
转基因动物在常染色体显性遗传RP动物模型中占据重要地位。
2.2.1 RPE-65基因敲除小鼠 RPE-65编码的视网膜色素上皮特异蛋白,分子量为65 000,在视网膜色素上皮表面广泛表达。该蛋白与视网膜色素上皮中维生素A的代谢有关[21],主要参与维生素A的代谢和RHO的再生。敲除RPE-65基因可致小鼠视网膜色素上皮细胞功能障碍,使全反视黄醇过度积聚和11-顺-视黄醇脂缺乏[22]。RPE-65在视循环中对11-顺-视黄醇的再异构发挥重要作用。RPE-65基因敲除小鼠主要为常染色体隐性遗传。
2.2.2 RHO基因敲除小鼠 RHO基因被认为是与RP发病相关的基因,世界上对RHO基因突变有很多研究报道,在常染色体显性遗传RP发病中的报道则更为广泛[23-24]。DRYJA等[23]在1990年第1次进行报道,至今已连续发现了100多种RHO基因突变,其中错义突变占多数。
3 治疗进展
3.1 基因治疗
基因治疗是将外源性正常基因导入相应靶细胞,对基因缺陷等导致的某些疾病进行纠正,从而治疗病变。即通过基因转移技术将外源基因导入病人某些受体细胞内,利用外源基因形成的产物治疗某类疾病,故要求外源基因必须成功地导入感光细胞中,并能在细胞中稳定表达。目前常用基因载体包括病毒载体以及非病毒载体,病毒载体主要有腺相关病毒载体、慢病毒载体、腺病毒载体等[25],目前眼科较常用的为腺相关病毒载体。
3.1.1 核酶治疗 核酶是具有催化功能的RNA分子,它是一种生物催化剂,可以降解体内特异性的mRNA序列,抑制某些基因的表达。有研究者使用具有催化活性的核酶治疗由RHO基因P23H突变引起的RP,结果显示光感受器细胞较治疗前损伤明显减轻[26]。
3.1.2 神经营养因子基因 有研究显示,将脑源性神经营养因子基因植入RCS大鼠视网膜色素上皮细胞后,其细胞凋亡在一定时间内明显减少[27]。
3.1.3 RNA干扰(RNAi)技术 RNAi是普遍存在于生物体内的、由双链RNA引起、同源信使RNA高效特异性降解的现象,是动植物体在生命进化过程中出现的一种保护性机制。CHADDERTON等[28]应用RNAi技术在RHO基因突变引起的色素变性小鼠视网膜下隙注入携带RHO-siRNA的腺相关病毒载体,并同时植入野生型RHO基因,结果显示该法对由RHO基因突变引起的RP有良好的治疗效果。
3.1.4 抑制凋亡 B細胞白血病-2(Bcl-2)基因是目前用于实验研究的抑制细胞凋亡的比较常见的基因,将该基因转载入慢性色素变性的小鼠细胞内后发现其细胞凋亡数目明显减少[29]。
3.2 神经营养因子
神经营养因子是由机体产生的可以对神经元的发育、存活、生长、分化和凋亡等起重要作用的一类蛋白质因子。它们通过对视网膜感光细胞的凋亡过程进行调控进而发挥其神经保护作用。目前,用于RP研究的神经营养因子主要有睫状神经营养因子(CNTF)、脑源性神经营养因子(BDNF)、非促分裂人酸性成纤维细胞生长因子(nmhaFGF)、胶质源性神经营养因子(GDNF)等,其疗效已在多种RP动物模型中得到验证[30-32]。BELTRAN等[33]将CNTF注入RPGR犬的玻璃体腔后发现,周边部视网膜发生重塑,但光感受器仍出现进行性缺失,由此可见,CNTF对视网膜的保护作用有一定局限性。BDNF来源于视网膜的M ller细胞,它的主要作用是促进M ller细胞分泌CNTF以及成纤维细胞生长因子,并且可以使后者对光感受器细胞的保护作用进一步增加。
3.3 视觉假体
自1929年有研究者发现电刺激视皮质可以产生光幻视以来,至今世界上已经有20多个研究小组致力于人工视觉的研究[34]。HUMAYUN等[35]于2003年首次报道了RP病人视网膜假体植入,该假体植入治疗的机制是应用电极刺激视觉通路的完整部分,从而达到引起视觉的目的。依据刺激部位的不同,视觉假体可分为视皮质假体、视神经假体以及视网膜假体。由于RP病人晚期视网膜外层细胞变性、凋亡,而视网膜内层细胞结构相对保持完整,故目前视网膜假体应用较为广泛。
3.4 药物治疗
3.4.1 维生素A 维生素A是视网膜组织中合成RHO的重要原料,机体维生素A缺乏或利用障碍时会产生夜盲,这是RP病人最早出现的症状。维生素A棕榈酸酯是最常用于RP治疗的药物。已有研究证实,对RP病人进行大剂量维生素A治疗,可以减缓病程进展速度[36]。
3.4.2 抗氧化剂 视网膜光化学损伤是指光子可以激发视网膜组织产生大量自由基,后者可以引起视网膜组织发生脂质过氧化反应,进一步损伤视网膜。视网膜组织中存在自身保护机制,对活性氧和自由基是通过维生素C、维生素E、超氧化物歧化酶(SOD)和谷胱甘肽等系统[37]来发挥保护作用的。目前有研究结果表明,维生素C和维生素E对视网膜的光损伤具有保护作用[38],而具有抗氧化作用的谷胱甘肽(Gpx)1或Gpx4可以对抗SOD1或SOD2的表达,从而发挥对视网膜色素上皮细胞的保护作用。
3.4.3 鈣离子拮抗剂 细胞内钙超载可以诱发细胞凋亡。使用钙离子拮抗剂是通过抑制光感受器细胞的凋亡来治疗RP。也有研究认为,钙离子拮抗剂可以加快视网膜局部代谢产物的清除[39]。钙离子拮抗剂可能成为治疗cGMP磷酸二酯酶亚单位突变所致的RP的一种有效方法。
3.4.4 二十二碳六烯酸(DHA) DHA是长链不饱和脂肪酸,在感光细胞外节盘膜中含量较高,它可以有效调节递质以及第二信使cCMP的代谢,减少病人视杆细胞视网膜电流图的功能性丧失。研究表明,DHA不仅可以促进受损感光细胞的恢复,还能提高神经节细胞的功能[40-41]。
3.4.5 叶黄素 叶黄素主要存在于视网膜黄斑区的外丛状层内,是一种重要的抗氧化剂。已有研究表明,补充叶黄素可以促进视野的恢复并可轻微地改善视功能[42]。
3.4.6 丙戊酸(VPA) VPA在临床上作为抗惊厥剂及情绪稳定剂被广泛应用,它通过调节体内γ-氨基丁酸(GABA)的水平来发挥疗效。最新证据表明,VPA通过调节细胞死亡和炎症反应应答来发挥神经保护作用[43-45]。在视网膜组织中,VPA可以通过调节小神经胶质细胞的凋亡来下调特定光感受器细胞在炎症反应中的损伤[46-48]。另有研究结果表明,VPA具有通过诱导细胞分化来逆转光感受器细胞损伤的特性[49]。目前已经证明,VPA可以刺激胶质细胞分化成为光感受器样细胞[50]。VPA为RP病人提供了一种新的、具有潜力的治疗方法。
3.5 细胞移植
视网膜细胞移植是指将正常的细胞植入到视网膜内代替受到破坏的感光细胞,建立新的神经联系,从而达到改善视功能的目的。目前最有前景的移植细胞是胚胎干细胞(ESCs)和间充质干细胞(MSCs)。人ESCs在体外诱导可以分化成光感受器细胞、双极细胞、视网膜色素上皮细胞等视网膜细胞。将体外诱导的光感受器细胞成功植入视网膜变性小鼠的视网膜下隙后可恢复小鼠的感光功能。目前ESCs使用中存在的主要问题是如何控制肿瘤的产生、如何克服伦理以及排斥反应问题[51-53]。MSCs是来自基质的具有多向分化潜能的干细胞,最常来源于骨髓。干细胞移植治疗RP的作用机制如下:①视网膜内变性的细胞可以由健康的干细胞代替[54];②植入的健康干细胞可以通过分泌营养因子为其周围的细胞提供营养支持,改善细胞生存的微环境,利于细胞生长[55];③使细胞抗凋亡基因上调达到对视锥细胞以及视网膜血管的保护目的[56];④促进细胞间形成新的突触连接[57]。TOMITA等[58]报道,成年大鼠视网膜机械损伤后,将MSCs注射到其玻璃体腔内,不久就可以发现MSCs分化成为视网膜视神经细胞。有研究用MSCs治疗RP,可见病人视力、颜色分辨能力增加,畏光减轻,考虑到MSCs的同源性、易于分离以及不存在伦理问题,认为该方法具有较乐观的应用前景[59]。
3.6 加压氧治疗
加压氧治疗可以提高机体内的氧化代谢速度,促进ATP的产生。RP病人需要更高的氧分压来维持残存的视功能,利用加压氧进行治疗,一方面有利于RHO的形成,另一方面可以提高鸟苷酸环化酶的生物学活性,从而改善RP病人的视功能[60]。
4 展望
随着对视网膜变性疾病发病机制研究的不断深入,更多与RP相关的致病基因被发现,色素上皮变性致病基因的确认以及对其发病机制的正确认识是遗传性视网膜疾病正确治疗的基础,建立和应用合适的动物模型也会起到重要的作用。相信经过临床眼科与基础科研工作者的共同努力,人们对RP将会有更全面的认识。
[参考文献]
[1]HARTONG D T, BERSON E L, DRYJA T P. Retinitis pigmentosa[J]. Lancet, 2006,368(9549):1795-1809.
[2]DAIGER S P, BOWNE S J, SULLIVAN I S. Perspective on genes and mutations causing retinitis pigmentosa[J]. Arch Ophthalmol, 2007,125(2):151-158.
[3]HAMEL C. Retinitis pigmentosa[J]. Orphanet J Rare Dis, 2006,1:40.
[4]MORDES D, LUO X, KAR A, et al. Pre-mRNA splicing and retinitis pigmentosa[J]. Mol Vision, 2006,12:1259-1271.
[5]FEI Y J, HUGHES T E. Nuclear trafficking of photoreceptor protein CRX: the targeting sequence and pathologic implica-tions[J]. Invest Ophthalmol Vis Sci, 2000,41(10):2849-2856.
[6]MITTON K P, SWAIN P K, CHEN S M, et al. The leucine zipper of NRL interacts with the CRX homeodomain—a possible mechanism of transcriptional synergy in rhodopsin regulation[J]. Journal of Biological Chemistry, 2000,275(38):29794-29799.
[7]FARJO R, SKAGGS J S, NAGEL B, et al. Retention of function without normal diec morphogenesis occurs in cone but not rod photoreceptors[J]. Journal of Cell Biology, 2006,173(1):59-68.
[8]CARTER-DAWSON L D, LA VAIL M M, SIDMAN R. Differential effect of the rd mutation on rods and cones in the mouse retina[J]. Invest Ophthalmol Vis Sci, 1978,17(6):489-498.
[9]BOURNE M C, CAMPBELL D A, TANSLEY K. Hereditary degeneration of the rat retina[J]. Br J Ophthalmol,1938,22(10):613-623.
[10]NANDROT E F, DUFOUR E M. Mertk in daily retinal pha-gocytosis: a history in the making[J]. Adv Exp Med Biol, 2010,664:133-140.
[11]遲焕芳,乔淑红,曹文强. RCS大鼠感光细胞凋亡与Bcl-2蛋白表达的关系[J]. 青岛大学医学院学报, 2003,39(2):123-126.
[12]CAMINS A, VERDAGUER E, FOLCH J, et al. The role of CDK5/P25 formation/inhibition in neurodegeneration[J]. Drug News & Perspectives, 2006,19(8):453-460.
[13]TSO M O, ZHANG C, ABLER A S, et al. Apoptosis leads to photoreceptor degeneration in inherited retinal dystrophy of RCS rats[J]. Investigative Ophthalmology & Visual Science, 1994,35(6):2693-2699.
[14]NEUHARDT T H, MAY C A, WILSCH C. Morphological changes of retinal pigment epithelium and choroids in rd-mice[J]. Exp Eye Res, 1999,68(1):75-83.
[15]LUE C L. Rod cell activity in retinal degenerative rats[J]. J Formos Med Assoc, 1994,93(7):605-610.
[16]MA J, NORTON J C, ALLEN A C, et al. Retinal Degeneration slow (rds) in mouse results from simple insertion of athaplo type-specific element into protein-coding exon Ⅱ[J]. Genomics, 1995,28(2):212-219.
[17]NEERA J A, CATHERINE J, STEVE E J. Immunocytochemical colocalization of clusterin in apoptotic photoreceptor cells in retinal degeneration slow rds mutant mouse retinas[J]. Biochem Biophys Res Commun, 1996,225:84-91.
[18]SANYAL S, DE RUITER A, HAWKINS R K. Development and degeneration of retina in rds mutant mice: light microscopy[J]. J Comp Neurol, 1980,194(1):193-207.
[19]BISHOP P O, KOZAK W, VAKKUR G J. Some quantitative aspects of the cat’s eye:axis and plane of reference, visual field co-ordinates and optics[J]. J Physiol, 1962,163(3):466-502.
[20]NARFSTROM K. Hereditary progressive retinal atrophy in the Abyssinian cat[J]. J Heredity, 1983,74:273-276.
[21]MORIMURA H, FISHMAN G A, GROVER S. Mutations in the RPE65 gene in patients with autosomal recessive retinitis pigmentosa or leber congenital amaurosis[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 1998,95(6):3088-3093.
[22]REDMOND T M, YU S, LEE E. Rpe65 is necessary for production of 11-cis-vitamin A in the retinal visual cycle[J]. Nat Genet, 1998,20:344-351.
[23]DRYJA T P, MCGEE T L, RICHEL E, et al. A point mutation of rhodopsin gene in one form of retinitis pigmentosa[J]. Nature, 1990,343(6256):364-366.
[24]GOLDBERG M F. Molecular heterogeneity in retinitis pigmentosa:more mutation[J]. Ophthalmic Genetics, 1994,15(2):47-50.
[25]SHINTANI K, SHECHTMAN D L, GURWOOD A S. Review and update:current treatment trends for patients with retinitis pigmentosa[J]. Optometry, 2009,80(7):384-401.
[26]MAO H Y, GORBATYUK M S, ROSSMILLER B, et al. Long-term rescue of retinal structure and function by rhodopsin RNA replacement with a single adeno-associated viral vector in P23H RHO transgenic mice[J]. Human Gene Therapy, 2012,23(4):356-366.
[27]KOYE G, ZIMMER J, SUNG J, et al. Increased expression of brain-derived neurotrophic factor preserves retinal function and slows cell death from rhodopsin mutation or oxidative damage[J]. Journal of Neuroscience, 2003,23(10):4164-4172.
[28]CHADDERTON N, MILLINGTON-WARD S, PALFI A A, et al. Improved retinal function in a mouse model of dominant retinitis pigmentosa following AAV-delivered gene therapy[J]. Molecular Therapy, 2009,17(4):593-599.
[29]NIR I, KEDZIERSKI W, CHEN J, et al. Expression of Bcl-2 protects against photoreceptor degeneration in retinal degene-
ration slow (rds) mice[J]. Journal of Neuroscience, 2000,20(6):2150-2154.
[30]LAVAIL M M, YASUMURA D, MATTHES M T, et al. Protection of mouse photoreceptors by survival factors in retinal degenerations[J]. Invest OphthaImol Vis Sci, 1998,39(3):592-602.
[31]GREGORY-EVANS K, CHANG F, HODGES M D. Ex vivo gene therapy using intravitreal injection of GDNF-secreting mouse embryonic stem cells in a rat model of retinal degeneration[J]. Molecular Vision, 2009,15(11):962-973.
[32]FAKTOROVICH E G, STEINBERG R H, YASUMURA D, et al. Photoreceptor degeneration in inherited retinal dystrophy delayed by basic fibroblast growth factor[J]. Nature, 1990,347(6288):83-86.
[33]BELTRAN W A, WEN R, ACLAND G M, et al. Intravitreal injection of ciliary neurotrophic factor (CNTF) causes perip-heral remodeling and does not prevent photoreceptor loss in canine RPGR mutant retina[J]. Experimental Eye Research, 2007,84(4):753-771.
[34]STIEGLITZ T. Development of a micromachined epiretinal vision prosthesis[J]. Journal of Neural Engineering, 2009,6(6):065005.
[35]HUMAYUN M S, WEILAND J D, FUJII G Y, et al. Visual perception in a blind subject with a chronic microelectronic re-
tinal prosthesis[J]. Vision Res, 2003,43:2573-2581.
[36]BERSON E L, ROSNER B, SANDBERG M A, et al. Omega-3 intake and visual acuity in patients with retinitis pigmentosa receiving vitamin A[J]. Archives of Ophthalmology, 2012,130(6):707-711.
[37]YAMAMOTO M, LIDIA K, GONG H, et al. Changes in manganese superoxide dismutase expression after exposure of the retina to intense light[J]. Histcchem J, 1999,31(2):81-87.
[38]ZHAO Y, FENG K, LIU R B, et al. Vitamins and mineral supplements for retinitis pigmentosa[J]. J Ophthalmol, 2019, 2019:8524607.
[39]NAKAZAWA M. Effects of calcium ion, calpains, and cal-
cium channel blockers on retinitis pigmentosa[J]. J Ophthalmol, 2011, 2011:292040.
[40]TSUBURA A, YURI T, YOSHIZAWA K, et al. Role of fatty acids in malignancy and visual impairment:epidemiological evidence and experimental studies[J]. Histology and Histopathology, 2009,24(2):223-234.
[41]NGUYEN C T, VINGRYS A J, BUI B V. Dietary omega-3 fatty acids an ganglion cell function[J]. Investigative Ophthalmology & Visual Science, 2008,49(8):3586-3594.
[42]BAHRAMI H, MELIA M, DAGNELIE G. Lutein supplementation in retinitis pigmentosa:PC-based vision assessment in a randomized double-masked placebo-controlled clinical trial[J]. BMC Ophthalmol, 2006,6(1):1-12.
[43]YASUDA S, LIANG M H, MARINOVA Z, et al. The mood stabilizers lithium and valproate selectively activate the promoter Ⅳ of brain-derived neurotrophic factor in neurons[J]. Molecular Psychiatry, 2009,14(1):51-59.
[44]FENG H L, LENG Y, MA C H, et al. Combined Lithium and valproate treatment delays disease onset, reduces neurological deficits and prolongs survival in an amyotrophic lateral sclerosis mouse model[J]. Neuroscience, 2008,155(3):567-572.
[45]LENG Y, LIANG M H, REN M, et al. Synergistic neuroprotective effects of lithium and valproic acid or other histone deacetylase inhibitors in neurons:roles of glycogen synthase kinase-3 inhibition[J]. Journal of Neuroscience, 2008,28(10):2576-2588.
[46]DRAGUNOW M, GREENWOOD J M, CAMERON R E, et al. Valproic acid induces caspase 3-mediated apoptosis in microglial cells[J]. Neuroscience, 2006,140(4):1149-1156.
[47]CHEN P S, WANG C C, BORTNER C D, et al. Valproic acid and other histone deacetylase inhibitors induce microglial apoptosis and attenuate lipopolysaccharide-induced dopaminergic neurotoxicity[J]. Neuroscience, 2007,149(1):203-212.
[48]KIM H J, ROWE M, REN M, et al. Histone deacetylase inhibitors exhibit anti-inflammatory and neuroprotective effects in a rat permanent ischemic model of stroke:multiple mechanisms of action[J]. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics, 2007,321(3):892-901.
[49]GOTTLICHER M, MINUCCI S, ZHU P, et al. Valproic acid defines a novel class of HDAC inhibitors inducing differentiation of transformed cells[J]. EMBO J, 2001,20:6969-6978.
[50]KUBOTA A, NISHIDA K, NAKASHIMA K, et al. Conversion of mammalian Muller glial cells into a neuronal lineage by in vitro aggregate-culture[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2006,351:514-520.
[51]LAMBA D A, GUST J, REH T A. Transplantation of human embryonic stem cells derived photoreceptors restores some vi-
sual function in Crx deficient mice[J]. Cell Stem Cell, 2009,4(1):73-79.
[52]WANG N K, TOSI J, KASANUKI J M, et al. Transplantation of reprogrammed embryonic stem cells improves visual function in a mouse model for retinitis pigmentosa[J]. Transplantation, 2010,89(8):911-919.
[53]ENZMANN V, YOLCU E, KAPLAN H J, et al. Stem cells as tools in regenerative therapy for retinal degeneration[J]. Archives of Ophthalmology, 2009,127(4):563-571.
[54]SINGH M S, MACLAREN R E. Stem cells as a therapeutic tool for the blind:biology and future prospects[J]. Proceedings of the Royal Society B-Biological Sciences, 2011,278(1721):3009-3016.
[55]MAURI M, LENTINI D, GRAVATI M, et al. Mesenchymal stem cells enhance GABAergic transmission in co-cultured hippocampal neurons[J]. Molecular and Cellular Neuroscience, 2012,49(4):395-405.
[56]SMITH L E. Bone marrow-derived stem cells preserve cone vision in retinitis pigmentosa[J]. Journal of Clinical Investigation, 2004,114(6):755-757.
[57]BARTSCH U, ORIYAKHEL W, KENNA P F, et al. Retinal cells integrate into the outer nuclear layer and differentiate into mature photoreceptors after subretinal transplantation into adult mice[J]. Experimental Eye Research, 2008,86(4):691-700.
[58]TOMITA M, ADACHI Y, YAMADA H, et al. Bone marrow-derived stem cells can differentiate into retinal cells in injured rat retina[J]. Stem Cells, 2002,20(4):279-283.
[59]MOONEY L, LAMOTTE J. A review of the potential to restore vision with stem cells[J]. Clin Exp Optom, 2008,91(1):78-84.
[60]VINGOLO E M, ROCCOM, GRENGA P, et al. Slowing the degenerative process, long lasting effect of hyperbaric oxygen therapy in retinitis pigmentosa[J]. Graefes Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology, 2008,246(1):93-98.
(本文編辑 马伟平)