P301L突变tau蛋白转基因动物模型及其应用

马登磊，张如意，李 林

(首都医科大学宣武医院药物研究室，北京市老年病医疗研究中心，神经变性病教育部重点实验室，北京市神经药物工程研究中心，北京 100053)

微管相关蛋白tau(microtubule-associated protein tau，MAPT)是一种微管结合蛋白，在细胞中发挥生理功能。Tau蛋白的病变可以引起以高度磷酸化tau聚集为特点的多种tau蛋白病(tauopathies)，包括阿尔茨海默病(Alzheimer’s disease，AD)、连锁于17号染色体tau突变伴帕金森综合征的额颞叶痴呆(frontotemporal dementia with parkinsonism linked to tau mutations on chromosome 17，FTDP-17)、皮质基底节变性等。作为AD的两个主要病理特征之一，tau蛋白的病变与认知功能降低和神经元丢失具有很高的相关性[1]，一些以tau蛋白为靶点的治疗研究在动物模型和临床试验中显示出较好的疗效[2-3]，因此很多学者认为tau蛋白是治疗AD的潜在有效靶点。在tau蛋白相关研究中，tau蛋白转基因动物模型可以模拟AD及其他tau蛋白病的一些疾病特征，被广泛应用于相关疾病的病理机制研究及药物研发中[4-5]。随着国内科研水平的发展以及对tau蛋白认识的加深，基于tau蛋白转基因动物模型的疾病机制或药理研究已经得到国内多个实验室的关注。

1 微管相关蛋白tau

1.1 结构和功能

Tau基因位于17号染色体长臂(17q21)，含有16个外显子。在正常成人大脑中，由于mRNA在外显子1、2、10的选择性剪接，tau蛋白存在6种不同的异构体：4R2N、3R2N、4R1N、3R1N、4R0N、3R0N。Tau蛋白由352～441个氨基酸组成。在正常的神经元中，tau蛋白主要富集于神经元轴突内，与微管结合，调节微管的组装与解聚，维持微管的稳定性。在异常情况下，如tau蛋白的异常磷酸化，或3R tau和4R tau的比例发生变化，会影响到tau的正常生理功能，并引起相应的神经系统病理变化[6]。

1.2 Tau基因突变

Tau基因突变最早发现于FTDP-17患病家系中。FTDP-17，即连锁于17号染色体伴帕金森综合征的额颞叶痴呆，是以精神行为异常、言语不利或运动障碍为特点的痴呆综合症。迄今为止，已经在17号染色体上发现了34个tau基因的突变，包括N279K、G272V、P301L、P301S、Q336R、V337M、R406W等[7]。不同FTDP-17患者的临床特点和发病程度因为突变基因不同而各异。根据主要临床表现，一类以N279K等位点的基因突变引起的帕金森综合征为主要表现，一类以P301L等位点的基因突变引起的痴呆为主要临床表现[8]。

P301L突变类型的FTDP-17患者以痴呆为主要的临床表现，发病年龄平均为33岁，大部分患者伴有行为和人格改变(如攻击性和自制能力下降)和语言功能的退化[9]。P301L突变位于外显子10，全长tau编码301位氨基酸的三个碱基中第二个C错义突变为T，导致该部位的脯氨酸(Pro)突变为亮氨酸(Leu)。在有P301L-tau基因突变的病人中，tau的病变体主要由4R tau组成，并在神经元和胶质细胞中聚集成纠缠的细丝或双股螺旋细丝(paired helical filaments，PHFs)[10]。相对于野生型tau蛋白，P301L突变的tau蛋白更易促进tau蛋白聚合成细丝和PHFs，在体外P301L突变tau蛋白更容易被肝素或花生四烯酸诱导而聚集成细丝[11]。

2 P301L突变tau蛋白转基因动物模型——rTg4510小鼠

目前国内外学者已经建立了多个表达P301L突变的tau蛋白转基因动物模型，不同启动子引起不同程度的tau蛋白表达和病变。其中rTg4510小鼠可以在前脑区域过表达P301L突变tau蛋白，具有明显的tau蛋白病理表现。

2.1 rTg4510小鼠的构建

Santacruz等[12]构建了以钙调蛋白激酶II(calmodulin kinase II，CaMKII)为启动子表达P301L突变的人0N4R tau蛋白的转基因小鼠，即rTg4510转基因小鼠。CaMKII主要表达在前脑兴奋性神经元中，因此CaMKII作为大脑皮层和海马神经元特异性启动子而广泛应用于神经系统相关模型中。该转基因小鼠应用了Tet-off可调控基因表达系统，利用大肠杆菌转座子Tnl0四环素抗性操纵子在真核细胞中定量并特异地控制外源基因表达。该系统包括两部分，其中一部分由Tet应答元件(Tet response element，TRE)和目的基因P301L突变的4R0N-tau的cDNA组成，另外一部分由CaMKII启动子和Tet转录活化因子组成。在rTg4510转基因小鼠CaMKII表达的前脑区域，Tet转录活化因子结合到TRE进而诱导P301L突变tau蛋白的过表达。而当转基因小鼠暴露于Tet或其衍生物时，TRE不被激活，基因过表达处于关闭状态。rTg4510转基因小鼠可以由Tg(Camk2a-tTA)和Tg(tetO-MAPT*P301L)两个转基因小鼠交配得到，两个转基因系统均阳性的子代即过表达P301L-tau蛋白的rTg4510转基因小鼠[13]。

2.2 rTg4510小鼠的病理表现

rTg4510小鼠可以在前脑区域表达13倍于内源性tau的人P301L突变tau蛋白。免疫染色的结果显示，rTg4510转基因小鼠从1月龄起海马区就出现tau蛋白的磷酸化和寡聚体[14-15]，2.5月龄开始出现tau蛋白的沉积，3月龄就出现神经原纤维缠结(neurofibrillary tangles，NFTs)[16]。除了磷酸化之外，4月龄以后的tau蛋白聚集体中还存在明显的乙酰化、泛素化和硝基化等蛋白修饰[16]。而且从2.5月龄开始，rTg4510小鼠的海马和前脑区域就出现DNA的断裂和细胞凋亡因子caspase-3的激活，进而引起caspase对tau蛋白的截断作用，并加剧tau蛋白的病变[17-18]。除了过表达外源性tau蛋白的相关病变外，从4月龄开始小鼠内源性tau蛋白在神经元和少突胶质细胞内出现异常的聚集[19]。

伴随着磷酸化tau蛋白和神经原纤维缠结的增多，rTg4510转基因模型小鼠从5.5月龄开始出现海马CA1区神经元的变性死亡，而9月龄以上的小鼠会出现大量神经元的变性死亡[20]。此外，rTg4510小鼠还会出现小胶质细胞的激活和神经炎症[21-22]，谷氨酸代谢异常和兴奋性毒性[23]，线粒体缺陷和内质网应激[24-25]；3月龄开始出现轴突运输缺陷，突触丢失和突触功能紊乱[26-27]，海马CA1区锥体神经元兴奋性降低以及皮层神经元网络活性降低等神经电生理的变化等[28-29]。电镜结果显示，从4月龄起海马CA1区神经元和胶质细胞内就出现了明显的超微结构病理表现[30]。在体影像学检测显示，rTg4510小鼠杏仁核和海马区的神经活动明显减少[31]，从5.5月龄开始出现皮层和海马萎缩[32]，以及tau蛋白病变引起的年龄相关的白质受损[33]等病理表现。

2.3 rTg4510小鼠的行为学变化

由于明显的tau蛋白病变及其他病理表现，rTg4510小鼠也在多个行为学测试中表现出认知能力障碍[12, 34-35]和精神状态异常[36]。2.5月龄之后，rTg4510小鼠在Morris水迷宫试验中表现出明显的年龄相关的空间认知障碍，而在给予强力霉素(doxycycline)抑制tau蛋白的过表达后则不出现认知障碍。6月龄rTg4510小鼠未出现运动功能障碍[12]。除水迷宫外，rTg4510小鼠在条件恐惧性试验[36]和Barnes迷宫试验[35]中均显示认知能力的障碍。此外，在旷场试验和高架十字迷宫试验中rTg4510小鼠也表现出了精神异常，这些异常可能与tau病变引起杏仁核受损有关[36]。另外，5.5月龄雌性rTg4510小鼠的认知障碍程度比同月龄的雄性转基因小鼠严重，其原因可能与雌性小鼠中tau蛋白磷酸化等病理表现更为严重有关[37]。

3 rTg4510小鼠模型的应用

由于rTg4510小鼠表现出明显的tau蛋白相关的病变，因此已用于tau蛋白病的发病机制和治疗靶点的研究。有研究发现，rTg4510小鼠脑内tau蛋白寡聚体的含量和可溶性磷酸化tau蛋白的表达增高与该小鼠认知能力的降低呈明显的相关性[16, 38]，而含有神经纤维缠结的神经元仍能够发挥生理功能[39]。此外，有报告应用该模型小鼠研究Aβ寡聚体与tau蛋白病变的关系[40]、caspase剪切的tau蛋白与神经原纤维缠结形成的关系[41]等，为发现新的发病机制和干预靶点提供实验依据。

另外，rTg4510转基因小鼠也用于AD及其他tau蛋白病治疗药物的研究，包括：

(1)Tau蛋白的免疫疗法：有研究给予rTg4510小鼠tau蛋白引发主动免疫，可以降低脑内tau蛋白的含量和神经炎症[42]。侧脑室注射tau蛋白构象相关抗体MC1后，rTg4510小鼠的tau蛋白病理表现以及认知障碍得到改善[43]。有研究者发现，抗磷酸化tau蛋白抗体可以降低rTg4510小鼠脑内和脑脊液中磷酸化tau蛋白的含量[44]。

(2)降低tau蛋白磷酸化：给予GSK2606414(蛋白激酶R样内质网激酶抑制剂)能够降低rTg4510小鼠脑内tau蛋白的磷酸化水平，保护神经元[45]。药物治疗rTg4510小鼠可通过提高tau蛋白的糖基化水平而降低病变tau蛋白的异常聚集和脑脊液中tau蛋白的水平，保护神经元[46-47]。

(3)促进tau蛋白清除，抑制tau蛋白聚集：转录因子EB(TFEB)能够特异性地识别磷酸化和错误折叠的tau蛋白，从而通过激活自噬-溶酶体途径促进tau蛋白的清除进而抑制tau的聚集[48]。组蛋白脱乙酰基酶6(HDAC6)抑制剂治疗可以改善rTg4510小鼠的学习记忆功能，降低tau蛋白的含量，其机制可能与增强微管的稳定性、促进热休克蛋白HSP90降解tau蛋白有关[49]。

(4)抑制神经炎症：趋化因子fractalkine过表达可以抑制rTg4510小鼠脑内tau蛋白病变，降低小胶质细胞激活[50]。纤维素肽段连接的Fe2O3纳米粒治疗老年rTg4510小鼠可以抑制小胶质细胞的激活，降低含有tau蛋白病变的神经元数量，显示了年龄依赖性的药理作用[51]。

(5)其他：利鲁唑通过改善rTg4510小鼠脑内谷氨酸的变化可以减轻tau蛋白的病理表现，提高小鼠的认知功能[52]。磺基苯甲酸衍生物AK1通过抑制sirtuin 2可以减轻rTg4510小鼠神经退行性病变，显示神经保护作用[53]。微管稳定剂BMS-241027能够改善rTg4510小鼠的微管异常、病理改变和认知功能障碍[54]。烟酰胺单核苷酸腺苷转移酶2(NMNAT2)过表达能够拮抗rTg4510小鼠脑中环磷腺苷效应元件结合蛋白(CREB蛋白)活性和nmnat2转录在tau病变中的下调，显示神经保护作用[55]。

4 其他P301L突变tau蛋白转基因动物模型

除了rTg4510转基因小鼠外，还有多个转基因小鼠过表达P301L突变tau蛋白。应用比较广泛的有JNPL3转基因小鼠，以鼠PrP为启动子，在皮层、脑干和脊髓等部位过表达人源0N4R P301L-tau蛋白，表达量为内源性tau蛋白的两倍。JNPL3转基因小鼠随着年龄的增加，出现高度磷酸化tau蛋白的聚集，4.5月龄出现神经原纤维缠结和内涵体，进一步引起轴突的退行性病变和空泡样髓鞘病变等，进而导致小鼠的认知功能障碍[56]。此外，老年JNPL3转基因小鼠的脊髓中还出现进行性的髓鞘脱失等白质病变，从而引起该模型小鼠的运动功能障碍[57]。

还有以鼠Thy1.2为启动子表达人P301L突变2N4R tau的转基因小鼠pR5，在神经系统过表达P301L-tau蛋白[58]。pR5转基因小鼠显示年龄相关的tau蛋白磷酸化和聚集，胶质细胞激活和线粒体功能紊乱，在6月龄时出现神经原纤维缠结，并显示空间认知障碍[59]。转基因小鼠Tau-4R-P301L以鼠Thy-1为启动子，在皮层、海马和脊髓表达4倍于内源性tau的人源P301L-tau蛋白，引起tau相关的病变，并在老年转基因小鼠中表现出认知功能障碍[60]。王艳艳等利用雄原核纤维注射法制备了以Thy-1为启动子的P301L-tau转基因鼠，该小鼠模型脑内tau蛋白表达量增加，并出现空间认知障碍[61]。除此之外，P301L还与其他基因共同构建多转基因动物模型，如3×Tg转基因拟AD小鼠[62]等。

目前已经建立的P301L转基因小鼠，根据启动子不同，P301L突变tau的异构体不同而在发病进程及程度上有一定的差异。而rTg4510转基因小鼠的主要优势在于，P301L-tau蛋白的过表达量较高，因此发病进程较快，并且tau相关病变程度明显。另外大部分P301L转基因小鼠会出现运动相关障碍，而rTg4510小鼠的运动能力未出现明显的降低。

5 结语

目前已经构建了多个P301L突变tau蛋白转基因小鼠模型，并广泛应用于AD及其他tau蛋白病的病理机制和药物研究中。rTg4510转基因小鼠作为在前脑和海马中过表达P301L突变tau蛋白的转基因小鼠，可以引起包括tau蛋白磷酸化等在内的病理表现和认知功能障碍等行为异常。但是目前在应用过程中仍旧存在某些问题，例如rTg4510小鼠表达外源性tau蛋白的含量为内源性tau的13倍，因此主要的病理表现来自于过量tau表达引起的相关病变。对于研究阿尔茨海默病等tau蛋白病来说，该模型并不能完全模拟人体内复杂的疾病过程。此外，某一种疾病模型只是过表达tau蛋白的某一个异构体，而在人体tau蛋白是有多个异构体存在。尽管如此，P301L转基因小鼠仍然在tau蛋白病的机制研究和药物研究中发挥了重要的作用，对于AD等tau蛋白病的新药研发具有重要意义。

[1] Murray ME, Lowe VJ, Graff-Radford NR, et al. Clinicopathologic and11C-Pittsburgh compound B implications of Thal amyloid phase across the Alzheimer’s disease spectrum [J]. Brain, 2015, 138(Pt 5): 1370-1381.

[2] Kontsekova E, Zilka N, Kovacech B, et al. First-in-man tau vaccine targeting structural determinants essential for pathological tau-tau interaction reduces tau oligomerisation and neurofibrillary degeneration in an Alzheimer’s disease model [J]. Alzheimers Res Ther, 2014, 6(4): 44.

[3] Dai CL, Tung YC, Liu F, et al. Tau passive immunization inhibits not only tau but also Aβ pathology [J]. Alzheimers Res Ther, 2017, 9(1): 1.

[4] Dujardin S, Colin M, Buée L. Invited review: Animal models of tauopathies and their implications for research/translation into the clinic [J]. Neuropathol Appl Neurobiol, 2015, 41(1): 59-80.

[5] 王虹, 王蓬文. 阿尔茨海默病转基因小鼠的特点和应用 [J]. 中国实验动物学报, 2009, 17(6): 465-469.

[6] Iqbal K, Alonso Adel C, Chen S, et al. Tau pathology in Alzheimer disease and other tauopathies [J]. Biochim Biophys Acta, 2005, 1739(2-3): 198-210.

[7] Stenson PD, Mort M, Ball EV, et al. The Human Gene Mutation Database: building a comprehensive mutation repository for clinical and molecular genetics, diagnostic testing and personalized genomic medicine [J]. Hum Genet, 2014, 133(1): 1-9.

[8] 米东华, 张本恕, 马爱军. 连锁于17号染色体伴帕金森病的额颞叶痴呆 [J]. 国际遗传学杂志, 2007, 30(1): 72-75.

[9] van Swieten JC, Rosso SM, van Herpen E, et al. Phenotypic variation in frontotemporal dementia and parkinsonism linked to chromosome 17 [J]. Dement Geriatr Cogn Disord, 2004, 17(4): 261-264.

[10] Mirra SS, Murrell JR, Gearing M, et al. Tau pathology in a family with dementia and a P301L mutation in tau [J]. J Neuropathol Exp Neurol, 1999, 58(4): 335-345.

[11] Alonso Adel C, Mederlyova A, Novak M, et al. Promotion of hyperphosphorylation by frontotemporal dementia tau mutations [J]. J Biol Chem, 2004, 279(33): 34873-34881.

[12] Santacruz K, Lewis J, Spires T, et al. Tau suppression in a neurodegenerative mouse model improves memory function [J]. Science, 2005, 309(5733): 476-481.

[13] Bailey RM, Howard J, Knight J, et al. Effects of the C57BL/6 strain background on tauopathy progression in the rTg4510 mouse model [J]. Mol Neurodegener, 2014, 9: 8.

[14] Ramsden M, Kotilinek L, Forster C, et al. Age-dependent neurofibrillary tangle formation, neuron loss, and memory impairment in a mouse model of human tauopathy (P301L) [J]. J Neurosci, 2005, 25(46): 10637-10647.

[15] Berger Z, Roder H, Hanna A, et al. Accumulation of pathological tau species and memory loss in a conditional model of tauopathy [J]. J Neurosci, 2007, 27(14): 3650-3662.

[16] Sahara N, DeTure M, Ren Y, et al. Characteristics of TBS-extractable hyperphosphorylated tau species: Aggregation intermediates in rTg4510 mouse brain [J]. J Alzheimers Dis, 2013, 33(1): 249-263.

[17] Spires-Jones TL, de Calignon A, Matsui T, et al.Invivoimaging reveals dissociation between caspase activation and acute neuronal death in tangle-bearing neurons [J]. J Neurosci, 2008, 28(4): 862-867.

[18] Ramalho RM, Viana RJ, Castro RE, et al. Apoptosis in transgenic mice expressing the P301L mutated form of human tau [J]. Mol Med, 2008, 14(5-6): 309-317.

[19] Ren Y, Lin WL, Sanchez L, et al. Endogenous tau aggregates in oligodendrocytes of rTg4510 mice induced by human P301L tau [J]. J Alzheimers Dis, 2014, 38(3): 589-600.

[20] Spires TL, Orne JD, SantaCruz K, et al. Region-specific dissociation of neuronal loss and neurofibrillary pathology in a mouse model of tauopathy [J]. Am J Pathol, 2006, 168(5): 1598-1607.

[21] Lee DC, Rizer J, Selenica ML, et al. LPS-induced inflammation exacerbates phospho-tau pathology in rTg4510 mice [J]. J Neuroinflam, 2010, 7: 56.

[22] Wes PD, Easton A, Corradi J, et al. Tau overexpression impacts a neuroinflammation gene expression network perturbed in Alzheimer’s disease [J]. PLoS One, 2014, 9(8): e106050.

[23] Kopeikina KJ, Wegmann S, Pitstick R, et al. Tau causes synapse loss without disrupting calcium homeostasis in the rTg4510 model of tauopathy [J]. PLoS One, 2013, 8(11): e80834.

[24] Kopeikina KJ, Carlson GA, Pitstick R, et al. Tau accumulation causes mitochondrial distribution deficits in neurons in a mouse model of tauopathy and in human Alzheimer’s disease brain [J]. Am J Pathol, 2011, 179(4): 2071-2082.

[25] Abisambra JF, Jinwal UK, Blair LJ, et al. Tau accumulation activates the unfolded protein response by impairing endoplasmic reticulum-associated degradation [J]. J Neurosci, 2013, 33(22): 9498-9507.

[26] Majid T, Ali YO, Venkitaramani DV, et al.Invivoaxonal transport deficits in a mouse model of fronto-temporal dementia [J]. Neuroimage Clin, 2014, 4: 711-717.

[27] Kopeikina KJ, Polydoro M, Tai HC, et al. Synaptic alterations in the rTg4510 mouse model of tauopathy [J]. J Comp Neurol, 2013, 521(6): 1334-1353.

[28] Crimins JL, Rocher AB, Luebke JI. Electrophysiological changes precede morphological changes to frontal cortical pyramidal neurons in the rTg4510 mouse model of progressive tauopathy [J]. Acta Neuropathol, 2012, 124(6): 777-795.

[29] Dalby NO, Volbracht C, Helboe L, et al. Altered function of hippocampal CA1 pyramidal neurons in the rTg4510 mouse model of tauopathy [J]. J Alzheimers Dis, 2014, 40(2): 429-442.

[30] Ludvigson AE, Luebke JI, Lewis J, et al. Structural abnormalities in the cortex of the rTg4510 mouse model of tauopathy: a light and electron microscopy study [J]. Brain Struct Funct, 2011, 216(1): 31-42.

[31] Menkes-Caspi N, Yamin HG, Kellner V, et al. Pathological tau disrupts ongoing network activity [J]. Neuron, 2015, 85(5): 959-966.

[32] Holmes HE, Colgan N, Ismail O, et al. Imaging the accumulation and suppression of tau pathology using multiparametric MRI [J]. Neurobiol Aging, 2016, 39: 184-194.

[33] Sahara N, Perez PD, Lin WL, et al. Age-related decline in white matter integrity in a mouse model of tauopathy: aninvivodiffusion tensor magnetic resonance imaging study [J]. Neurobiol Aging, 2014, 35(6): 1364-1374.

[34] Booth CA, Witton J, Nowacki J, et al. Altered intrinsic pyramidal neuron properties and pathway-specific synaptic dysfunction underlie aberrant hippocampal network function in a mouse model of tauopathy [J]. J Neurosci, 2016, 36(2): 350-363.

[35] Hunsberger HC, Rudy CC, Batten SR, et al. P301L tau expression affects glutamate release and clearance in the hippocampal trisynaptic pathway [J]. J Neurochem, 2015, 132(2): 169-182.

[36] Cook C, Dunmore JH, Murray ME, et al. Severe amygdala dysfunction in a MAPT transgenic mouse model of frontotemporal dementia [J]. Neurobiol Aging, 2014, 35(7): 1769-1777.

[37] Yue M, Hanna A, Wilson J, et al. Sex difference in pathology and memory decline in rTg4510 mouse model of tauopathy [J]. Neurobiol Aging, 2011, 32(4): 590-603.

[38] Berger Z, Roder H, Hanna A, et al. Accumulation of pathological tau species and memory loss in a conditional model of tauopathy [J]. J Neurosci, 2007, 27(14): 3650-3662.

[39] Kuchibhotla KV, Wegmann S, Kopeikina KJ, et al. Neurofibrillary tangle-bearing neurons are functionally integrated in cortical circuitsinvivo[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2014, 111(1): 510-514.

[40] Selenica ML, Brownlow M, Jimenez JP, et al. Amyloid oligomers exacerbate tau pathology in a mouse model of tauopathy [J]. Neurodegener Dis, 2013, 11(4): 165-181.

[41] Lin WL, Dickson DW, Sahara N. Immunoelectron microscopic and biochemical studies of caspase-cleaved tau in a mouse model of tauopathy [J]. J Neuropathol Exp Neurol, 2011, 70(9): 779-787.

[42] Selenica ML, Davtyan H, Housley SB, et al. Epitope analysis following active immunization with tau proteins reveals immunogens implicated in tau pathogenesis [J]. J Neuroinflam, 2014, 11: 152.

[43] Schroeder SK, Joly-Amado A, Gordon MN, et al. Tau-directed immunotherapy: a promising strategy for treating Alzheimer’s disease and other tauopathies [J]. J Neuroimmune Pharmacol, 2016, 11(1): 9-25.

[44] Sankaranarayanan S, Barten DM, Vana L, et al. Passive immunization with phospho-tau antibodies reduces tau pathology and functional deficits in two distinct mouse tauopathy models [J]. PLoS One, 2015, 10(5): e0125614.

[45] Radford H, Moreno JA, Verity N, et al. PERK inhibition prevents tau-mediated neurodegeneration in a mouse model of frontotemporal dementia [J]. Acta Neuropathol, 2015, 130(5): 633-642.

[46] Graham DL, Gray AJ, Joyce JA, et al. Increased O-GlcNAcylation reduces pathological tau without affecting its normal phosphorylation in a mouse model of tauopathy [J]. Neuropharmacology, 2014, 79: 307-313.

[47] Hastings NB, Wang X, Song L, et al. Inhibition of O-GlcNAcase leads to elevation of O-GlcNAc tau and reduction of tauopathy and cerebrospinal fluid tau in rTg4510 mice [J]. Mol Neurodegener, 2017, 12(1): 39.

[48] Polito VA, Li H, Martini-Stoica H, et al. Selective clearance of aberrant tau proteins and rescue of neurotoxicity by transcription factor EB [J]. EMBO Mol Med, 2014, 6(9): 1142-1160.

[49] Selenica ML, Benner L, Housley SB, et al. Histone deacetylase 6 inhibition improves memory and reduces total tau levels in a mouse model of tau deposition [J]. Alzheimers Res Ther, 2014, 6(1): 12.

[50] Nash KR, Lee DC, Hunt JB Jr, et al. Fractalkine overexpression suppresses tau pathology in a mouse model of tauopathy [J]. Neurobiol Aging, 2013, 34(6): 1540-1548.

[51] Glat M, Skaat H, Menkes-Caspi N, et al. Age-dependent effects of microglial inhibitioninvivoon Alzheimer’s disease neuropathology using bioactive-conjugated iron oxide nanoparticles [J]. J Nanobiotechnology, 2013, 11: 32.

[52] Hunsberger HC, Weitzner DS, Rudy CC, et al. Riluzole rescues glutamate alterations, cognitive deficits, and tau pathology associated with P301L tau expression [J]. J Neurochem, 2015, 135(2): 381-394.

[53] Spires-Jones TL, Fox LM, Rozkalne A, et al. Inhibition of sirtuin 2 with sulfobenzoic acid derivative AK1 is non-toxic and potentially neuroprotective in a mouse model of frontotemporal dementia [J]. Front Pharmacol, 2012, 3: 42.

[54] Barten DM, Fanara P, Andorfer C, et al. Hyperdynamic microtubules, cognitive deficits, and pathology are improved in tau transgenic mice with low doses of the microtubule-stabilizing agent BMS-241027 [J]. J Neurosci, 2012, 32(21): 7137-7145.

[55] Ljungberg MC, Ali YO, Zhu J, et al. CREB-activity andnmnat2 transcription are down-regulated prior to neurodegeneration, while NMNAT2 over-expression is neuroprotective, in a mouse model of human tauopathy [J]. Hum Mol Genet, 2012, 21(2): 251-267.

[56] Zehr C, Lewis J, McGowan E, et al. Apoptosis in oligodendrocytes is associated with axonal degeneration in P301L tau mice [J]. Neurobiol Dis, 2004, 15(3): 553-562.

[57] Lin WL, Zehr C, Lewis J, et al. Progressive white matter pathology in the spinal cord of transgenic mice expressing mutant (P301L) human tau [J]. J Neurocytol, 2005, 34(6): 397-410.

[58] Götz J, Chen F, Barmettler R, et al. Tau filament formation in transgenic mice expressing P301L tau [J]. J Biol Chem, 2001, 276(1): 529-534.

[59] David DC, Hauptmann S, Scherping I, et al. Proteomic and functional analyses reveal a mitochondrial dysfunction in P301L tau transgenic mice [J]. J Biol Chem, 2005, 280(25): 23802-23814.

[60] Terwel D, Lasrado R, Snauwaert J, et al. Changed conformation of mutant Tau-P301L underlies the moribund tauopathy, absent in progressive, nonlethal axonopathy of Tau-4R/2N transgenic mice [J]. J Biol Chem, 2005, 280(5): 3963-3973.

[61] 王艳艳, 陈汝筑, 朱小南, 等. 含P301L突变的Tau转基因小鼠纯合子品系的建立及鉴定 [J]. 中国应用生理学杂志, 2012, 28(3): 221-224.

[62] 祝艳秋, 张兰. 基于3×Tg-拟阿尔茨海默病小鼠模型的药理学研究进展 [J]. 中国比较医学杂志, 2015, 25(2): 61-66.