毛竹笋竹快速生长期可溶性糖质量分数与PeTPS1/PeSnRK1基因表达分析

李丹丹，许馨露，翟建云，孙建飞，曹友志，高 岩，张汝民

（1.浙江农林大学 林业与生物技术学院，浙江 杭州311300；2.浙江农林大学 省部共建亚热带森林培育国家重点实验室培育基地，浙江 杭州311300）

毛竹笋竹快速生长期可溶性糖质量分数与PeTPS1/PeSnRK1基因表达分析

李丹丹1，许馨露1，翟建云1，孙建飞1，曹友志2，高 岩1，张汝民1

（1.浙江农林大学 林业与生物技术学院，浙江 杭州311300；2.浙江农林大学 省部共建亚热带森林培育国家重点实验室培育基地，浙江 杭州311300）

为探讨毛竹Phyllostachys edulis笋竹快速生长期可溶性糖质量分数变化与PeTPS1和PeSnRK1基因的表达情况，明确它们与毛竹快速生长的关系，采用实时荧光定量聚合酶链式反应（qRT-PCR）分析技术对笋竹快速生长期不同时间（黄昏后0，4和8 h）和不同部位（笋竹上部、中部、下部和竹篼）PeTPS1和PeSnRK1基因表达量进行分析，并采用试剂盒法测定糖质量分数。结果表明：笋竹茎秆上部可溶性糖质量分数变化不显著；黄昏后8 h中部葡萄糖、果糖、蔗糖质量分数与黄昏时相比分别下降了2.2倍、1.4倍和1.6倍；营养储存器官竹蔸中黄昏后8 h葡萄糖、果糖、蔗糖、海藻糖质量分数与黄昏时相比分别下降了1.6倍、1.3倍、1.4倍和1.3倍。笋竹中部黄昏后8 h PeTPS1基因的表达量为下部的4.8倍；黄昏后8 h竹蔸中PeSnRK1基因表达量均显著高于其他部位，为黄昏时的1.7倍。随黄昏时间变化毛竹快速生长过程中不同部位碳水化合物质量分数及其相关调控基因不断变化，可溶性糖不断消耗以供应笋竹快速生长部位的生长，同时PeTPS1基因被上调合成海藻糖以保证充足的碳源，而PeSnRK1基因则呈现出与PeTPS1基因表达相反的变化趋势。推测T6P/SnRK1信号共同调节黑暗中笋竹快速生长，在毛竹快速生长这一关键生理过程中具有重要作用。研究成果为进一步明确毛竹速生生长机制以及指导其他树木的速生和育种具有重要意义。图4表1参35

植物学；毛竹；糖；PeTPS1；PeSnRK1；快速生长

碳水化合物是光合作用的最终产物，不仅为植物体的生长发育和生理代谢提供能量，同时也作为信号分子在物质运输、渗透调节、抵抗胁迫、基因表达等方面起重要作用［1］。樱桃番茄Lycopersicum esculentum var.cerasiforme果实在发育成熟过程中，蔗糖被不断分解，而葡萄糖和果糖逐渐积累［2］。对温州蜜柑Citrus unshiu研究发现［3］，蜜柑果实成熟过程中可食组织中糖不断增加，而果糖激酶活性不断下降。拟南芥Arabidopsis thaliana中编码淀粉降解相关基因的表达受光照时间和生物钟调控，持续黑暗条件下，碳水化合物水平、转录水平和蛋白质水平相互协调，糖促进拟南芥下胚轴伸长［4-5］。海藻糖可以诱导光合器官中调控碳水化合物合成酶的激活［6］，高浓度海藻糖抑制拟南芥根中碳水化合物分配，抑制根的伸长［7］；逆境条件下植物体内海藻糖含量增加以抵抗胁迫［8］。WINGLER等［9］发现海藻糖通过调节糖调控基因的表达影响拟南芥幼苗的生长代谢。海藻糖磷酸合成酶（trehalose-6-phosphate synthase,TPS1）作为一种信号来调控海藻糖-6-磷酸（T6P）的合成，T6P通过磷酸海藻糖磷酸酶（TPP）转化为海藻糖，从而促进植物的生长发育［10］。 对水稻 Oryza sativa［11］， 烟草 Nicotiana tabacum［12］和小麦 Triticum aestivum［13］等植物幼苗研究发现：植物体通过调控TPS1基因的表达来增加体内海藻糖质量分数，从而提高其抗逆性。植物蔗糖非发酵-1-型相关蛋白激酶1（sucrose non-fermenting-1（SNF1）-related kinase 1,SnRK1）是植物中糖信号调控的一种关键激酶，广泛参与植物的细胞周期调控、生长发育、病虫害防御、激素信号传导和非生物胁迫等各种信号的应答反应［14］。能量匮乏条件下，拟南芥SNF1相关蛋白激酶催化亚基KIN10和KIN11促进合成代谢基因的表达，抑制分解代谢基因的表达以响应胁迫［15］。反义表达SnRK1马铃薯Solanum tuberosum叶片丧失蔗糖合成酶的转录功能［16］；对水稻和拟南芥研究发现：SnRK1活性的高低严重影响着胁迫诱导型基因的表达，从而增强植物抗逆性［17］。植物中可溶性糖和SnRK1一同作为生物发育的糖信号调控物质，与糖信号途径相互作用。能量缺乏时，SnRK1抑制植物体生长，T6P通过抑制SnRK1的表达来调控基因的表达，保证植物在营养缺乏逆境条件下能够存活生长［18］。ZHANG等［19］研究发现，微摩尔浓度的T6P就可以抑制拟南芥幼苗及其他植物幼嫩组织SnRK1活性。葡萄糖和蔗糖可以缓解高浓度海藻糖对植物生长的抑制作用，蔗糖和海藻糖在糖感受调控基因的表达中有相似的作用，海藻糖能代替蔗糖，调控碳水化合物的代谢［20］。蔗糖调控基因SnRK1与海藻糖相互作用，调控植物碳代谢、基因表达，为植物的生长发育及其代谢提供保证［21］。毛竹Phyllostachys edulis是重要的经济资源、造园材料，关于毛竹的研究目前主要集中在茎秆解剖结构［22］、不同生长期茎秆色素含量［23］、快速生长期水势变化［24］、基因组学及快速生长期节间伸长相关蛋白的表达［25-26］等方面，尚未有关于毛竹快速高生长过程中糖代谢的研究。本研究以快速生长期毛竹笋竹为实验材料，分析毛竹中可溶性糖质量分数及PeSnRK1，PeTPS1基因的表达情况，研究其表达差异性，以期探索毛竹生长过程中糖调控基因如何调控碳水化合物来指导幼笋的快速生长，为毛竹及其他树种的快速生长机制的阐述提供新的理论依据。

1 材料与方法

1.1 试验地概况

供试材料毛竹采自浙江农林大学毛竹示范基地， 地理位置为 29°56′～30°23′N， 118°51′～119°52′E，属中亚热带季风气候区，四季分明，温暖湿润，年平均气温为16.4℃，气候特点为春多雨，夏湿热，秋气爽，冬干冷，年平均降水量为1 628.6 mm，年平均日照时数1 847.3 h。森林覆盖率为76.5%。

1.2 材料

2015年4月，在浙江农林大学毛竹试验基地挑选生长健壮的2 m高毛竹笋竹，以18：00为黄昏时，分别于黄昏后0，4，8 h取材。选取3株生长健壮的笋竹3株·次-1，从基部将其伐倒，挖出竹蔸，将地上部分平均分成3段，各段取中间1节记为上部、中部、下部，并对竹蔸中间位置进行取样，将样品迅速放进液氮中冷冻，存于-80℃备用。

1.3 可溶性糖测定

葡萄糖、果糖和蔗糖质量分数测定：称取0.5 g笋竹于研钵中研磨，加蒸馏水8.0 mL，80℃恒温水浴30 min，冷却，定容10.0 mL。离心（3 000 g，5 min），上清液为可溶性糖提取液。葡萄糖、果糖和蔗糖质量分数采用可溶性糖试剂盒（南京建成科技有限公司）测定。重复5次·样品-1。

海藻糖质量分数测定：参考苏州科铭生物技术有限公司海藻糖试剂盒，加入5.0 mL提取液，称取0.5 g笋竹于研钵中冰浴研磨，室温静置45 min，常温下8 000 g离心10 min，取上清。取60 μL样本和240.0 μL工作液至EP管中，95℃水浴10 min，自然冷却至室温后，取200.0 μL至96孔板中，620 nm波长下测定吸光度D（λ）值。重复5次·样品-1。

1.4 毛竹笋竹总RNA的分离纯化以及cDNA合成

称取0.5 g笋竹，使用改进Trizol法进行总核糖核酸（RNA）提取。使用分光光度计检测样品RNA的纯度，并用琼脂糖电泳检测RNA的完整性。以上述RNA为模板，冰上配置10.0 μL实时荧光定量聚合酶链式反应（qRT-PCR）体系：包括5×Prime Script RT Master Mix 2.0 μL，总 RNA 500 ng，加去RNA酶的水（RNase Free H2O）至总体积10.0 μL。置于PCR仪中，37℃孵育15 min，85℃加热5 s。反转录得到的cDNA存于-20℃用于实时荧光定量分析。

1.5 笋竹PeTPS1及PeSnRK1基因全长cDNA克隆

根据毛竹基因组数据库中PeTPS1和PeSnRK1基因序列设计基因全长及定量引物，选择毛竹PeNTB基因作为荧光定量的内参基因，引物设计使用Primer 5.0软件，并由上海生工合成以此设计特异性引物（表1），扩增这2个基因的系列片段。扩增程序为：94℃ 5 min；94℃ 30 s，60℃ 30 s，72℃ 30 s，共35个循环；72℃10 min。质量分数为1.0%的琼脂糖凝胶电泳分离PCR扩增产物。回收纯化目的条带，连接到pMD19-T载体上并转化至大肠埃希菌Escherichia coli（DH5α），菌落PCR鉴定阳性克隆后提取质粒，送往上海生工生物工程服务有限公司测序。

表1 本研究所用的引物名称Table 1 PCR primers used in this study

1.6 PeTPS1及PeSnRK1反转录产物的基因表达分析

采用 TaKaRa公司 SYBR Premix Ex TaqTM（perfect real time）试剂盒，20.0 μL 反应体系中包含 10.0 μL SYBR Premix Ex TaqTM，0.8 μL正向引物，0.8 μL反向引物，2.0 μL反转录cDNA模版，6.4 μL灭菌蒸馏水。反应于Bio-Rad CFX manager 3.1 PCR仪上进行，以内参为对照，平行反应做5次·样品-1。采用两步法扩增标准程序：95℃预变性3 min，95℃10 s，60℃30 s，39次循环。反应完成后，得到含所有样品的记录点曲线，得出循环阈值（Ct值）。

1.7 数据处理

所得初始数据均经软件进行整理，荧光定量数据按照公式计算：相对表达量＝2-ΔΔCt［27］，使用内参基因校正拷贝数，利用Origin 9.0软件进行统计分析和作图。

2 结果与分析

2.1 毛竹笋竹快速生长过程中可溶性糖质量分数变化

笋竹可溶性糖质量分数变化分析表明，黄昏后0 h到8 h，笋竹中部、下部和竹蔸蔗糖质量分数随黄昏时间的增加均呈现逐渐下降的趋势，其中黄昏后4 h，中部、下部和竹蔸蔗糖质量分数极显著下降（P＜0.01）；黄昏后8 h蔗糖消耗量极显著高于黄昏时（P＜0.01）；上部各时间蔗糖质量分数变化无显著差异（图1A）。黄昏后笋竹果糖与蔗糖质量分数变化相似，黄昏时，笋竹中部、下部和竹蔸果糖质量分数最高，夜间整体呈现逐渐下降的趋势；黄昏时竹蔸中果糖质量分数最高，为上部的1.6倍，上部随黄昏时间增加果糖质量分数变化不显著（图1B）。葡萄糖质量分数变化如图1C所示，笋竹上部葡萄糖质量分数呈逐渐上升的趋势，黄昏后8 h达到最大值，此时葡萄糖质量分数为黄昏时1.2倍，中部、下部、竹蔸葡萄糖质量分数随时间变化均呈现极显著下降的趋势（P＜0.01），黄昏时葡萄糖质量分数分别为黄昏后8 h的2.2倍、1.4倍和1.6倍。毛竹笋竹快速生长期海藻糖质量分数变化见图1D。黄昏时，竹蔸海藻糖质量分数为1.45 mg·g-1，分别为下部、中部、上部的1.3倍、1.2倍和2.0倍；黄昏后4 h，笋竹下部、中部海藻糖质量分数极显著升高（P＜0.01），均高于上部；笋竹下部海藻糖质量分数呈现先上升再下降的的趋势，在黄昏后4 h达到最大值。

上述结果表明：毛竹笋竹各部位中蔗糖、果糖、葡萄糖、海藻糖质量分数变化在不同时间内具有相似的表达模式。夜间笋竹中部和下部处于快速生长期，需要消耗大量碳水化合物，上部基本不生长，可溶性糖质量分数变化不显著；竹蔸是笋竹快速生长期能量的暂存和周转的重要部位，可溶性糖质量分数一直较高。

2.2 笋竹PeTPS1及PeSnRK1基因cDNA全长克隆及验证

以确定纯度和完整度较好的毛竹总RNA的反转录产物cDNA为模板，用普通PCR扩增笋竹PeTPS1及PeSnRK1基因全长，对扩增产物进行质量分数为1%琼脂糖凝胶电泳检测（图2），条带清晰且单一，获得与预期片段大小一致、长度分别为1 440 bp和1 476 bp扩增产物。

图1 毛竹不同部位可溶性糖变化Figure 1 Changes of bamboo shoots soluble sugar mass fraction in different parts of Phyllostachys edulis

图2 毛竹PeTPS1及PeSnRK1基因cDNA扩增电泳图Figure 2 Electrophoresis map of Phyllostachys edulis PeTPS1 and PeSnRK1 amplification on 1%agarose gel

2.3 毛竹笋竹快速生长过程中PeTPS1基因表达模式

黄昏后笋竹PeTPS1表达量变化如图3所示。笋竹竹蔸与其他部位相比PeTPS1表达丰度较高，中部和上部PeTPS1表达丰度次之，下部表达量最低。黄昏后4 h笋竹竹蔸PeTPS1表达量达到极显著水平（P＜0.05），分别是下部、中部和上部的9.0倍、2.4倍和2.5倍。下部PeTPS1表达量在整个夜间随时间变化被不同程度下调，黄昏时PeTPS1表达量较高，分别为4 h和8 h的3.2倍；中部和上部PeTPS1基因具有相同的表达模式，黄昏时表达丰度较低，黄昏后8 h转录水平达到高峰。上述结果表明：竹蔸在毛竹快速生长阶段为其他部位提供碳源，笋竹下部已完成初生生长，海藻糖需求量小，PeTPS1基因表达量低。

2.4 毛竹笋竹快速生长过程中PeSnRK1基因表达模式

快速生长的毛竹笋竹PeSnRK1基因表达情况如图4所示。从基部到顶部不同节间PeSnRK1表达量呈先下降再上升的趋势，竹蔸表达丰度最高。上部和中部具有相同的表达模式，黄昏后4 h PeSnRK1表达量下降，黄昏后8 h又呈现上升的趋势。下部和竹蔸PeSnRK1基因转录水平变化相同，黄昏后4 h PeSnRK1基因表达量显著上升，转录水平达到高峰；黄昏后8 h PeSnRK1基因表达量又迅速下降，黄昏后4 h竹蔸种PeSnRK1基因表达量分别是下部、中部和上部的1.3倍、5.2倍和2.8倍。上述结果表明：黑暗条件下，快速生长期的毛竹笋竹中竹蔸和下部已停止生长或生长缓慢，PeSnRK1表达量较高，中部处于快速生长期，PeSnRK1表达丰度相对较低，上部生长速度不明显。

图3 笋竹PeTPS1基因在不同部位的定量分析Figure 3 Change of bamboo shoots PeTPS1 relative expression in different parts of Phyllostachys edulis

图4 笋竹PeSnRK1基因在不同部位的定量分析Figure 4 Change of bamboo shoots PeSnRK1 relative expression in different parts of Phyllostachys edulis

3 讨论

3.1 毛竹快速生长与可溶性糖质量分数变化关系

糖是植物光合作用的产物，呼吸作用的底物，糖类的合成与分解影响植物体内糖分的运输，作为一种信号分子调节植物的生长发育过程［28］。例如，葡萄糖和蔗糖可以缓解高浓度海藻糖对植物生长的抑制作用，蔗糖和海藻糖在糖感受调控基因的表达中有相似的作用，海藻糖能代替蔗糖，调控碳水化合物的代谢［29］。笋竹茎秆处于快速生长阶段，本研究中，笋竹上部生长发育、老化较晚，主要进行初生生长，耗能较低，可溶性糖质量分数几乎没有变化；中部和下部作为同化产物的利用组织代谢活力大幅度上调，随时间的变化蔗糖、果糖、葡萄糖质量分数均显著下降，而海藻糖质量分数处于上升的趋势，可能是因为中部处于显著伸长期，需要消耗更多的碳水化合物，合成海藻糖以补充能量；黄昏后8 h与4 h相比，可溶性糖及海藻糖质量分数下降均不显著，其原因可能是下部生长逐渐缓慢，所需能量减少；竹蔸作为输出同化产物的 “源”输出被上调，黄昏后4 h可溶性糖质量分数显著下降，合成大量T6P以维持竹蔸的生命活动，供应地上部分的快速生长。这与董丽娜［22］结论相似，笋竹各节的伸长活动自下而上，按慢—快—慢的规律，以节间为生长单位进行生长。

3.2 毛竹快速生长与相关基因表达量关系

能量缺乏时，T6P通过抑制SnRK1的表达来调控基因的表达，保证植物在逆境条件下能够存活生长［18］。丁菲等［30］对茶树不同器官中TPS表达量的研究发现不同组织中TPS表达量不同，而这种差异可能是由于组织和器官的生存环境、空间位置、发育状况及代谢活动的不同造成的。在我们的研究中，笋竹各部位PeTPS1基因的表达随时间的变化呈现升高—降低—再升高的趋势。T6P作为一种信号整合由SnRK1调控的碳代谢、酶反应以及相关基因表达重排，从而调控植物的生长发育［31］。例如，拟南芥中Akinl0过量表达会诱导TPS1基因表达［32］，通常蔗糖通过促进T6P的积累来抑制SnRK1活性，植物生长发育过程中细胞内蔗糖不断被水解为果糖和葡萄糖，而SnRK1被高水平蔗糖或低水平葡萄糖激活［14］。本研究中，笋竹上部几乎不生长，随时间变化PeTPS1及PeSnRK1基因表达量几乎没有变化。正常条件下植物体内SnRK1水平较低，高水平SnRK1抑制植物生长［33］，ZHANG等［19］研究发现，微摩尔浓度的T6P就可以抑制拟南芥幼苗及其他植物幼嫩组织提取物中SnRK1活性。我们的结果显示，笋竹中部随时间的变化PeTPS1表达量呈逐渐上升的趋势，此时PeSnRK1表达量最低；下部已基本完成节间生长，PeSnRK1表达量与上部、中部相比较高，而PeTPS1相对表达量较低，可能是因为下部已完成基本生长，T6P失去对PeSnRK1活性的抑制作用［19］；竹蔸是毛竹供应维持生长的碳水化合物的核心部位，需要分解白天储存的淀粉以供应其夜间生长，因此，黄昏后竹蔸中PeSnRK1表达量处于最高。PeTPS1基因表达量呈现出与海藻糖变化相同的趋势，说明毛竹快速生长过程中PeTPS1调控海藻糖的合成。黄昏后4 h竹蔸中PeSnRK1基因被激活，表达量达到峰值，可能是因为夜间毛竹不能进行光合作用，而PeSnRK1的表达则通过T6P含量进行调控。PeTPS1/PeSnRK1基因均存在组织特异性表达，基因的调控表达受不同发育时期的影响。

TPS1不仅参与植物体海藻糖的合成，而且调控糖酵解途径。蔗糖调控基因SnRK1与海藻糖相互作用，调控植物碳代谢及相关基因表达，为植物的生长发育及其代谢提供保证［21］。高蔗糖/低葡萄糖情况下SnRK1被激活，诱导分解代谢基因的表达，激活淀粉合成途径关键酶［34］。本研究中，SnRK1的标记基因TPS1被SnRK1抑制，通过海藻糖上调，这与TSAI等［35］研究结果相似，T6P/SnRK1信号同时参与植物的代谢调控及基因表达调控。笋竹上部伸长生长较慢，对可溶性糖需求量小，糖质量分数及其调控基因变化不显著，PeSnRK1表达量水平较高；黄昏后笋竹中部葡萄糖、蔗糖和海藻糖质量分数较多，PeTPS1表达水平较高，T6P的浓度可能会比较高，进而抑制PeSnRK1的表达量及活性。植物通过调节T6P水平来调控体内蔗糖质量分数，从而促进幼苗在低蔗糖水平下的生长发育［11］，中部伸长生长快，可溶性糖消耗较多，PeSnRK1表达量水平较低；竹蔸作为储藏分配碳水化合物的重要部位，黄昏后4 h可溶性糖质量分数显著下降，PeTPS1基因表达量被上调，合成T6P以维持竹蔸的生命活动，供应地上部分的快速生长。综上所述，毛竹快速生长过程中糖调控相关基因之间交错调控共同控制糖分的分配与运输，以保证笋竹的快速生长，T6P/SnRK1信号通路作为必要的生长机制调，在毛竹笋竹快速生长发育过程的起到重要的调控作用。

通过对快速生长期毛竹笋竹夜间各部分可溶性糖质量分数及PeTPS1和PeSnRK1基因在多个部位中表达的分析可知，笋竹养料储存部位竹蔸可溶性糖质量分数及相关基因表达量始终处于较高的水平；笋竹中部和下部处于快速生长期，可溶性糖质量分数随时间变化不断下降，快速伸长期部位中PeSnRK1基因的表达呈现与PeTPS1相反的模式；上部生长发育缓慢，可溶性糖质量分数及PeTPS1和PeSnRK1基因表达无显著变化。结合上述研究，本实验认为T6P/SnRK1信号通路通过调节毛竹各部位糖质量分数的分配进而调控笋竹的快速生长。T6P/SnRK1信号通路在植物生长发育中的生物学功能还需要进一步研究。

［1］ DIETZE M C,SALA A,CARBONE M S,et al.Nonstructural carbon in woody plants ［J］.Annu Rev Plant Biol,2014,65（1）:667-687.

［2］ ROUNIS V,SKARMOUTSOS K,TSANIKLIDIS G,et al.Seeded and parthenocarpic cherry tomato fruits exhibit similar sucrose,glucose,and fructose levels,despite dissimilarities in UGPase and SPS gene expression and enzyme activity ［J］.J Plant Growth Regul,2015,34（1）:47-56.

［3］ 秦巧平，张上隆，陈俊伟，等.温州蜜柑果实发育期间果糖激酶与糖积累的关系［J］.植物生理与分子生物学学报， 2004， 30（4）： 435-440.QIN Qiaoping,ZHANG Shanglong,CHEN Junwei,et al.The relationship of fructokinase and sugar accumulation during fruit development in satsuma mandarin ［J］.J Plant Physiol Mol Biol,2004,30（4）:435-440.

［4］ LU C A,LIN C C,LEE K W,et al.The SnRK1A protein kinase plays a key role in sugar signaling during germination and seedling growth of rice ［J］.Plant Cell,2007,19（8）:2484-2499.

［5］ ZHANG Yongqiang,HE Junxian.Sugar-induced plant growth is dependent on brassinosteroids ［J］.Plant Sign Behav,2015,10（12）:1-3.

［6］ MÜLLER J,AESCHBACHER R A,SPRENGER N,et al.Disaccharide-mediated regulation of sucrose:fructan-6-fructosyltransferase,a key enzyme of fructan synthesis in barley leaves ［J］.Plant Physiol,2000,123（1）:265-274.

［7］ WINGLER A,FRITZIUS T,WIEMKEN A,et al.Trehalose induces the ADP-glucose pyrophosphorylase gene,ApL3 and starch synthesis in Arabidopsis ［J］.Plant Physiol,2000,124（1）:105-114.

［8］ IORDACHESCU M,IMAI R.Trehalose biosynthesis in response to abiotic stresses ［J］.J Integr Plant Biol,2008,50（10）:1223-1229.

［9］ WINGLER A,DELATTE T L,O’HARA L E,et al.Trehalose 6-phosphate is required for the onset of leaf senescence associated with high carbon availability ［J］.Plant Physiol,2012,158（3）:1241-1251.

［10］ SCHLUEPMANN H,PELLNY T,van DIJKEN A,et al.Trehalose 6-phosphate is indispensable for carbohydrate utilization and growth in Arabidopsis thaliana ［J］.Proc Nat Acad Sci,2003,100（11）:6849-6854.

［11］ HENRY C,BLEDSOE S W,GRIFFITHS C A,et al.Differential role for trehalose metabolism in salt-stressed maize［J］.Plant Physiol,2015,169（2）:1072-1089.

［12］ KARIM S,ARONSSON H,ERICSON H,et al.Improved drought tolerance without undesired side effects in transgenic plants producing trehalose ［J］.Plant Mol Biol,2007,64（4）:371-386.

［13］ 丁顺华，李艳艳，王宝山.外源海藻糖对小麦幼苗耐盐性的影响［J］.西北植物学报，2005，25（3）：513-518.DING Shunhua,LI Yanyan,WANG Baoshan.Effect of exogenous trehalose on salt tolerance of wheat seedlings ［J］.Acta Bot Boreal-Occident Sin,2005,25（3）:513-518.

［14］ HALFORD N G,HEY S,JHURREEA D,et al.Metabolic signalling and carbon partitioning:role of Snf1-related（SnRK1） protein kinase ［J］.J Exp Bot,2003,54（382）:467-475.

［15］ BAENA-GONZÁLEZ E,ROLLAND F,THEVELEIN J M,et al.A central integrator of transcription networks in plant stress and energy signaling ［J］.Nature,2007,448（7156）:938-942.

［16］ PURCELL P C,SMITH A M,HALFORD N G.Antisense expression of a sucrose non-fermenting-1-related protein kinase sequence in potato results in decreased expression of sucrose synthase in tubers and loss of sucrose-inducibility of sucrose synthase transcripts in leaves ［J］.Plant J,1998,14（2）:195-202.

［17］ CHO Y H,HONG J W,KIM E C,et al.Regulatory functions of SnRK1 in stress-responsive gene expression and in plant growth and development［J］.Plant Physiol,2012,158（4）:1955-1964.

［18］ NUNES C,O’HARA L E,PRIMAVESI L F,et al.The trehalose 6-phosphate/SnRK1 signaling pathway primes growth recovery following relief of sink limitation ［J］.Plant Physiol,2013,162（3）:1720-1732.

［19］ ZHANG Yuhua,PRIMAVESI L F,JHURREEA D,et al.Inhibition of SNF1-related protein kinase1 activity and regulation of metabolic pathways by trehalose-6-phosphate ［J］.Plant Physiol,2009,149（4）:1860-1871.

［20］ PAUL M J,PRIMAVESI L F,JHURREEA D,et al.Trehalose metabolism and signaling ［J］.Annu Rev Plant Biol,2008,59（1）:417-41.

［21］ PAUL M J,JHURREEA D,ZHANG Y H,et al.Up regulation of biosynthetic processes associated with growth by trehalose 6-phosphate ［J］.Plant Sign Behav,2010,5（4）:386-392.

［22］ 董丽娜.毛毛竹秆茎高生长的发育解剖研究［D］.南京：南京林业大学，2007.DONG Lina.Studies on Developmental Anatomy of Elongated Growth about Bamboo Culms ［D］.Nanijing:Nanjing Forestry University,2007.

［23］ 刘琳，王玉魁，王星星，等.毛竹出笋后快速生长期茎秆色素含量与反射光谱的相关性［J］.生态学报，2013， 33（9）： 2703-2711.LIU Lin,WANG Yukui,WANG Xingxing,et al.Correlation between pigment content and reflectance spectrum of Phyllostachys pubescens stems during its rapid growth stage ［J］.Acta Ecol Sin,2013,33（9）:2703-2711.

［24］ 袁佳丽，温国胜，张明如，等.毛竹快速生长期的水势变化特征［J］.浙江农林大学学报，2015，32（5）：722-728.YUAN Jiali,WEN Guosheng,ZHANG Mingru,et al.Water potential with Phyllostachys edulis in its fast-growth periods ［J］.J Zhejiang A ＆ F Univ,2015,32（5）:722-728.

［25］ PENG Zhenhua,LU Ying,LI Lubin,et al.The draft genome of the fast-growing non-timber forest species moso bamboo （Phyllostachys heterocycla） ［J］.Nat Genet,2013,45（4）:456-461.

［26］ CUI Kai,HE Caiyun,ZHANG Jianguo,et al.Temporal and spatial profiling of internode elongation-associated protein expression in rapidly growing culms of bamboo ［J］.J Proteome Res,2012,11（4）:2492-2507.

［27］ LIVAK K J,SCHMITTGEN T D.Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2-ΔΔCtmethod ［J］.Methods,2001,25（4）:402-408.

［28］ SHEEN J,ZHOU L,JANG J C.Sugars as signaling molecules ［J］.Curr Opin Plant Biol,1999,2（5）:410-418.

［29］ PAUL M J,PRIMAVESI L F,JHURREEA D,et al.Trehalose metabolism and signaling ［J］.Annu Rev Plant Biol,2008,59（1）:417-41.

［30］ 丁菲，庞磊，李叶云，等.茶树海藻糖-6-磷酸合成酶基N（CsTPS）的克隆及表达分析［J］.农业生物技术学报，2012， 20（11）： 1253-1261.DING Fei,PANG Lei,LI Yeyun,et al.Cloning and expression analysis of trehalose-6-phosphate synthase gene（CsTPS） from tea plant（Camellia sinensis （L.） O.Kuntz） ［J］.J Agric Biotechnol,2012,20（11）:1253-1261.

［31］ LAWLOR D W,PAUL M J.Source/sink interactions underpin crop yield:the case for trehalose-6-phosphate/SnRK1 in improvement of wheat［J］.Front Plant Sci,2014,5（418）:1-14.doi:10.3389/fpls.2014.00418.

［32］ GLINSKI M,WECKWERTH W.Differential multisite phosphorylation of the trehalose-6-phosphate synthase gene family in Arabidopsis thaliana:a mass spectrometry-based process for multiparallel peptide library phosphorylation analysis ［J］.Mol Cellul Prot,2005,4（10）:1614-1625.

［33］ POKHILKO A,EBENHÖH O.Mathematical modelling of diurnal regulation of carbohydrate allocation by osmo-related processes in plants ［J］.J Royal Soc Interface,2015,12（104）:1-11.doi:10.1098/rsif.2014.1357.

［34］ GEIGENBERGER P.Regulation of starch biosynthesis in response to a fluctuating environment ［J］.Plant Physioly,2011,155（4）:1566-1577.

［35］ TSAI A Y,GAZZARRINI S.Trehalose-6-phosphate and SnRK1 kinases in plant development and signaling:the emerging picture ［J］.Front Plant Sci,2014,5（119）:1-11.doi:10.3389/fpls.2014.00119.

Soluble sugar content and PeTPS1/PeSnRK1 gene expression in Phyllostachys edulis during rapid growth

LI Dandan1,XU Xinlu1,ZHAI Jianyun1,SUN Jianfei1,CAO Youzhi2,GAO Yan1,ZHANG Rumin1
（1.School of Forestry and Biotechnology,Zhejiang A ＆ F University,Hangzhou 311300,Zhejiang,China;2.State Key Laboratory of Subtropical Silviculture,Zhejiang A ＆ F University,Hangzhou 311300,Zhejiang,China）

To discuss expression of the PeTPS1/PeSnRK1 gene and soluble sugar mass fraction in different parts of Phyllostachys edulis bamboo during the process of rapid growth and to clarify their relationship with this rapid growth,the relative expression of PeTPS1 and PeSnRK1 in the bamboo stump and the lower,middle,and upper parts of the Ph.edulis bamboo shoot were analyzed at sunset （0 h）,4 h,and 8 h after sunset using the quantitative reverse-transcriptase polymerase chain reaction （qRT-PCR）analysis technique.Also,the mass fraction of soluble sugars was analyzed by the kit method.Results showed that the soluble sugar mass fraction in the upper part of the bamboo shoot did not change.The mid-section of the bamboo shoot mass fraction at 8 h after dusk compared to sunset was lower 2.2 times for glucose,1.4 times for fructose,and 1.6 times for sucrose.Nutrient storage mass fractions in the bamboo stump at 8 h after sunset compared to 8 h after sunset was lowerfor glucose （1.6 times）,fructose （1.3 times）,sucrose （1.4 times）,and trehalose （1.3 times）.Expression of the PeTPS1 gene in the middle of the bamboo shoot was 4.8 times lower than in the lower part of the bamboo shoot.Expression of the PeSnRK1 gene in the bamboo stump compared to the other parts was higher at 8 h after sunset and was 1.7 times higher compared to dusk.These results could provide new insights into the mechanism of rapid growth of Ph.edulis as well as direct fast-growth and breeding of other trees.［Ch,4 fig.1 tab.35 ref.］

botany;Phyllostachys edulis;trehalose;PeTPS1;PeSnRK1;rapid growth

S718.3

A

2095-0756（2017）06-1016-08

10.11833/j.issn.2095-0756.2017.06.007

2016-11-23；

2017-01-12

国家自然科学基金资助项目（31570686，30972397）

李丹丹，从事植物生理生态学研究。E-mail：hutaoqiu1112@126.com。通信作者：曹友志，讲师，博士，从事林木分子生物学等研究。E-mail：yzcao@zafu.edu.cn