人参皂苷生物合成研究进展

林彦萍++张美萍++王康宇++孙春玉++王义

[摘要]人参为五加科多年生草本植物，驰名中外的名贵药材，人参的主要活性成分为人参皂苷，大体上可以分为3种：齐墩果烷型、原人参二醇（PPD）和原人参三醇（PPT）。人参皂苷具有抗血栓、抗疲劳、抗衰老、控制肿瘤、增强免疫力等诸多作用。关于人参皂苷的研究已深入到药理、药效和生物合成等各个方面，并有很大的提升，该研究对近年来发表的关于人参皂苷生物合成的相关文章进行总结与综述，为人参皂苷的研究提供一定的指导和参考。

[关键词]人参； 人参皂苷； 生物合成

Research achievements on ginsenosides biosynthesis from Panax ginseng

LIN Yanping， ZHANG Meiping， WANG Kangyu， SUN Chunyu， WANG Yi*

（College of Life Science， Jilin Agricultural University， Changchun 130118， China）

[Abstract]Panax ginseng is one of the famous rare medicinal herbs， and ginsenosides are the main active ingredient of ginseng is ginsenosideThey can be divided into three chemotypes： oleanane type， protopanaxadiol （PPD） type and the protopanaxatriol （PPT）type Ginsenosides possess antithrombotic， antifatigue， antiaging， cancer control， strengthening the immune system and many other effects Rrogress has remarkably been made in pharmacology， efficacy and blosynthesis of ginsenosidesThis review covers the recent research achievements of ginsenasides， which would be helpful for the relevant researchers to get useful information

[Key words]Panax ginseng； ginsenosides； biosynthesis

doi：10.4268/cjcmm20162302

人参为五加科Panax ginseng CA Meyer植物家族中最有价值的药用植物之一，利用人参的历史始于4 500年前，其首次纪录是在2 000年前。目前分布在世界各地的35个国家，亚洲国家是其中要分部区，如中国，韩国等[1]。人参可应用于农产品，食品，膳食补充剂，保健品和药品等，人参的质量鉴定是以亚洲人参的国际质量标准作为标准，并于2009年成立了相应的食品法典委员会[2]。在亚洲国家中，中国作为人参的主产国，有着丰富的人参资源，吉林省人参产量占据了中国人参产量的绝大部分，约为85%以上，占据世界人参产量的70%左右。从而使人参成为人参药物化学，遗传学和基因组学研究，许多其他药用植物的模式种[3]。

随着人参人工栽培规模的不断扩大，生产管理技术不到位，农药使用不合理等情况，致使人参生长期病虫害发生普遍，已严重的影响到了人参的产量和品质。为了解决这些难题，需要采用调整栽培技术等一系列措施以改善植物生长环境条件，创造不适于有害生物生存繁衍的条件，以减少或防治病虫害的发生。同时应用化学农药或生物防治来防治病虫害。通过努力近年来，在人参栽培技术，病害防治方面也都取得了一些成果[4]，但这些还不能全面改良人参的产量和品质，还要对其有效成分进行质量的控制，以提高人参的药用价值及商业价值。

人参有效成分中人参皂苷是含量最高的之一，人参皂苷用作药物的传统已经超过2 000年[57]。人参皂苷的生物合成发生在人参大部分的组织器官中，包括根，茎，叶和果，迄今为止，150多个天然人参皂苷已从人参属植物中分离，包括Ro， Rb1， Rb2， Rb3， Rc， Rd， Re， Rf， Rg1， Rg2， Rg3， Rh1等，基于它们的糖苷配基的骨架可分成2组，即达玛烷型和齐墩果烷型。达玛烷型皂苷根据苷元可分为3个类型：20S原人参二醇（PPD），20S原人参三醇（PPT）和拟人参皂苷[8]。人参皂苷具有抗血栓、抗疲劳、抗衰老、镇痛、抑制中枢神经、增强记忆力、改善心脑缺血、阻止肿瘤血管新生、控制肿瘤移动、增强免疫力等作用[9]。

人参中其他有效成分的研究也日趋增多，人参多糖的研究，可以追溯到20世纪60年代中期，最初的研究表明，人参根中含有 78%～100%碱溶性多糖和 387%的水溶性多糖。大量资料显示[10]，人参多糖具有良好的生理和药理活性，主要有抗补体活性，降血糖，免疫调节活性、抗肿瘤、保护细胞活性等作用。此外，人参中还有一些其他的活性成分，例如低聚糖，多肽，氨基酸和脂溶性成分，研究表明[11]，人参中含有氨基酸的种类达 17种以上，含量最高的是精氨酸，谷氨酸、天门氨酸和脯氨酸次之，含量最低的是脯氨酸和蛋氨酸。脂溶性成分为棕色粘稠状液体，包括脂肪油类和有机酸、聚乙炔醇化合物、甾醇类、挥发油等。

1人参皂苷生物合成研究进展

尽管人参皂苷药理学研究已经非常成熟，其合成酶及合成的機制在很大程度上仍然有待探索，目前有很多关于人参皂苷的生物合成及生产等方面的研究。

通常，三萜皂苷的形成是由1个线性C30分子角鲨烯开始，角鲨烯是由头对头的2个法尼基二磷酸（FPP）分子组成，并且每个FPP是从二甲基烯丙基二磷酸（DMAPP）与异戊烯二磷酸（IPP）衍生而来[12]。角鲨烯形成可通过环氧角鲨烯环化酶（OSC）家族的达玛烷烯合成酶转化成（S）2，3环氧角鲨烯[13]，随后进行环化[14]。最终人参皂苷是通过氧化（例如，通过细胞色素P450依赖性单加氧酶介导的）[1517]和糖基化形成的[1820]，但这些步骤仍有待鉴定。

三萜皂苷的生物合成主要是利用前体IPP通过细胞质中的甲羟戊酸（MVA）途径和质体中的甲基赤磷酸（MEP）途径。MVA途径可能是所有组织器官中代谢通路的祖先，真核生物中从MVA到IPP合成都是一些保守的酶，除了在部分古生菌中通路有所分化[2123]。MEP途径的启动是由3磷酸甘油醛（GAP）和丙酮酸的C2单元的缩合形成1脱氧D木酮糖5磷酸（DXP）。接着，DXP可以重新排列并缩合成2C甲基D赤藓醇4磷酸（MEP），最终形成（E）4羟基3甲基丁2烯基二磷酸（HMBPP）。最后，由HMBPP生成IPP和DMAPP[2426]。抑制测定法表明，无论是MVA和MEP途径都存在于人参发根中，以保证人参生长的代谢物相互补偿[26]。然而，Schramek等[27]采用6年生人参进行了13CO2脉冲追踪实验，得出结论认为在人参中，人参皂苷合成主要是通过MVA途径，但在MVA途径供应的产物受到限制时，通过MEP途径进行补偿。

11甲羟戊酸途径中的酶

虽然在人参MVA途径中大部分基因都没有进行功能鉴定，但其相应的同源序列已在人参等人参属植物中鉴定。在动物和植物中，MVA途径用3个拷贝的乙酰CoA缩合形成3羟基3甲基戊二酰基CoA（HMGCOA），分别由乙酰CoA乙酰基转移酶和HMGCoA合酶（HMGS）开始。然后通过2个限速反应SHMGCoA被转换成RMVA，紧接着由关键酶3羟基3甲基戊二酰辅酶A还原酶（HMGR）[28]进一步形成MVA。在植物[29]和动物[30]的MVA途径中已证实HMGR充当第一个限速酶。动物中只有HMGR的单个成员，而植物有多个HMGR成员，不同的亚型体现了基因在空间和时间上的表达模式的多样性。

人参含有HMGRs的2個拷贝（称为PgHMGR1和PgHMGR2），这与双子叶植物拟南芥类似。 PgHMGR1转录高水平一般发生在2周龄幼苗叶柄，而在该组织中，观察PgHMGR2的表达相对较弱。在3年生的人参和6年生的人参中，PgHMGR1在根中表达丰富，而PgHMGR2随着人参的生长发育表达量逐渐增加。启动子活性的分析表明，PgHMGR1和PgHMGR2在根的脉管系统中活性较高。此外，持续的黑暗暴露可促进PgHMGR1的表达，可提高3年生人参中人参总皂苷含量。这些发现表明，PgHMGR1在次级代谢产物生产的普遍作用，而PgHMGR2的表达量与人参根的年龄有关[31]。

MVA可通过2个连续的ATP依赖的磷酸化步骤转变成IPP[23，32]，分别通过甲羟戊酸激酶和磷酸甲激酶催化，然后通过甲羟戊酸磷酸脱羧酶（MVD）脱羧。这3种酶在植物中参与三萜的生物合成的机理还不清楚，人参MVD过表达可以增加菜油，豆甾醇和β谷甾醇的含量，而且还可以使环阿屯醇环化酶（CAS）的表达上调，但是人参皂苷的含量没有显著增加，β香树脂醇含量降低。这一结果表明，MVD是甲羟戊酸途径中生产IPP的最后一步反应的酶，在人参中对甾醇的生物合成起着关键作用，而不是人参皂苷的生物合成[33]。

异戊烯二磷酸异构酶能够催化五碳的IPP及其同分异构体DMAPP进行可逆转换。此外，亲核IPP和亲电DMAPP容易结合在一起形成C10牻牛基焦磷酸，它可以与其他的IPP进一步组合成为法呢基二磷酸合酶（FPS），得到FPP，而牻牛基二磷酸合酶在叶绿体单萜合成产生C10。FPS有助于积雪草中植物甾醇积累和人参皂苷的生物合成[34]。PgFPS的过表达导致转基因人参发根皂苷含量提高近24倍，还引起人参皂苷合成相关基因的上调，表明了PgFPS在人参皂苷合成中的重要作用 [33]。

角鲨烯合酶（SS）是一种膜结合酶，结合2分子的 FPP（C15）产生C30角鲨烯，作为合成三萜类化合物和植物甾醇的共同前体[18]。在酵母[35]和人[36]中SS只有单拷贝，而植物中含有1～3个拷贝。拟南芥中有2个已注释的SS基因，但只有SS1有功能，SS2却没有SS的活性[37]。人参有3个SS基因都有具SS的生化功能。PgSS1可以在人参组织中普遍表达，但PgSS2和PgSS3的mRNAs只在特定的组织中表达[38]。原位杂交分析表明，PgSS1和PgSS3在叶柄维管束组织和树脂导管中优先表达。PgSS1的过表达引起人参皂苷生物合成途径下游基因的上调表达，包括角鲨烯环氧酶（SE），β香树素合酶（βAS），CAS，最终使植物甾醇和人参皂苷的含量在人参不定根中显着增加[12]。这些研究表明了SS在人参中具有保守性和多样性，对生产人参三萜和植物甾醇十分必要。

SE催化角鲨烯双键的氧化，以产生2，3环氧角鲨烯，是植物甾醇和三萜皂苷的生物合成途径中的1个限速酶[39]。酵母和小鼠中只有SE的1个拷贝，植物含有2个以上拷贝的SE基因。在拟南芥中，有6个拷贝的SE，其中，SE1，SE2和SE3都具有功能，仅SE1对植物正常生长发育至关重要[40]。原位杂交分析表明，PgSE1和PgSE2的表达在叶柄维管束组织和树脂导管优先表达。

人参皂苷的生物合成主要是通过3个反应步骤来实现，即2，3环氧角鲨烯环化通过OSC的催化，以及随后的羟基化和糖基化[4142]。在真菌，动物和植物中2，3环氧角鲨烯环化酶在产生甾醇或三萜类化合物的产物过程中发生了复杂的酶促反应。在动物和真菌中羊毛甾醇合酶（LAS ）只有1个单拷贝用于甾醇生物合成，而在酵母菌株中有80多个OSC已被鉴定[20]。OSC控制次生代谢的特定分支。在人参和其他植物中，LAS和CAS负责植物甾醇生产[4344]。此外，β香树素合成酶（βAS）和达玛烯二醇合酶（DDS）一直是人参三萜类皂苷生物合成关键酶[44]。大多数三萜类是五环三萜，由β香树脂醇，α香树脂醇和羽扇豆醇衍生而来。含DDS的重组酵母菌株中可检测到达玛烷二醇和羟基达玛烯酮[8，45]。DDS的RNAi人参不定根导致人参皂苷产量减少845%。此外，实验表明在人参发状根中，DDS抑制其他途径分支中CAS的表达；这些发状根中DDS酶活性增加，并与对照根部相比人参皂苷量高出50%～100%[46]。DDS在烟草细胞中成功表达生产达玛烷二醇[4748]，这对在酵母细胞中利用其他下游基因生产人参皂苷提供了1种新的方法[4951]。DDS在人参属中十分保守[52]，包含6个QW基序和基体结合DCTAE保守域编码769个氨基酸。

由OSC产生1个基本的三萜烯骨架后，再由细胞色素P450（CYP）和尿苷二磷酸UDP依赖性糖基转移酶（UGT）通过羟基化和糖基化将三萜骨架转化为各种人参皂苷。在植物中OSC具有有限的基因数目，与此相反，UGTs 和CYPs是比较庞大的基因家族，具有显著的功能多样性[5354]。

在人参属植物中，已报道的人参CYP基因中[5556]有3个CYP基因参与人参皂苷的生物合成，CYP716A47充当原人参二醇合酶（PPDS）羟基化达玛烷二醇的C12位置，产生PPD型人参皂苷[15]，2个CYP716A亚家族成员：CYP716A53v2作为原人参二醇6羟化酶（或称为三醇合酶，PPTS），在人参中将PPD催化为PPT，生成达玛烷型人参皂苷[16]。CYP716A52v2（齐墩果酸合成酶，OAS）作为1个β香树脂醇28氧化酶修饰β香树脂醇生成齐墩果酸，合成齐墩果烷型人参皂苷[17]。PPDS和PPTS在所有人参器官中均有表达，PPDS的表达在茉莉酸甲酸（MJ）诱导的不定根中表达量升高，但PPTS和OAS却没有[16]。此外，PPDS在西洋参中对应的PqD12H已在体外酵母表达，其RNAi转基因植物中具有合成PPD型人参皂苷的作用；PgPPDS和PqD12H的人参和西洋参发状根RNAi均引起了发状根的生长缓慢[57]，意味着植物生长和人参皂苷的合成之间的正相关性。

三萜类化合物的糖基化增加了其水溶性并改变了其生物活性。UGTs作为受体分子广泛分布于生物体中能够识别广泛的天然产物。UGTs属于多基因家族，涉及的植物天然产物非常多样。在人参属植物中，认为UGTs在生产不同的人参皂苷中起重要作用，通过加入单糖在C3和/或C20的三萜苷元成為PPD型人参皂苷，在C6和/或C20加入单糖为PPT型的人参皂苷。尽管一些糖基化三萜苷元的UGT酶已鉴定[5051， 5861]，但UGTs在人参中的生化功能仍是未知的。三七中的UGRdGT和人参中的UGRh2GT已被纯化出来，并且证明了其是负责人参皂苷从Rd到Rb1的合成，人参皂苷从Rh2到Rg3的合成[6162]。最近Yan等[50]在几个糖基化的中间体中鉴定了UGTPg1，包括达玛烷二醇，PPD，Rh2和Rg3，用于生产C20位置的新化合物20SOβ（D葡萄糖）d达玛烷二醇（DMG）CK，CK是在人参植物中检测不到的一种人参皂苷，但在人的血液中可以检测到，F2和Rd可以转化成人参皂苷CK。这一发现表明，人参具有合成CK的能力，但是不能积累，这是由于CK在植物中的不稳定性。Jung等 [50]鉴定了PgUGT74AE2是催化UDP葡萄糖上的部分葡萄糖转移到PPD和CK的C3羟基上，最终得到皂苷Rh2和F2，PgUGT94Q2可以将UDP葡萄糖上的葡萄糖部分转移到皂苷Rh2和F2来产生人参皂苷Rg3和Rd。Khorolragchaa等[58]从人参中发现了12个假定UGTs，如果对其进行功能鉴定，可能会揭示其控制人参皂苷生物合成的机制，为改变人参皂苷的产量提供新的方法。

迄今为止，对于植物三萜类生物合成基因/酶的调控机制知之甚少。在动物中，HMGR为胆固醇合成的限速酶，HMGR在转录前和转录后通过MVA途径的固醇和非固醇终产物介导多种反馈调节[63]。在植物中，HMGR活性也被限制在转录和翻译后的水平上，包括可逆的激酶介导的磷酸化SNF1（蔗糖非发酵）相关的蛋白激酶1（SnRK1）的抑制，多效调控位点1（PRL1）[23]，光调节蛋白酶降解[64]和蛋白磷酸酶2A（PP2A）[65] 负调控调节。由于PP2A参与脱落酸和生长素信号传导，PRL1具有调节糖，压力和激素应答的功能，所以可以推测HMGR活性是受植物激素和应激反应的调节。此外，已经证实无论是MVA和MEP途径都是通过PRL1分子由糖和激素进行协调调节[66]。

代谢基因簇提供转录共调控的策略。目前已在二倍体燕麦中发现了三萜化合物燕麦素的合成所需的类操纵子基因簇[6768]。同时还在拟南芥中鉴定出了负责制造和修饰新的三萜化合物thalianol 和marneral的新途径的基因簇。Thalianol此前没有在植物中发现过[6970]。还在模式豆科植物百脉根发现新型的三萜化合物dihydroluepol的生物合成基因簇[71]。研究表明，在单子叶植物和双子叶植物中大多数集群与萜类合酶和CYP的集群协同表达[72]。这对于挖掘人参基因组中是否也含有人参皂苷生物合成类操纵子基因簇或者控制人参皂苷合成的基因簇有着很有意义的启发。

12人参皂苷的积累和生理功能

植物中的人参皂苷的含量和质量是受生物和环境因素所影响，如品种，年龄，不同的植物组织，收获的季节，栽培方法的差异和保存方法等[2]。研究表明，大部分的人参植物组织器官，如根，茎，叶，花和果实可以合成人参皂苷，但不同的器官有不同的含量和不同类型的人参皂苷[5]。在人参和西洋参1至6年生长过程中，多年生人参的根或发状根中积累的人参皂苷含量较高，如人参皂苷Rb1，而叶中积累的人参皂苷在早期生长阶段时含量达到最多（主要是第1年和第2年）[7375]。此外，从上一年根长出的发叶期间，叶片的人参皂苷含量显著增加，而在根部积累减少[76]，这表明在人参每年生长过程中人参皂苷是动态合成的。尽管研究表明了人参皂苷的合成和分配的机制，但人参皂苷的长距离分配在很大程度上仍然未知。最近，13C标记实验表明，人参皂苷生物合成的前体可以从人参叶运输到根部。Schramek等[27]提出，光合代谢产物，如葡萄糖和果糖的代谢产物对人参皂苷的合成和运输有一定的贡献。

此外，不同基因型的人参对人参皂苷含量也有影响。虽然西洋参，人参和三七在形态学和系统发育上十分相似，但每个人参物种都具有特异的人参皂苷的类型和含量[7780]，而且在组织培养中人参皂苷的含量和组成也不同。各种人参品种间的这些差异不仅可以反应基因多样性造成了不同的人参物种中人参皂苷的合成和积累的多样性，也可以用于人参物种鉴定和产品质量控制。在未来，研究控制人参皂苷生物合成在人参属间的遗传和生化机制是十分重要的。

虽然三萜皂苷已被视为抵抗致病微生物和植食性动物的防御化合物[53，81]，但人参皂苷的植物生理作用却鲜为人知。目前，人参皂苷的最重要的生理作用是作为植物抗生素保护植物抵抗病原体。例如，主要在人参根际分泌的人参皂苷对土壤真菌群落具有化感作用。阻断病原体袭击的机制可能是人参皂苷与真菌膜上的固醇物质相互作用，导致膜的完整性遭到破坏[8285]。另一方面，人参皂苷的杀真菌毒性可能会被病原体形成的糖苷酶降解而减弱[82]，降解后的人参皂苷随后可作为化感作用生长刺激剂使更多的根部致病菌死亡，如镰刀菌和人参锈腐病病原菌[84，86]，这意味着人参根际和土壤真菌之间的相互作用决定了防御和敏感性。此外，人参皂苷也具有抗昆虫活性[87]，可能对昆虫激素的蜕皮激素的受体进行干扰，并影响植食性昆虫的生命周期[88]。此外，人参皂苷的中间结构达玛烷二醇在转基因烟草中具有抗病毒活性[48]。但是，人参皂苷是如何识别和防御病原体的机制仍有待解决。

虽然人参皂苷的主要作用是植物防御，但三萜类化合物也可对植物的生长和发育有一定的影响。三萜皂苷羽扇豆醇在百脉根的根瘤中合成并调节根瘤发育[89]。在拟南芥中的新型三萜类化合物thalianol和marneral也影响植物生长，包括根的生长和胚胎的发生[69]。最新研究发现β香树脂醇可以改变糙伏毛燕麦表皮细胞模式[90]。在人参中，人参皂苷化感作用对人参植物生长的影响已有报道[91]。较高浓度的PPD组人参皂苷可抑制西洋参的幼苗生长。与此相反，不同浓度PPT组人参皂苷对西洋参幼苗生长具有刺激生长作用。PPD和PPT组人参皂苷对植物生长产生的不同影响可能与植物对人参皂苷信号传导的响应有关，但这些机制仍然尚未明确，需要进一步阐明。

13利用生物技术生产人参皂苷

131组织培养人參的大田栽培通常需要4～6年，由于人参生长是容易受环境因素的影响（如土壤，气候，遮阳，病原体和害虫），所以需要对其进行严格的质量控制。为了解决这些问题，细胞和组织培养的方法已广泛地应用于迅速大量生产人参皂苷中[9296]。其中人参主要品种通过细胞株和化学方法生产人参皂苷，研究多集中在人参悬浮培养细胞和人参不定根的培养。

人参细胞悬浮培养是有效的生产人参皂苷的方法，研究显示，在植物细胞培养中，培养基的成分如糖分子对人参皂苷产量有显著的效果。例如，在三七细胞悬浮培养中蔗糖质量浓度为20～40 g·L-1时可以促进人参总皂苷含量增加23倍，这可能是由于高渗透压降低了养分摄入的缘故[97]。在人参中，60 g·L-1蔗糖与30 g·L-1蔗糖浓度的培养基可以使人参总皂苷含量增加35倍[95，98]，添加山梨醇与水解酪蛋白和30 g·L-1蔗糖的对照相比，人参总皂苷收率增加35倍[99]。在三七的悬浮细胞培养时向培养基中分别添加磷酸盐浓度为0～125 mmol·L-1，可提高人参皂苷产量在7倍以上[100]。同时，在人参细胞培养时添加042 mmol·L-1的磷酸盐可以优化细胞的生长[101]，较高的硝酸铵比例可提高3个主要人参属悬浮细胞培养中人参皂苷的产量[94， 102103]，这表明硝酸盐的比例对人参皂苷的产量和细胞生长十分重要。此外，在200 μmol·L-1的MJ处理的人参和三七的细胞悬浮培养物中的人参皂苷尤其PPD组的人参皂苷产量增加[104106]。在人参细胞的悬浮培养物中添加N， N′二环己基碳10 μmol·L-1可使人参总皂苷含量与未处理的对照相比增加3倍，其中 Rg1和Re的含量要高于Rb1的含量，这是由于在人参细胞中PPT生物合成酶的活性增加并调节一氧化氮信号传导[107]。

不定根培养具有较高的人参皂苷生产量，大规模培养过程中物理和化学条件有较高的稳定性（高达10 t的组织培养是对人参生物反应器生产的改进）[94]。从人参和三七的叶柄、侧根和花蕾幼芽愈伤组织中诱导的不定根用于生产人参皂苷已有15年[9293， 96，108]，最近在西洋参中也建立了这种体系[109]。人参不定根的培养物可以充当补充策略来改善大规模生产中人参皂苷含量的积累[110111]。MJ和水杨酸（SA）也可以提高人参不定根中人参皂苷的积累，可能是因为MJ和SA可诱导人参不定根悬浮培养中的氧化应激反应，从而导致人参皂苷含量增加[112]。此外，植物激素的组合，吲哚3丁酸和MJ可以协同地引起不定根根生长并使人参皂苷含量与MJ单独处理相比增加7倍[12，113]。而且，在人参不定根培养物中添加乙烯利和MJ的组合可以使人参皂苷产量增加[114]。此外，渗透剂如吐温80在不定根的培养中可以增强人参皂苷分泌，使人参总皂苷收率增加3倍[115]。最近，Kim等 [116]报导了由γ射线诱变人参不定根可以提高人参皂苷含量与对照组相比提高了16倍。

发根农杆菌感染人参根形成的人参发状根已在生物反应器中利用，生物反应器可以更大规模地生产人参皂苷，使人参皂苷快速生长，具有稳定性和灵活性[117122]。

此外，人参的水培是1个受控环境下的短期内生产人参皂苷1个例子[80，123]。水培系统还可以在较短的时间内生产无农药人参根和叶以提高人参皂苷的产量。人参水培含有更高水平的PPT型人参皂苷，特别是人参皂苷Re和特殊类型的人参皂苷Rh1含量提高60%以上，Rh1不能在土壤栽培的人参中检测到[47，123124]。人参植物的叶子在高光条件下可以增加PPT型人参皂苷的含量[80]，连续对叶片和根黑暗处理2～3 d可以增加人参根、叶[31]和不定根[125]中人参皂苷的含量。已有研究提出，整个MEP途径中是在光的刺激反应下，最有可能通过光敏色素信号传导途径，但在MVA途径中主要是光的抑制反应[21]。

132化学诱导生物和非生物诱导子的刺激可以使植物细胞积累人参皂苷。有研究表明，通过诱导子分子处理可提高人参皂苷含量[126]。各种生物和非生物诱导子，如硫酸铜[127]，钒[107]，硫酸镍，氯化钠，一氧化氮，乙烯利[128129]，超声[130]，半乳糖醛酸[128]，渗透压[99]，壳聚糖[131]，多不饱和脂肪酸[132133]，天竺葵化合物[134]，SA[117]，茉莉酸（JA）及其衍生物[104，112，114， 135136]，这些诱导子可增加人参细胞或不定根中人参皂苷的含量，通过苯丙氨酸氨裂解酶刺激人参皂苷的生物合成，苯丙氨酸氨裂解酶是防御化合物生物合成所需的关键酶[135]或者是信号转导中的一氧化氮和活性氧，例如过氧化氢[107，127128]。

在这些诱导子中，MJ是刺激体人参内所有细胞系中人参皂苷生物合成最有效的诱导子[9394， 106，113，118， 137]。在人参发状根中添加100 μmol·L-1的 MJ 合成人参皂苷可以诱导一些基因的表达，如HMGR，SS，SE，DDS以及CAS[12，113，118， 138]。在MJ处理的第7天PPD型人参皂苷增加了55～97倍，而PPT型皂苷增加19～38倍。在三七中，加入200 μmol·L-1的MJ也会使单体皂苷类型及含量分布不均匀，PPD型人参皂苷增加9倍，PPT型人参皂苷增加2倍[137]。JA可以增加人参皂苷Rb1组的含量，这说明其可能引起PPD型人参皂苷的积累[136]。在人参整个根部加入MJ可以刺激人参皂苷的积累，尤其是PPD型的人参皂苷，在根的内部积累水平最高，而不是在表皮，这再次表明人参皂苷的生物合成的反应发生在脉管系统[124]。

SA和JA是在植物防御机制[139]中发挥重要作用的信号分子。在人参植物和细胞中添加MJ可以提高人参皂苷的产量这一现象可以说明人参皂苷在植物防御机制中扮演重要的角色。外源性的MJ可诱导脂氧合酶的合成，经由α亚油酸通路合成内源性JA [140]。JA也可以在PPD型人参皂苷的积聚中起重要作用[104]。另外，通过环状oxylipins将信号激活并转移到细胞核中的转录因子，包括WRKY和MYB，它们可能与人参皂苷的生物合成的基因转录调控有关[141142]。重金属处理可以积累人参皂苷，可能是通过诱导促进内源合成JA信号分子[107]。

此外，PPD组人参皂苷的生物合成可能比PPT组人参皂苷更容易受到MJ的刺激，而低温处理所引起的PPT型人参皂苷要比PPD型人参皂苷的含量更多[124]。生物和非生物条件的不同诱导作用下会产生不同的单体皂苷，这可能与他们的不同的生物活性和不同的防御策略相关。不同的单体皂苷的生物合成途径还尚未确定，需要进一步研究来确定关键酶及其他基因是如何参与不同单体人参皂苷的生物合成，这将有助于阐明人参皂苷的生物合成响应生物和非生物压力的机制。

133转基因植物虽然已经有很多关于人参组织和细胞培养生产人参皂苷的研究，但是人参皂苷的生产力还比较差。因此，通过代谢工程生产人参皂苷一直是提高人参皂苷产量一个有效策略。利用参与人参皂苷生物合成上调或下调的基因实现人参皂苷大量生产已在转基因植物中报道。

最近，研究发现，PgHMGR1是提高人参皂苷生产的关键指标，在转基因不定根中，通过农杆菌介导的花椰菜花叶病毒（CMV）35S启动子启动的PgHMGR1过表达引起了三萜类化合物和甾醇的积累量增加了15～2倍，但单体皂苷的比率没有改变[31]。PgFPS的过表达可以增加2个下游基因PgCAS和PgDDS的表达量，导致转基因发根中总皂苷和植物甾醇（菜油甾醇，豆甾醇，β谷甾醇）的含量与对照组相比增加24倍，而β香树素含量却下降[33]。SS也是生产植物甾醇和三萜类化合物的代谢过程中关键酶之一。人参PgSS1的过表达引起人参转基因不定根中总皂苷增加16～3倍，植物甾醇增加2倍，同时，下游酶基因如SE，βAS，和CAS上调表达[12，143]。通过RNAi在人参中沉默PgSE1，发现PgSE2和CAS的表达显著上调，并使植物甾醇积累增加，这表明PgSE1和PgSE2的表达以不同的方式进行调节，人参皂苷的生物合成可能是由PgSE1调节，而不是由PgSE2。因此，使用不同的同功酶可能有助于不同的人参皂苷的生物合成。在MJ处理下3个PGSS基因都会上调。但是，MJ会使PgSE1表达量升高，却抑制PgSE2的表达，这一结论支持在三萜和植物甾醇的生物合成中PgSE1和PgSE2的具有不同调节作用这一观点[13]。目前，关于生产人参皂苷的转基因植物只在人参中有报道，在其他受体及异源植物中尚未见研究。

134工程酵母细胞目前，野生人参根资源十分稀缺，大多数市售的人参根都是来源于田间栽培的人参。因为在栽培人参时比较费时，费力，因此，一些研究者试图利用酵母细胞（酿酒酵母）生产人参皂苷，酵母细胞已是公认的高效生产有价值的产品的理想受体。因此，与传统的提取方法相比，酵母细胞生产人参皂苷是一个特别值得关注的方法。

已在酵母中共表达PgDDS和CYP716A47并成功生產了PPD型人参皂苷[15]。Dai等[49]将甘草中的β香树脂醇合酶，苜蓿中的齐墩果酸合成酶，人参中的DDS，PPDS和PPTS以及拟南芥中的NADPH细胞色素CYP还原酶转入代谢工程菌酿酒酵母中，高效大量生产人参皂苷的糖苷配基。此外，HMGR，SS和2，3环氧角鲨烯合成酶基因的过表达可以形成多种前体来生产苷元。使用这种策略，Dai等[49]对酵母菌株进行重组，改造后的菌株能够生产172 mg·L-1 PPD型人参皂苷、159 mg·L-1的PPT型人参皂苷和214 mg·L-1的齐墩果酸。

干燥人参根含有约4%的人参皂苷，口服人参或人参皂苷时，在哺乳动物的血液中观察到CK的消耗，CK具有抗炎，保肝，降糖和抗癌等生物活性[51]。最近，国家食品药品监督管理局批准CK进行治疗关节炎的临床试验。在人参属植物中并没有CK的存在，目前，CK主要是由PPD型的人参皂苷，如Rb1，Rb2， Rd和Rc去糖基化产生的[2]。大量研究已经表明，人参皂苷大部分可以通过消化道酸类，酶和肠道细菌转化为稀有皂苷，特别是人体肠道内的β葡糖苷酶[2]。因此，酶法转化已被用来获得稀有皂苷。最近，使用重组酶的生物转化研究十分多，特别是用于人参皂苷Rg3的生产[144148]。然而，由于人参皂苷用于大规模CK生产有限的可用性以及化学合成所造成的人参皂苷的糖基化选择性差异带来的挑战，研究人员也探索了一些新的方法。Yan等[51]采用UGTPg1与截短的HMGR和UPC21一起过表达（UPC21是UPC2的1个半显性突变体，在甾醇的合成中充当全局的转录因子），最终得到的酵母菌株中CK产量高达14 mg·L-1。这一工作提供了一种廉价的制造CK方式，对满足临床应用具有里程碑式的价值。此外Jung等[50]表达了2个新鉴定的PgUGTs基因：PgUGT74AE2和PgUGT94Q2，与PgDDS和PgPPDS在一起在酵母细胞中产生人参皂苷Rg3。Wei等[149]发现UGTPg1特异性糖基化PPT的C20OH产生人参皂苷F1，并从人参中分离了4种新型UGT基因，其中UGTPg100特异性地糖基化PPT的C6OH以产生人参皂苷Rh1，UGTPg101催化PPT产生F1，随后从F1产生人参皂苷Rg1，利用UGTPg1和UGTPg100构建酵母重组体生物合成F1和Rh1。这些工作为利用酵母发酵大规模生产特定人参皂苷提供了新方法。

2總结与展望

迄今为止，已分离得到150多种人参皂苷，其中大部分是达玛烷型或齐墩果烷型。然而，人参皂苷生物合成的机制，以及在人参皂苷在不同人参物种中的多样性还没有被阐明。需要进一步研究各种人参皂苷的合成中特定组织中潜在的机制及如何将其运到目标组织中。

人参皂苷可能充当植物抗逆及病原体相互作用的防御分子。人参的药理药效主要依赖于他们的结构基础，尤其是他们的羟基基团和糖基团部分，其与膜脂相互作用。在未来，应该更深入的了解人参皂苷与激素信号传导途径的相互影响及其他影响人参皂苷合成的途径等方面，以提高人参皂苷的药效药理作用。

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