杨属植物应答高温胁迫蛋白质组学研究进展

王立月　秦青　赵琪

摘要 杨属植物是很好的造林树种，高温是影响杨属植物生长、分布的主要非生物胁迫因子之一。杨树应答高温蛋白质组学的研究为我们从系统生物学水平上深入认识杨树高温应答的分子调控机制提供了重要信息。本文整合分析了杨属植物应答高温蛋白质的特征，为揭示其高温应对调控网络中重要代谢通路的变化提供了重要信息。

关键词 杨树；高温胁迫；蛋白质组学；应答机制

中图分类号 S792.11 文献标识码 A 文章编号 1007-5739（2016）08-0149-02

Abstract Populus species has always been considered as appropriate tree species for forestation.Heat stress is the major abiotic stress factors affecting Populus plant growth and distribution.The proteomics researches on heat-responsive proteins in Populus species have provided important information for further understanding the regulation mechanism.In this paper，the heat-responsive proteins in Populus species were analyzed integratively.It provided important information for revealing the metabolic pathways in heat-responsive networks.

Key words Populus； heat stress； proteomics； responsive mechanism

杨属（Populus）植物主要分布于北半球的温带和寒带，少数分布于热带。杨树是主要造林树种，也为人们提供能源和耗材，如被用于造纸业、建筑业以及畜牧业的饲料等。人们已经获得了杨树的全基因组序列，其无性繁殖系的基因型也较易于鉴定，适合作为林木研究的模式植物[1]。高温对杨属植物生长、发育以及分布都有很大影响。高温胁迫破坏细胞膜结构的完整性，影响植物体内RNA与蛋白质结构，干扰细胞骨架动态重塑，改变酶促反应速率，导致植物体内代谢紊乱[2-4]。深入研究杨属植物应答高温的分子机制对于提高其抗逆性和培育耐高温新品种具有重要意义。近年来，人们利用蛋白质组学研究策略，已经得到了胡杨（Populus euphr-atica Oliv.）叶片、杨树（Populus tremula L.× Populus alba L.）叶片和形成层细胞应答高温过程的232种蛋白质。本文整合分析了杨树应答高温胁迫的蛋白质丰度变化特征，为深入研究杨属植物应答高温的调控机制提供了线索。

1 光合作用相关蛋白质

Durand等[5]的蛋白质组学研究表明，杨树在30 ℃和42 ℃时叶片中RuBisCO的丰度下调，当温度恢复至22 ℃，7 d后这种变化消失。而通常在热休克处理的植物中光合作用相关蛋白质的丰度增加，这有助于补偿它们活性的损失[6]。热休克处理的杨树中，RuBisCO的丰度在42 ℃时和温度恢复至22 ℃后都升高，这与光合速率的升高相一致[5]。这表明植物通过调节蛋白质合成而非蛋白质降解途径调控植物应对热胁迫[7]。

高温影响光合电子传递链，其中PS II对高温高度敏感，而PS I热稳定性相对较强。高温胁迫使PSI的线性电子流受到影响，一部分线性电子流被环形电子流取代，从而使PSII活性降低[8]。Ferreira等[1]对42/37 ℃处理3 d的胡杨叶片蛋白质组的研究结果表明，光系统I D亚基（PSI-D）丰度上调，有助于维持PSI的结构稳定性。此外，ATP合酶CF1 α亚基丰度上调。在热胁迫条件下CF1 α亚基对ATP合酶的装配过程有重要作用，ATP合酶的α亚基含有ATP结合并稳定CF1部分的非催化位点，热胁迫条件下叶绿体中ATP合酶的α亚基、β亚基、γ亚基相互作用可稳定叶绿体CF1部分[9]。

2 碳代謝相关蛋白质

热胁迫影响碳代谢过程中关键酶的积累。在30 ℃条件下，杨树形成层中糖酵解/糖异生相关的酶，如果糖二磷酸醛缩酶、磷酸丙糖异构酶和甘油醛-3-磷酸脱氢酶的丰度都上升。这些表明杨树在热梯度处理时，糖类利用的增加为代谢调节提供所需的能量。此外，形成层中蔗糖合成酶丰度下调，这与形成层的热敏感性相关。

此外，Ferreira等[1]的蛋白质组学研究表明，42 ℃处理初期（6 h）的胡杨叶片中转酮醇酶的丰度降低，这表明短期胁迫导致戊糖磷酸途径中碳通量减少，该酶在戊糖磷酸途径中参与磷酸糖类的合成。42/37 ℃处理30 h后的胡杨叶片中烯醇酶、甘油醛-3-磷酸脱氢酶、二氢硫辛酰胺脱氢酶，以及磷酸甘油酸变位酶的丰度都上调，这表明高温胁迫初期糖酵解加快，硫胺素的生物合成增强[10]。胡杨受高温胁迫54 h后，依赖NADP的苹果酸酶的丰度下调与高温胁迫54 h后碳代谢速率降低有关[1]。

3 其他代谢

高温条件下，植物体内氨基酸合成、脂肪酸合成，以及硫代谢等基础代谢过程受到诱导。Ferreira等[1]的研究表明，胡杨应答42 ℃高温过程中，叶片中酮醇酸还原异构酶、生物素羧化酶和ATP硫酸化酶的丰度都上调。这表明氧化胁迫导致氨基酸与脂肪酸合成增强，有利于清除细胞中有毒代谢物[5]。

4 胁迫与防御相关蛋白质

梯度高温条件下，杨树叶片中类萌发素蛋白丰度改变，该蛋白催化的反应能产生H2O2，从而诱导植物发生防御反应[7，11]。热休克处理下杨树形成层中富含甘氨酸的蛋白质与包含有冷休克结构域和核苷酸结合结构域的细胞壁相关蛋白质的丰度上调[12]，这类蛋白质受高温诱导，在维持胁迫诱导的转录物稳定性方面有重要的作用[13]。

5 氧化还原相关蛋白质

高温胁迫条件下，杨树通过调节氧化还原相关蛋白质的积累防止氧化胁迫对其造成的氧化损伤。Durand等研究了杨树应对梯度高温和热休克时叶片和形成层中的蛋白质变化。梯度高温处理诱导形成层中醛/酮还原酶和抗氧化蛋白的丰度增加，通过阻止氧化损伤提高植物的耐热性[14]。2种胁迫都导致叶片中乙醇酸氧化酶的丰度下调，利于阻止有毒的乙醇酸积累。此外，Ferreira等[1]发现，胡杨应答42/37 ℃高温胁迫过程中，硫氧还蛋白h的丰度上调，利于调节高温胁迫导致的电子传递链氧化胁迫程度[15]。

6 蛋白質代谢相关蛋白质

Ferreira等[1]研究了胡杨应答42/37 ℃胁迫时叶片中蛋白质的变化，伴侣蛋白10与伴侣蛋白60β亚基的丰度上调。在高等植物中伴侣蛋白10协助伴侣蛋白60参与RuBisCO的折叠/装配，伴侣蛋白60β亚基的主要功能与其他一些防御蛋白的功能相似，帮助蛋白质折叠，防止发生错误折叠。此外，Durand等[5]的研究表明，热激胁处理条件下杨树叶片中伴侣蛋白GroES的丰度增加，而梯度高温条件下与蛋白质折叠相关的新生多肽的α亚基的丰度持续降低。

7 转录/翻译相关蛋白质

Ferreira等[1]研究表明，胡杨叶片中ATP合酶ε亚基、富含甘氨酸的RNA结合蛋白质，以及50S核糖体L12-1蛋白质的丰度在42 ℃胁迫初期下调。富含甘氨酸的RNA结合蛋白质在胁迫条件下结合RNA，以保护蛋白分子。50S核糖体L12-1蛋白质是蛋白合成相关因子的结合位点，对于能够进行准确的蛋白质翻译有重要作用[16]。

8 结论

定量蛋白质组学研究结果揭示了杨属植物应答高温胁迫的网络调控机制，主要包括：①调节碳与能量代谢相关酶的丰度从而调整能量代谢水平；②调节氨基酸合成、硫代谢等从而调控植物基础代谢状态；③提高抗氧化酶系统相关酶的丰度从而维持体内ROS平衡；④光合作用相关蛋白质丰度变化，维持光合机器结构的稳定；⑤分子伴侣类蛋白质的丰度上升，有助于蛋白质正确折叠。这些结果为进一步研究杨属植物应对高温胁迫的分子网络调控机制提供了有价值的信息。

9 参考文献

[1] FERREIRA S，HJERNO K，LARSEN M，et al.Proteome profiling of Populus euphratica Oliv.upon heat stress[J].Annals of Botany，2006，98（2）：361-377.

[2] SUZUKI N，KOUSSEVITZKY S，MITTLER R O N，et al.ROS and redox signaling in the response of plants to abiotic stress[J].Plant，Cell & Envi-ronment，2012，35（2）：259-270.

[3] MCCLUNG C R，DAVIS S J.Ambient thermometers in plants：from physi-ological outputs towards mechanisms of thermal sensing[J].Current Biology，2010，20（24）：R1086-R1092.

[4] RUELLAND E，ZACHOWSKI A.How plants sense temperature[J].Envir-onmental and Experimental Botany，2010，69（3）：225-232.

[5] DURAND T C，SERGEANT K，CARPIN S，et al.Screening for changes in leaf and cambial proteome of Populus tremula × Populus alba under different heat constraints[J].Journal of Plant Physiology，2012，169（17）：1698-1718.

[6] YAMORI W，SUZUKI K，NOGUCHI K O，et al.Effects of Rubisco kinet-ics and Rubisco activation state on the temperature dependence of the photosynthetic rate in spinach leaves from contrasting growth temperat-ures[J].Plant，Cell & Environment，2006，29（8）：1659-1670.

[7] IRVING L J，ROBINSON D.A dynamic model of Rubisco turnover in cereal leaves[J].New Phytologist，2006，169（3）：493-504.

[8] ENSMINGER I，BUSCH F，HUNER N.Photostasis and cold acclimation：sensing low temperature through photosynthesis[J].Physiologia Plantarum，2006，126（1）：28-44.

[9] WANG Z Y，FREIRE E，MCCARTY R E.Influence of nucleotide binding site occupancy on the thermal stability of the F1 portion of the chloroplast ATP synthase[J].Journal of Biological Chemistry，1993，268（28）：20785-20790.

[10] BELANGER F C，LEUSTEK T，CHU B，et al.Evidence for the thiamine biosynthetic pathway in higher-plant plastids and its developmental re-gulation[J].Plant Molecular Biology，1995，29（4）：809-821.

[11] CARTER C，GRAHAM R A，THORNBURG R W.Arabidopsis thaliana contains a large family of germin-like proteins：characterization of cDNA and genomic sequences encoding 12 unique family members[J].Plant Molecular Biology，1998，38（6）：929-943.

[12] GRAUMANN P L，MARAHIEL M A.A superfamily of proteins that con-tain the cold-shock domain[J].Trends in Biochemical Sciences，1998， 23（8）：286-290.

[13] SAHI C，AGARWAL M，SINGH A，et al.Molecular characterization of a novel isoform of rice （Oryza sativa L.） glycine rich-RNA binding protein and evidence for its involvement in high temperature stress response[J].Plant Science，2007，173（2）：144-155.

[14] TUROCZY Z，KIS P，TOROK K，et al.Overproduction of a rice aldoketo reductase increases oxidative and heat stress tolerance by malondialde-hyde and methylglyoxal detoxification[J].Plant Molecular Biology，2011， 75（4/5）：399-412.

[15] LALOI C，APEL K，DANON A.Reactive oxygen signaling：the latest ne-ws[J].Current Opinion in Plant Biology，2004，7（3）：323-328.

[16] MUNCHBACH M，DAINESE P，STAUDENMANN W，et al.Proteome a-nalysis of heat shock protein expression in Bradyrhizobium japonicum[J].European Journal of Biochemistry，1999，264（1）：39-48.