曲霉生长发育相关基因及分子调控机制的研究进展

余春芳，王玉臣，谭玉梅，刘永翔，吴文琴＊

（1．湖北医药学院基础医学院，湖北十堰442000；2．贵州省农业生物技术重点实验室，贵州贵阳550006；3．贵州省生物技术研究所，贵州贵阳550006）

曲霉生长发育相关基因及分子调控机制的研究进展

余春芳1，王玉臣2，3，谭玉梅2，3，刘永翔2，3，吴文琴1＊

（1．湖北医药学院基础医学院，湖北十堰442000；2．贵州省农业生物技术重点实验室，贵州贵阳550006；3．贵州省生物技术研究所，贵州贵阳550006）

随着分子生物学，基因组学和生物信息学等的快速发展，近年来模式菌株构巢曲霉和其他曲霉生长发育的相关基因及分子机制研究逐步深入。为曲霉（Aspergillus）生长发育分子生物学研究提供参考，对曲霉的应答环境条件光、营养和渗透压、参与交配过程、信号传导通路、转录因子及其他调节蛋白、内源性生理学过程、有性发育晚期产生子囊孢子过程等7个方面生长发育的相关基因及分子机制的研究进行了综述。

曲霉；生长发育基因；基因敲除；基因超表达

曲霉（Aspergillus）包括构巢曲霉、烟曲霉、黄曲霉和寄生曲霉等至少有77个基因与有性繁殖相关的基因，许多基因是生长发育所必需。这些基因在生长发育中参与应答适应外界环境后，能激活或者抑制调控交配过程，一旦交配和同性配子互相融合，同时信号传输过程发生，伴随子实体和减数分裂组织同步发育。这些基因参与生长发育的阶段及重要性根据菌株是否为同宗配合和异宗配合而不同，且彼此之间有网络联系。随着构巢曲霉基因组测序成功和各种分子生物学技术的应用，促使其成为研究曲霉生长发育相关基因的模式菌株。近年来，异宗配合繁殖体系的烟曲霉也逐步开展研究，以用于验证构巢曲霉的研究结果。笔者对曲霉的应答环境条件光、营养和渗透压，参与交配过程、参与信号传导通路、转录因子、内源性生理学过程、影响有性发育晚期产子囊孢子的一些主要基因及其分子机制进行综述，以期为了解其他曲霉生长发育的分子机制及影响真菌生长发育的基因提供参考。

1应答环境条件基因

1．1与光相关的基因

在模式真菌构巢曲霉中有许多与光相关的基因，如FphA基因、VeA基因、VelB基因等已得到鉴定。FphA基因是编码感应红光的光敏色素基因，在红光和长紫外／蓝光下，FphA基因敲除突变体会抑制有性发育过程，表明该基因在红光和长紫外／蓝光下会促进有性发育。CryA是编码感应蓝光及长紫外光的隐花色素基因，在红光和长紫外／蓝光存在时，CryA基因敲除突变体会抑制有性发育过程［1］，表明该基因在红光和长紫外／蓝光下促进有性发育。但是编码锌指结构域SilA基因敲除突变体在光照下会诱导闭囊壳形成［2］，说明该基因在光照下抑制闭囊壳形成。LreA和LreB基因在黑暗条件下会促进有性孢子产生，在光照下会抑制有性繁殖，这2个蛋白与FphA、VeA蛋白联合形成1个核内的光调控复合体，可以平衡在各种光照和黑暗条件下构巢曲霉的无性及有性发育。另外，由VeA、VelB、LaeA蛋白及VosA、VipA、VipB、VipC关联蛋白结合构成的蛋白复合体也在光照和黑暗条件下对有性发育调节起关键作用。该蛋白复合体，像天鹅毛状，在黑暗下能激活有性发育同时抑制无性发育，但单个蛋白成分有其独特的活性［3］。

VeA基因单独功能是构巢曲霉光介导有性发育的正调节因子。该基因敲除突变体不会产生子囊果。同时VeA的过量表达会使菌丝在液体培养基中产生壳细胞和闭囊壳［4］。所以构巢曲霉VeA基因还是无性发育负调因子和促进菌丝生长发育过程调节因子。VeA蛋白质对光线敏感，是由于该蛋白的细胞核定位过程具有光效应，在黑暗中VeA蛋白主要定位在细胞核，而在光照下主要定位在细胞质。VeA基因突变，缺失多肽前面的36个氨基酸残基，会导致丢失部分信号序列而不具有光效应［5］。从冠突散囊菌中也成功克隆出VeA基因，但功能未知［6］。在黄曲霉中VeA基因也是有性发育正调节因子［7］。VeA基因的突变基因（VeA1基因）突变体缺乏对红光的敏感性，并在黑暗中产无性孢子增多和产有性孢子减少，同时形成菌丝的数目减少［5］，表明该基因对红光不敏感及在黑暗下能促进无性发育和抑制有性发育。

VeA蛋白同源VelB蛋白在构巢曲霉中也是光介导有性发育的正调节因子。VelB基因敲除突变体在黑暗下不形成闭囊壳，这种缺陷不会被VeA基因超表达补救，说明这2个基因的功能不互补。但是VelB基因超表达不会导致产生闭囊壳增多，说明该基因可能不是关键有性发育的正调节因子。VelB及其结合的VosA蛋白会形成异质二聚体抑制无性发育和调节子囊孢子成熟。然而在构巢曲霉中VosA基因单独功能是孢子形成调节因子。VosA基因在有性和无性孢子的mRNA和蛋白水平中表达量增加。VosA基因敲除会导致孢子的海藻糖合成失败，细胞质、细胞器和生存能力的孢子缺失，能忍受热和氧化压力的分生孢子数目大量减少。VosA基因缺失能导致无性发育不能被激活，表明VosA在孢子形成过程中起负反馈调节。VosA基因位于成熟分生孢子的核仁且C端含有1个转录激活区域，其可能是转录因子，主要调控孢子形成晚期海藻糖生物的合成。VosA基因可以通过与细胞核输入蛋白KapA及VeA基因结合构成蛋白网络模型，这个模型在黑暗中被转送到细胞核中，同时与LaeA基因结合启动有性发育和改变次级代谢物［8］。然而甲基转移酶LaeA基因单独功能在构巢曲霉中是光照调节的有性产孢抑制物，该基因的敲除在光照和黑暗条件下都会提高闭囊壳数目，但大小比野生型小。在黑暗下LaeA基因超表达突变菌株会产双倍的闭囊壳［8］。因此，推测构巢曲霉LaeA基因可能有双面生物活动即在光照下抑制有性发育，在黑暗下促进有性发育。然而黄曲霉LaeA基因敲除突变体完全不能产菌核，超表达菌株在黑暗中会产比野生型多7倍的数目菌核［9］，说明该基因在黑暗下促进黄曲霉的菌核形成。通过酵母双杂交证实还有1个与VosA基因结合的VelC蛋白，在构巢曲霉有性发育起正调控作用；该基因预测编码524个氨基酸，mRNA在有性发育的早期阶段积累，敲除突变体会导致分生孢子数目增多和有性子实体（闭囊壳）数目减少，并且VelC基因超表达会导致闭囊壳形成增加。VosA基因的下游基因VelC，如果这双基因敲除突变体导致很少闭囊壳产生，表型与VosA敲除突变体类似，因为VelC基因可以在有性子实体形成阶段与VosA基因结合共同调控有性发育［8］。

VeA、VelB、StuA和NsdD基因的表达量在ImeB基因敲除突变体中增加，说明ImeB基因处于这些基因的上游。ImeB基因超表达会导致对光照不依赖而产生大量有性结构［10］，因此该基因在光照下对有性发育是正调控。构巢曲霉的蛋白激酶ImeB基因在光照下抑制子囊孢子的减数分裂发生，该基因敲除体在光照下会产比野生型多3倍的子囊孢子，并在深层培养基下形成壳细胞。

1．2与应答营养和渗透压相关的基因

目前，关于构巢曲霉应答营养和渗透压环境的基因及其调控生长发育分子机制的研究不多，主要是CpcA、CpcB和EsdC基因等。CpcA、CpcB基因可感应含氨基酸浓度条件及调控有性发育。c－Jun相关转录因子CpcA在一定的氨基酸浓度条件下虽然有微小闭囊壳和壳细胞形成，但仍会抑制有性发育，Gb亚单元蛋白CpcB在适当浓度的氨基酸下会抑制CpcA基因的表达，从而使有性发育恢复正常［11］。说明，在一定的氨基酸浓度条件下，CpcA基因和CpcB基因对有性发育的作用相反，前者是抑制，后者是促进。LsdA基因参与对营养的感应，并且在高盐浓度条件下能抑制有性发育［12］。ImeB基因可能在低浓度的葡萄糖条件下对产无性孢子起抑制作用［9］。编码周期蛋白依赖性激酶PhoA基因在低磷条件下会抑制有性繁殖［13］，编码细胞周期蛋白An－pho80基因在低磷条件下促进有性繁殖［14］，两者基因功能相反。

构巢曲霉编码含糖原结合域的蛋白EsdC基因根据营养和代谢状态调节生长发育过程。EsdC基因超表达菌株在有利于有性发育条件下无任何表型变化，但该基因敲除突变体会完全丧失闭囊壳形成的能力［15］，EsdC基因在ΔflbA和ΔfadAG42R突变体中只能少量表达甚至不表达［16］。EsdC在VeA 和NsdD基因敲除突变体中表达量都很低。表明，VeA和NsdD基因对EsdC基因的表达是正调控，EsdC基因是有性孢子形成所必需，且与其他基因一起构成调控网络调节丝状真菌的有性发育过程。冠突散囊菌中也被证实EsdC基因参与有性发育的调控［17］。构巢曲霉的黄素血红蛋白FhbA、FhbB参与对降低NO浓度及NO解毒作用的调控途径［3］。

2参与交配过程的基因

在丝状子囊菌的物种（子囊菌亚门）中，MAT基因在异宗配合过程中起关键作用，同时对异宗配合和同宗配合物种的有性发育也有重要作用。MAT系列基因可从许多有性、无性繁殖的曲霉中克隆获得，最先是在同宗配合的构巢曲霉中发现。根据MAT基因的标准命名法及基于其存在于不同的基因座位上，被命名为MAT1和MAT2；敲除其中1个基因都会导致闭囊壳数量显著减少，闭囊壳萎缩并且不育（囊里无任何子囊孢子）。MAT1和MAT2超表达会导致营养生长停滞，及不利于有性增殖条件下的闭囊壳发育，表明MAT基因在有性发育中起关键作用［18］。MAT1和MAT2敲除突变菌株能互相进行异型杂交，可将同宗结合菌种转换为异宗结合菌种。MAT2突变菌株偶尔表现出壳细胞多产的现象。MAT2（matA）相邻的非编码RNA区域命名为jgaA，该区域的表达被MAT2 （matA）调控，敲除会导致产闭囊壳较野生型减少42%。表明，分开的MAT基因对构巢曲霉的有性发育、子实体形成、减数分裂都有调控作用［19］。然而在黄曲霉中，△MAT1－1和△MAT1－2菌株不能形成子实体［20］，说明黄曲霉分开的MAT基因对子实体形成起关键作用。

构巢曲霉信息素基因在参与交配过程对生长发育的影响也有研究，如敲除信息素前体PpgA基因受体PreA和PreB其中1个基因会导致所产生闭囊壳数目少且形态微小，2个基因全部敲除会导致完全不育［21］，说明这2个基因是正常有性繁殖所必需。信息素前体PpgA和受体PreA、PreB基因在固体培养基培养的烟曲霉中也有表达，但功能仍未知。

3参与信号传导通路的基因

在有性生殖过程中G蛋白至关重要。异源三聚体G蛋白由α、β和λ3个亚基（编码这3个亚基的基因分别是fadA、sfaD和gpgA）组成，敲除其中1个基因会导致构巢曲霉的闭囊壳不能形成［22］，运用分析基因组学发现，MAP激酶级联途径是处于G蛋白βγ亚单位介导信号转导的下游［23］，由一系列连贯活性激酶STE20（MAPKKKK）、STEC （MAPKKK）、STE7（MAPKK）和MpkB（MAPK）组成，这些蛋白最终通过激活SteA蛋白促进构巢曲霉有性繁殖的发生，删除该通路中任何1个基因，菌体虽然有壳细胞产生但会导致不能形成闭囊壳及产囊菌丝。整个MAP串联激酶对有性发育处于SteA蛋白上调作用［24］。构巢曲霉的MAP激酶SakA基因作为感应环境渗透压力、氧化压力转导通道的一部分，SakA突变体只经历早熟的有性发育［25］。

构巢曲霉G蛋白信号传导调控子FlbA蛋白能促进GTP酶的活性，FlbA基因突变体在有利于有性发育条件下也不能形成任何闭囊壳或壳细胞［26］，是闭囊壳和壳细胞发育所必需的基因。在冠突散囊菌中FlbA基因被成功克隆［27］，推测参与有性发育调控［28］。类光传感因子蛋白PhnA是构巢曲霉G蛋白βγ亚单位介导的信号正确转导所必需的基因，可能作为分子伴侣。PhnA基因敲除会使有性发育受阻，但NsdD基因表达量没有变化，表明NsdD基因处于该基因上游或者不同分支［29］。

Han K H等［30］发现，构巢曲霉1个新的G蛋白偶联受体编码基因GprD，敲除该基因会导致营养生长限制、形成无性孢子延滞和有性发育不受调控的激活；突变体在培养基中形成覆盖有闭囊壳的小菌落，并且促使NsdD基因的表达量显著提升，表明GprD基因的信息调节通路对有性发育起负调控作用。GprD处于GprA／GprB（PreB／PreA）信号通路上游，最终受体GprK是闭囊壳成熟所必需。GprK敲除突变体表现壳细胞积累，但是进一步形成闭囊壳受阻，表明GprK基因转录物在有性发育中高度表达。构巢曲霉中与G蛋白活性有关的类似Gb的RACK1同源蛋白命名为GibB，类似于新生隐球菌Gib2基因。GibB被捆绑在Gpa1基因上，像Gb类似蛋白使Gpa1基因稳定，从而调节cAMP信号转导途径。GibB敲除突变体在培养基中形成小菌落且产无色异常形态的闭囊壳，表明GibB对构巢曲霉的有性发育起重要作用。构巢曲霉动物蛋白RIC－8的同族体在缺乏蛋白偶联受体下对GDP与GTP的交换很关键。RicA基因敲除突变体即使在有利于有性发育条件下形成菌丝受到限制和产有性结构失败，表明RicA基因是构巢曲霉有性发育所必需［31］。

4编码转录因子及其他调节蛋白的基因

目前，对构巢曲霉有性发育的转录因子研究主要集中在Flb、NsdD和FlbC等基因。△FlbE突变体产闭囊壳及壳细胞的细胞数量显著增加［32］，对有性繁殖也是关键调节因子。NsdC基因含1个C2H2基序的锌指DNA结合蛋白，该敲除体会导致构巢曲霉完全不能产生子实体及壳细胞，表明该基因是有性发育的阳性调控子［33］。构巢曲霉的ΔNsdD突变体即使在有利于有性发育条件下也不能形成闭囊壳或壳细胞。当用niiA启动子过表达NsdD基因时，即使在液体培养（不利于有性发育）条件下也能产生大量壳细胞，在固体培养基上闭囊壳的数量也明显增加，说明NsdD基因是有性发育必需的转录因子［34］。在冠突散囊菌中NsdD基因被克隆成功［35］，通过Augustus软件、ExPASy网站中的生物信息分析等工具推测与有性发育有关［28］。构巢曲霉锌指结构转录因子FlbC是无性产孢所必需的基因，该基因突变株产生闭囊壳及壳细胞的数目显著增加，表明该基因是产有性孢子的抑制子［36］。米曲霉BHLH转录因子SclR是菌核调节子，敲除该基因有稀少菌核产生，同时超表达产生比野生型多5倍的菌核并伴随有分枝的气生菌丝产生［37］。

构巢曲霉生长发育的调节蛋白，如编码含bHLH区域的APSES结构域蛋白StuA和MedA是影响无性发育的基因，这2个基因敲除突变体不能够产生闭囊壳及子囊孢子［35］，说明对有性发育也有影响。bHLH蛋白的DevR基因在调控无性发育中起重要作用，然而DevR突变体菌株完全不能产生壳细胞及闭囊壳，说明DevR基因也有调控有性发育的作用［36］。构巢曲霉WD40家族蛋白RcoA基因对无性及有性繁殖所必需［39］。寄生曲霉锌指磷酸酶应答基因CrzA敲除会产生不成熟的菌核［40］，也是菌核调节子。

多蛋白COP9的信号小体复合体在真核生物生长发育过程也起关键作用［41］，如构巢曲霉多蛋白COP9的信号小体复合体。该复合体由8个亚基复合体组成，目前许多研究主要集中在CsnD和CsnE亚基。CsnD基因敲除突变体虽然有正常的壳细胞形成，但生长发育受阻在有性发育的初始阶段，因此CsnD基因是正常有性发育所必需。CsnE基因敲除突变体的特征是生长发育受阻在有性发育的初始阶段，表明CSN活性是有性发育所必需。通过UV诱变获得不育无孢子型的AcoB202突变体，后期鉴定AcoB基因突变体不能进行有性繁殖，后来发现这个基因是CSN的一部分，命名为CsnG［43］，是有性发育所必需。CsnA和CsnB基因敲除导致生长发育阻碍在原基阶段。CandA－N、CandA－C基因分别编码CandA的N端和C端，这2个基因敲除会导致早期有性发育受阻（即使有壳细胞形成），表明CandA和CSN功能间有密切关系［44］。

5参与内源性生理学过程的基因

近10年来，许多参与内源性生理学过程，如氧脂素生物合成、NADPH氧化酶、细胞氧化还原状态等相关基因已被鉴定。如构巢曲霉3个氧脂素生物合成基因PpoA、PpoB和PpoC编码亚油酸盐二醇合酶。PpoA基因敲除会导致子囊孢子数目减少和无性孢子数目增多，而超表达会导致有性繁殖增多［45］。PpoB基因敲除导致产闭囊壳减少，相反PpoC基因敲除导致产闭囊壳增多，所以PpoB是有性发育负调控基因，PpoC是正调控基因，表明PpoB和PpoC的基因功能相反及PpoA、PpoB和PpoC基因间有调节回路。这3个基因敲除能加强激活有性发育，并伴有壳细胞产生甚至在液体培养基产生闭囊壳［46］。Ppo基因的功能在黄曲霉和烟曲霉中也有研究，黄曲霉PpoC基因对菌核产生有抑制作用，然而PpoD基因促进菌核产生；在烟曲霉中，PpoC基因敲除导致分生孢子特性明显发生改变，如分生孢子的大小、发芽率和对环境压力的忍耐力［47］。

编码NADPH氧化酶NoxA基因敲除能产活性氧，从而导致发育阻碍在闭囊壳形成的初始阶段（即使有壳细胞产生）［48］。在早期有性发育形态发生中，NoxA基因有助于超级氧化剂状态引发细胞增殖、细胞凋亡和细胞壁的发育变化，说明该基因对闭囊壳形成及细胞生长起关键作用。在构巢曲霉中，TrxA和TrxR蛋白组成形成细胞质的硫氧还蛋白系统，TrxA基因敲除导致形成有性发育结构失败［49］，对有性繁殖起正调控。

构巢曲霉的细胞氧化还原状态有关SidC基因编码非核糖体多肽合成酶，该基因敲除会导致在含饱和铁溶液培养基条件下抑制有性和无性发育，即使有壳细胞产生但子囊壳形成失败［50］，说明该基因在含饱和铁溶液培养基条件下会促进有性和无性发育。NrdA蛋白对维持细胞的氧化状态起重要作用，对生长发育影响在不同的曲霉中作用不同。构巢曲霉NrdA基因敲除会导致闭囊壳大量产生，黄曲霉和寄生曲霉NrdA基因导致不能形成菌核，说明在构巢曲霉中影响闭囊壳形成，在黄曲霉和寄生曲霉影响菌核形成。

6有性发育晚期子囊孢子形成的基因

在构巢曲霉中，有些基因是有性发育后期子囊孢子形成所必需。尤其是产子囊孢子相关的基因构巢曲霉编码F－box蛋白的GrrA基因突变体能够产生闭囊壳及壳细胞，但不能产生子囊孢子［51］。编码核定位相关的锌指蛋白SanB基因突变会导致不能形成可见的子囊孢子。VosA是子囊孢子中海藻糖产生所必需的基因，△VosA菌株产生的闭囊壳很小，并且闭囊壳内含有少量可见且半透明的子囊孢子［52］。构巢曲霉纹蛋白的同源物StrA蛋白具有多个结构域支架蛋白，可能参与内膜系统中的钙信号传导。构巢曲霉的StrA基因敲除会导致产生异常小闭囊壳，如子囊发育失败、子囊孢子从子囊释放失败及产畸形的子囊孢子。StrA基因的超表达菌株产闭囊壳的数目是野生型的2倍，在高渗条件下形成闭囊壳的数目增加，即使在摇振的液体培养基中也能形成壳细胞［53］。总之，GrrA、VosA和StrA基因在构巢曲霉有性发育晚期子囊孢子形成中都起关键作用。

7小结

到目前为止，通过经典研究曲霉的遗传方法鉴定了许多突变体，有的无闭囊壳形成，有的形成密集闭囊壳。构巢曲霉通过紫外线诱导产生突变体，有的子囊孢子发育有缺陷，有的发育阻碍在核配合或减数分裂，有的在细胞分裂中期形成无边缘无色或蓝色子囊孢子，需要进一步研究生长发育的分子生物学机制。随着新基因组技术，如表达序列标签技术（EST）、微阵列分析、整个转录组鸟枪法测序等发展，通过NCBI的BLAST可以搜索到构巢曲霉至少有100个基因参与核配合和减数分裂过程，根据互补碱基分析，估计有50～100个基因参与子囊孢子的形成，有助于鉴定生长发育相关基因及其调控途径。目前，即使许多基因在染色体上的位置已知，并且许多生长发育相关的基因已被深入研究，但是许多停留在单个基因功能方面，对于彼此之间形成网络共同调控生长发育分子机制的研究很少，今后有待逐步研究完善，为更好利用曲霉作出应有的贡献。

［1］BAYRAM，BIESEMANN C，KRAPPMANN S，et al．More than a repair enzyme：Aspergillus nidulans photolyase－like CryAis a regulator of sexual development［J］．Molecular biology of the cell，2008，19（8）：3254－3262．

［2］HAN S Y，KO J A，KIM J H，et al．Isolation and functional analysis of the SilAgene that controls sexual development in response to light in Aspergillus nidulans［J］．Korean Journal of Mycology，2008，36 （2）：189－195．

［3］BAIDYA S，CARY J W，GRAYBURN W S，et al．Role of nitric oxide and flavohemoglobin homologous genes in Aspergillus nidulans sexual development and mycotoxin production［J］．Appl Environ Microbiol，2011，77（15）：5524－5528．

［4］KIM H S，HAN K Y，KIM K J，et al．The veAgene activates sexual development in Aspergillus nidulans ［J］．Fungal Genetics and Biology，2002，37（1）：72－80．

［5］STINNETT S M，ESPESO E A，COBEO L，et al．Aspergillus nidulans VeAsubcellular localization is dependent on the importin alpha carrier and on light ［J］．Molecular Microbiology，2007，63（1）：242－255．

［6］马 权，刘永翔，刘作易．谢瓦氏曲霉间型变种veA基因全长克隆及序列分析［J］．西南农业学报，2012，25 （1）：136－139．

［7］DURAN R M，CARY J W，CALVO A M．Production of cyclopiazonic acid，aflatrem，and aflatoxin by Aspergillus flavus is regulated by veA，agene necessary for sclerotial formation［J］．Applied Microbiology Biotechnology，2007，73（5）：1158－1168．

［8］SARIKAYA－BAYRAM O，BAYRAM O，VALERIUS O，et al．LaeAcontrol of velvet family regulatory proteins for light－dependent development and fungal cell－type specificity［J］．PLoS Geneist，2010，6（12）：1001226．

［9］KALE S P，MILDE L，TRAPP M K，et al．Requirement of LaeAfor secondary metabolism and sclerotial production in Aspergillus flavus［J］．Fungal Genet Biol，2008，45（10）：1422－1429．

［10］BAYRAM O，SARI F，BRAUS G H，et al．The protein kinase ImeBis required for light－mediated inhibition of sexual development and for mycotoxin production in Aspergillus nidulans［J］．Mol Microbiol，2009，71（5）：1278－1295．

［11］HOFFMANN B，WANKE C，KIRSTEN S A，et al．c－Jun and RACK1homologues regulate a control point for sexual development in Aspergillus nidulans［J］．Molecular Microbiology，2000，37（1）：28－41．

［12］LEE D W，KIM S，KIM S J，et al．The lsdAgene is necessary for sexual development inhibition by a salt in Aspergillus nidulans［J］．Curr Genet，2001，39（4）：237－243．

［13］BUSSINK H J，OSMANI S A．A cyclin－dependent kinase family member（PHOA）is required to link developmental fate to environmental conditions in Aspergillus nidulans［J］．The EMBO Journal，1998，17 （14）：3990－4003．

［14］WU D，DOU X，HASHMI S B，et al．The Pho80－like cyclin of Aspergillus nidulans regulates development independently of its role in phosphate acquisition［J］．J Biol Chem，2004，279（36）：37693－37703．

［15］HAN K H，KIM J H，MOON H，et al．The Aspergillus nidulans esdC（early sexual development）gene is necessary for sexual development and is controlled by veA and a heterotrimeric G protein［J］．Fungal Genet－ics and Biology，2008，45（3）：310－318．

［16］YU J H，WIESER J，ADAMS T H．The Aspergillus FlbA RGS domain protein antagonizes G－protein signaling to block proliferation and allow development ［J］．EMBO journal．1996，15（19）：5184－5190．

［17］刘 荣，谭玉梅，刘永翔，等．谢瓦氏曲霉间型变种esdC基因的功能分析［J］．菌物学报，2015，34（2）：227－234．

［18］PAOLETTI M，SEYMOUR F A，ALCOCER M J C，et al．Mating type and the genetic basis of self－fertility in the model fungus Aspergillus nidulans［J］．Curr Biol，2007，17（16）：1384－1389．

［19］MILLER K Y，NOWELL A，MILLER B L．Differential regulation of fruit body development and meiosis by the unlinked Aspergillus nidulans mating type loci ［J］．Fungal Genet．Newslett，2005，52：184．

［20］SZEWCZYK E，KRAPPMANN S．Conserved regulators of mating are essential for Aspergillus fumigatus cleistothecium formation［J］．Eukaryot Cell，2010，9（5）：774－783．

［21］SEO J A，HAN K H，YU J H．The gprAand gprB genes encode putative G protein－coupled receptors required for self－fertilization in Aspergillus nidulans ［J］．Molecular Microbiology，2004，53（6）：1611－1623．

［22］SEO J A，HAN K H，YU J H．Multiple roles of a heterotrimeric G－proteinγ－Subunit in governing growth and development of Aspergillus nidulans［J］．Genetics，2005，171（1）：81－89．

［23］GALAGAN J E，CALVO S E，CUOMO C，et al．Sequencing of Aspergillus nidulans and comparative analysis with A．fumigatus and A．oryzae［J］．Nature，2005，438（7071）：1105－1115．

［24］VALLIM M A，MILLER K Y，MILLER B L．Aspergillus SteA（sterile12－like）is a homeodomain－C2H2－Zn＋2finger transcription factor required for sexual reproduction［J］．Mol Microbiol，2000，36（2）：290－301．

［25］KAWASAKI L，SA′NCHEZ O，SHIOZAKI K，et al．SakA MAP kinase is involved in stress signal transduction，sexual development and spore viability in Aspergillus nidulans［J］．Molecular Microbiology，2002，45（4）：1153－1163．

［26］HAN K H，HAN K Y，YU J H，et al．The nsdDgene encodes a putative GATA－typetranscription factor necessary for sexual development of Aspergillus nidulans［J］．Mol Microbiol，2001，41（2）：299－309．

［27］王玉臣，谭玉梅，刘永翔，等．谢瓦氏曲霉间型变种flbA基因cDNA的全长克隆及序列分析［J］．西南农业学报，2013，26（1）：358－362．

［28］王玉臣，谭玉梅，刘作易，等．冠突散囊菌有性产孢相关基因的生物学信息学分析［J］．贵州农业科学，2014，42（10）：32－36．

［29］SEO J A，YU J H．The phosducin－like protein PhnA is required for Gbetagamma－mediated signaling for vegetative growth，developmental control，and toxin biosynthesis in Aspergillus nidulans［J］．Eukaryot Cell，2006，5（2）：400－410．

［30］HAN K H，SEO J A，YU J H．A putative G proteincoupled receptor negatively controls sexual reproduction in Aspergillus nidulans［J］．Molecular microbiology，2004，51（5）：1333－1345．

［31］PALMER D A，THOMPSON J K，LI L，et al．Gib2，a novel Gbeta－like／RACK1homolog，functions as a Gbeta subunit in cAMP signaling and is essential in Cryptococcus neoformans［J］．The Journal of Biological Chemistry，2006，281（43）：32596－32605．

［32］KWON N J，SHIN K S，YU J H．Characterization of the developmental regulator FlbE in Aspergillus fumigatus and Aspergillus nidulans［J］．Fungal Genetics and Biology，2010，47（12）：981－993．

［33］KIM H R，CHAE K S，HAN K H，et al．The nsdC geneencoding aputative C2H2－type transcription factor is a keyactivator of sexual development in Aspergillus nidulans［J］．Genetics，2009，182（3）：771－783．

［34］HAN K H，HAN K Y，YU J H，et al．The nsdDgene encodes a putative GATA－type transcription factor necessary for sexual development of Aspergillus nidulans［J］．Mol Microbiol，2001，41：299－309．

［35］余春芳，李孝霞，谭玉梅，等．谢瓦氏曲霉间型变种nsdD基因全长克隆及序列分析［J］．贵州农业科学，2013，41（9）：33－36．

［36］KWON N J，GARZIA A，ESPESO E A，et al．FlbCis aputative nuclear C2H2transcription factor regulating development in Aspergillus nidulans［J］．Molecular Microbiology，2010，77（5）：1203－1219．

［37］JIN FJ，TAKAHASHI T，MATSUSHIMA K I，et al．SclR，a basichelix－loop－helix transcription factor，regulates hyphalmorphology and promotes sclerotial formation in Aspergillus oryzae［J］．Eukaryot Cell，2011，10（7）：945－955．

［38］WU J，MILLER B L．Aspergillus asexual reproductionand sexual reproduction are differentially affected bytranscriptional and translational mechanismsregulated stunted gene expression［J］．Molecular and Cellular Biology，1997，17（10）：6191－6201．

［39］TODD R B，HYNES M J，ANDRIANOPOULOS A．The Aspergillus nidulans rcoAgene is required for veA－dependentsexual development［J］．Genetics，2006，174（3）：1685－1688．

［40］CHANG P K．Aspergillus parasiticus crzA，which encodes cineurin response zinc－finger protein，is required for Aflatoxin production under calcium stress［J］．IntJ Mol Sci，2008，9（10）：2027－2043．

［41］BRAUS G H，IRNIGER S，BAYRAM．Fungal development and the COP9signalosome［J］．Current opinion in microbiology，2010，13（6）：672－676．

［42］HELMSTAEDT K，SCHWIER E U，CHRISTMANN M，et al．Recruitment of the inhibitor Cand1 to the cullin，substrate adaptor site mediates interaction to the neddylation site［J］．Molecular biology of the cell，2011，22（1）：153－164．

［43］BUSCH S，SCHWIER E U，NAHLIK K，et al．An eight－subunit COP9signalosome with an intact JAMM motif is required for fungal fruit body formation［J］．P Natl Acad Sci USA，2007，104（19）：8089－8094．

［44］HELMSTAEDT K，SCHWIER E U，CHRISTMANN M，et al．Recruitment of the inhibitor Cand1 to the cullin，substrate adaptor site mediates interaction to the neddylation site［J］．Molecular biology of the cell，2011，22（1）：153－164．

［45］TSITSIGIANNIS D I，ZARNOWSKI R，KELLER N P．The lipid body protein，PpoA，coordinates sexual and asexual sporulation in Aspergillus nidulans［J］．The Journal of Biological Chemistry，2004，279（12）：11344－11353．

［46］TSITSIGIANNIS D I，KOWIESKI T M，ZARNOWSKI R，et al．Three putative oxylipin biosynthetic genes integrate sexual and asexual development in Aspergillus nidulans［J］．Microbiology，2005，151（6）：1809－1821．

［47］DAGENAIS T R T，CHUNG D，GILES S S，et al．Defects in Conidiophore Development and Conidium－Macrophage Interactions in a Dioxygenase Mutant of Aspergillus fumigatus［J］．Infection and Immunity，2008，76（7）：3214－3220．

［48］LARA－ORTI Z T，ROSAS－RIVEROS H，AGUIRRE J．Reactive oxygen species generated by microbial NADPH oxidase NoxA regulate sexual development in Aspergillus nidulans［J］．Molecular Microbiology，2003，50（4）：1241－1255．

［49］THON M，AL－ABDALLAH Q，HORTSCHANSKY P，et al．The thioredoxin system of the filamentous fungus Aspergillus nidulans impact on development and oxidative stress response［J］．The Journal of Biological Chemistry，2007，282（37）：27259－27269．

［50］EISENDLE M，SCHRETTL M，KRAGL C，et al．The intracellular siderophore ferricrocin is involved in iron storage，oxidative－stress resistance，germination，and sexual development in Aspergillus nidulans［J］．Eukaryotic cell，2006，5（10）：1596－1603．

［51］KRAPPMANN S，JUNG N，MEDIC B，et al．The Aspergillus nidulans F－box protein GrrA links SCF activity to meiosis［J］．Molecular Microbiology，2006，61 （1）：76－88．

［52］NI M，YU J H．A novel regulator couples sporogenesis and trehalose biogenesis in Aspergillus nidulans ［J］．PLoS One，2006，2（10）：970．

［53］WANG C L，SHIM W B，SHAW B D．Aspergillus nidulans striatin（StrA）mediates sexual development and localizes to the endoplasmic reticulum［J］．Fungal Genet Biol，2010，47（10）：789－799．

（责任编辑：冯 卫）

Research Progress of Molecular Regulation Mechansim and Genes Related to Growth and Development of Aspergillus

YU Chunfang1，WANG Yuchen2，3，TAN Yumei2，3，LIU Yongxiang2，3，WU Wenqin1＊
（1．Faculty of Basic Medical Sciences，Hubei University of Medicine，Shiyan，Hubei 442000；2．Guizhou Key Laboratory for Agricultural Biotechnology，Guiyang，Guizhou550006；3．Guizhou Institute of Biotechnology，Guiyang，Guizhou550006，China）

With the rapid development of molecular biology，genomics and bioinformatics，the researches on related genes and molecular mechanism research of the growth and development of the model organism Aspergillus nidulans and other Aspergillus were deepening gradually．In order to provide references for molecular biology study of the growth and development of Aspergillus，the seven aspects of the related genes and molecular mechanism of the main research results involving perception of environmental signals－light，perception of environmental signals－nutrition and osmotic pressure，mating processes，signal transduction，transcription factors and other regulatory proteins，endogenous physiological processes，ascospore production and maturation were reviewed in the paper．

Aspergillus；genes involved with growth and development；gene knockout；gene overexpression

Q933

A

1001－3601（2016）11－0471－0091－07

2016－07－22；2016－11－05修回

湖北医药学院校基金项目“南水北调水源区环境与健康研究”（FDFR201602），“冠突散囊菌产孢相关lsdA基因的研究”（2014QDJZR15）

余春芳（1988－），女，助教，硕士，从事真菌基因功能研究。E－mail：62335855＠qq．com

＊通讯作者：吴文琴。E－mail：568660123＠qq．com