DP2干预对铝负荷原代培养大鼠海马神经元的作用观察

阳群芳，魏玉玲，杨俊卿

（重庆医科大学药理学教研室，重庆市生物化学与分子药理学重点实验室，重庆 400016）

DP2干预对铝负荷原代培养大鼠海马神经元的作用观察

阳群芳，魏玉玲，杨俊卿

（重庆医科大学药理学教研室，重庆市生物化学与分子药理学重点实验室，重庆 400016）

中国图书分类号：R-332；R155.52；R322.81；R338.1；R348.4；R977.9

摘要：目的 建立麦芽酚铝致原代培养大鼠海马神经元损伤模型，探讨DP2干预对铝负荷原代海马神经元的作用。方法选取孕期18 d左右的SD大鼠，离体培养胎鼠海马神经元，d 7进行NSE免疫组化鉴定，并给予Al（malt）3建立铝负荷致原代培养大鼠海马神经元损伤模型，同时分别给予DP2激动剂DK-PGD2和DP2拮抗剂CAY10471进行干预。继续培养24 h后，检测各组海马神经元MTT值、LDH漏出率和Ca2＋荧光强度，HE染色观察神经元病理形态变化。结果海马神经元纯度超过95%。与空白对照组比较，铝负荷模型组MTT值明显降低（P＜0.01）；LDH漏出率明显升高（P ＜0.01）；Ca2＋荧光强度明显增强（P＜0.01）；神经元细胞数目明显减少，突起萎缩甚至消失，部分细胞核固缩。与铝负荷模型组比较，DP2激动剂DK-PGD2干预组MTT值明显降低（P＜0.01、P＜0.05）；LDH漏出率明显升高（P＜0.01）；Ca2＋荧光强度有增强趋势，但差异无显著性；海马神经细胞几乎全部核固缩、裂解。DP2拮抗剂CAY10471干预组MTT值明显升高（P＜0.01）；LDH漏出率明显降低（P＜0.01）；Ca2＋荧光强度明显减弱（P＜0.01）。海马神经细胞胞体、胞核明显，裂解细胞明显减少。结论 DP2激活表达可增加神经元对铝盐损伤的易感性。

关键词：海马神经元；铝负荷；DP2；Ca2＋；DK-PGD2；CAY10471

网络出版时间：2015－7－22 10：42 网络出版地址：http：／／www．cnki．net／kcms／detail／34．1086．R．20150727．0901．012．html

铝为地壳中含量最丰富的金属元素，人类日常生活中应用广泛，主要通过食物、化妆品及建筑材料等途径摄入。经证实，长期摄入大剂量铝会产生严重中枢神经系统毒性，表现为行为和认知功能障碍、神经元损伤，甚至神经退行性变，但其具体机制尚不完全清楚。

前列腺素（PGs）是一类多不饱和脂肪酸衍生物，由环氧化酶（COX）催化花生四烯酸（AA）代谢产生，介导一系列生理病理过程［1］。前列腺素D2（PGD2）是大脑中最丰富的PGs，其合酶（PGDS）有脑型PGDS（L-PGDS）和生血型PGDS（H-PGDS）两种亚型［2］。在中枢神经系统，除少突胶质细胞外，L-PGDS高表达于神经元［3］。PGD2与特异性受体DP1和DP2结合后，通过受体介导的信号传递机制而发挥广泛作用。DP1和DP2都是G蛋白偶联受体，分别偶联Gs和Gi蛋白，影响环磷酸腺苷（cAMP）水平而发挥不同作用。有研究报道，在PGD2致原代大鼠皮层神经元损伤模型中，DP2拮抗剂BAY-u3405未发挥保护作用，推测DP2可能不介导PGD2的神经毒性［4］。另也有研究报道，在谷氨酸致原代大鼠海马脑片损伤模型中，DP2激动剂DK-PGD2明显升高神经元的LDH漏出率及细胞死亡率，提示DP2介导PGD2的神经毒性［5］。出现此矛盾结果，可能与研究模型不同有关。DP2作为DP受体中的一员，在铝盐致原代培养大鼠海马神经元损伤过程中具体是如何变化的，尚未见报道。目前广泛研究的DP2选择性激动剂主要有DK-PGD2、15d-PGD2、15d-PGJ2，DP2选择性拮抗剂主要有CAY10471、AM-461、AZD1981。参考Yue等［6］的报道，我们选择DK-PGD2、CAY10471作为干预药物进行实验。

我们前期实验结果表明，铝负荷原代培养大鼠海马神经元损伤模型中，L-PGDS表达明显上调，DP2表达明显下调，PGD2含量明显升高，初步提示L-PGDS-PGD2-DP2信号通路可能参与了神经元损伤过程。在本实验中，我们采用DP2选择性激动剂和拮抗剂分别干预铝负荷神经元，进一步观察DP2在原代培养大鼠海马神经元中的作用。

1　材料与方法

1．1材料

1．1．1实验动物 选取孕期18 d左右的SD大鼠，由重庆医科大学实验动物中心提供，合格证书号：SCXK（渝）2012－0002。

1．1．2主要试剂与仪器 麦芽酚（阿拉丁，上海），DMEM／F12、D-Hank′s（Hyclone，美国），B27、Neuro-basal培养基、胎牛血清（Gibco，美国），左旋多聚赖氨酸、MTT试剂盒（Sigma，美国），青霉素－链霉素溶液、LDH试剂盒、Fluo-3 AM（碧云天，上海），山羊抗兔特异性烯醇化酶（NSE）多克隆抗体（博士德，武汉），SP试剂盒、DAB显色剂（中杉金桥，北京），苏木精染液、伊红染液（南京建成，南京），DK-PGD2、CAY10471（Cayman，美国），超净工作台（苏州净化设备有限公司），二氧化碳培养箱（Thermo Sci-entific，美国），超纯水系统（Millipore，美国），低温冷冻离心机（Thermo Scientific，美国），激光扫描共聚焦显微镜（Bio-Rad，美国），全自动酶标仪（BioTek，美国）。

1．2方法

1．2．1大鼠海马神经元原代培养 取孕期18 d左右的SD大鼠，断颈后迅速剪开腹部皮肤和腹膜，将子宫完全暴露后剪断肌层和脐带，取出胎鼠并立即浸泡于装有75%乙醇的烧杯中。约30 s后，将消毒好的胎鼠移入事先准备的D-Hanks液中，断头取脑，迅速分离出两侧完整海马，放入冰浴的D-Hanks液中，用眼科剪将海马组织剪碎。加入组织体积5倍左右的0.125%胰酶，混匀，37℃培养箱内消化，10 min时拿出轻轻吹打数次。20 min后，加入同体积的含10%胎牛血清培养液终止消化。200目细胞网筛过滤，收集细胞悬液，800 r·min－1离心10 min。弃去上清，加入一定量的含10%胎牛血清培养液重悬细胞，制成细胞密度为1×106·L－1的细胞悬液。吸取不同体积细胞悬液分别接种于左旋多聚赖氨酸包被好的培养板、培养皿及培养瓶中，置于37℃、5%CO2的培养箱中培养。4 h后，待神经元贴壁，换含2%B27的Neurobasal培养液继续培养，以后每隔3 d半量换液1次。海马神经元培养至d 7时长到较好状态，可进行后续实验［7］。

1．2．2原代培养大鼠海马神经元的免疫化学鉴定

取6孔培养板中培养至d 7的海马神经元爬片（10 mm×10 mm），弃去细胞培养液用PBS漂洗3次；4%多聚甲醛固定30 min，PBS漂洗3次，每次2 min；3%H2O2孵育15 min，PBS漂洗3次，每次2 min；10%山羊血清封闭，37℃孵育20 min，吸干血清，不漂洗；NSE多克隆抗体∶抗体稀释液（1∶50），以PBS代替一抗设空白对照，4℃孵育过夜，PBS漂洗3次，每次5 min；生物素标记山羊抗兔二抗，37℃孵育30 min，PBS漂洗3次，每次5 min；辣根酶标记链霉素卵蛋白素工作液，37℃孵育30 min，PBS漂洗3次，每次5 min；避光条件下，DAB显色10 min，自来水终止反应；苏木精染液复染细胞核，3 min后自来水返蓝；95%乙醇脱水，二甲苯透明，中性树胶封片；晾干，镜下观察［8］。

1．2．3MTT测定 将96孔培养板中大鼠海马神经元培养至d 7进行实验分组，即空白对照组（300 μmol·L－1maltol）、铝负荷模型组［100 μmol·L－1Al（malt）3］、干预组（Al3＋＋10－5、3×10－6、10－6mol ·L－1DK-PGD2、CAY10471）。在加入处理因素后继续培养24 h，每孔加入20 μL的MTT溶液（5 g· L－1），37℃培养箱中孵育4 h。弃去孔内上清液，加入150 μL DMSO，摇床上避光震荡，以充分溶解结晶物，于570 nm波长处测定吸光度值（OD值）。

1．2．4乳酸脱氢酶（LDH）漏出率测定 将24孔培养板中大鼠海马神经元培养至d 7进行实验药物处理（分组同“1．2．3”），继续培养24 h后，根据LDH测定试剂盒说明书具体步骤操作，于490 nm波长处测定OD值。计算公式：细胞毒性或LDH漏出率／%＝（处理样品OD值－样品对照孔OD值）／（细胞最大酶活性的OD值－样品对照孔OD值）×100。

1．2．5海马神经元病理形态学观察 将24孔培养板中大鼠海马神经元爬片（10 mm×10 mm）培养至d 7进行实验分组，即空白对照组（300 μmol·L－1mal-tol）、铝负荷模型组［100 μmol·L－1Al（malt）3］、干预组（Al3＋＋10－5mol·L－1DK-PGD2、CAY10471）。在加入处理因素后继续培养24 h，弃去细胞培养液，PBS漂洗3次，每次1 min；4%多聚甲醛固定30 min，PBS漂洗3次；HE染色，镜下观察。

1．2．6Ca2＋荧光强度测定 将共聚焦专用培养皿中大鼠海马神经元培养至d 7进行药物处理（分组同“1．2．5”），继续培养24 h。弃去培养皿中培养液，采用Ca2＋荧光探针Fluo-3／AM标记活细胞内Ca2＋，通过激光扫描共聚焦显微镜测定细胞内Ca2＋荧光强度。

2　结果

2．1原代培养大鼠海马神经元NSE免疫化学鉴定

培养至d 7的神经元，在倒置光学显微镜下观察，其胞体饱满有光晕，轴突和树突明显，突起交错连接成网状。经NSE免疫细胞化学染色后，阳性细胞胞体及突起呈棕黄色；苏木精复染后，阳性细胞胞核呈蓝色。随机取6个视野，每个视野挑选100个细胞，计数NSE阳性细胞并计算其所占百分比。统计结果显示，超过95%为阳性细胞（Fig 1）。

Fig 1 NSE expression in primary cultured rat hippocampal neuron by immunocytochemistry

2．2DP2干预对铝负荷原代培养大鼠海马神经元存活力的影响

2．2．1DK-PGD2对铝负荷原代培养大鼠海马神经元存活力的影响 与空白对照组比较，铝负荷模型组MTT值明显降低（P＜0.01）；与铝负荷模型组比较，DK-PGD2干预组MTT值明显降低，且有剂量依赖性（Tab 1）。

Tab 1 Effects of DK-PGD2on viability of primary cultured rat hippocampal neuron treated with aluminum overload（±s，n＝6）

Tab 1 Effects of DK-PGD2on viability of primary cultured rat hippocampal neuron treated with aluminum overload（±s，n＝6）

＃＃P＜0．01 vs control；*P＜0.05，**P＜0．01 vs 100 μmol·L－1Al（malt）3

Group OD Control　0．63±0．02 100 μmol·L－1Al（malt）3　0．40±0．03＃＃Al3＋＋10－5mol·L－1DK-PGD2　0．21±0．01**Al3＋＋3×10－6mol·L－1DK-PGD2　0．25±0．02**Al3＋＋10－6mol·L－1DK-PGD2　0．33±0．02*

2．2．2CAY10471对铝负荷原代培养大鼠海马神经元存活力的影响 与空白对照组比较，铝负荷模型组MTT值明显降低（P＜0.01）；与铝负荷模型组比较，CAY10471干预组MTT值明显升高，且有剂量依赖性（Tab 2）。

2．3DP2干预对铝负荷原代培养大鼠海马神经元LDH漏出率的影响

Tab 2 Effects of CAY10471 on viability of primary cultured rat hippocampal neuron treated with aluminum overload（±s，n＝6）

Tab 2 Effects of CAY10471 on viability of primary cultured rat hippocampal neuron treated with aluminum overload（±s，n＝6）

＃＃P＜0．01 vs control；**P＜0．01 vs 100 μmol·L－1Al（malt）3

Group OD Control　0．85±0．03 100 μmol·L－1Al（malt）3　0．51±0．03＃＃Al3＋＋10－5mol·L－1CAY10471　0．76±0．04**Al3＋＋3×10－6mol·L－1CAY10471　0．67±0．04**Al3＋＋10－6mol·L－1CAY10471　0．58±0．04**

2．3．1DK-PGD2对铝负荷原代培养大鼠海马神经元LDH漏出率的影响 与空白对照组比较，铝负荷模型组LDH漏出率明显升高（P＜0.01）；与铝负荷模型组比较，DK-PGD2干预组LDH漏出率明显升高，10－5mol·L－1、3×10－6mol·L－1组差异有显著性（P＜0.01）（Tab 3）。

Tab 3 Effects of DK-PGD2on LDH leakage of primary cultured rat hippocampal neuron treated with aluminum overload（±s，n＝6）

Tab 3 Effects of DK-PGD2on LDH leakage of primary cultured rat hippocampal neuron treated with aluminum overload（±s，n＝6）

＃＃P＜0．01 vs control；**P＜0．01 vs 100 μmol·L－1Al（malt）3

Group　LDH leakage／% Control　4．03±0．34 100 μmol·L－1Al（malt）3　21．90±0．89＃＃Al3＋＋10－5mol·L－1DK-PGD2　43．38±1．56**Al3＋＋3×10－6mol·L－1DK-PGD2　31．41±1．97**Al3＋＋10－6mol·L－1DK-PGD223．23±0．56

2．3．2CAY10471对铝负荷原代培养大鼠海马神经元LDH漏出率的影响 与空白对照组比较，铝负荷模型组LDH漏出率明显升高（P＜0.01）；与铝负荷模型组比较，CAY10471干预组LDH漏出率明显降低（P＜0.01）（Tab 4）。

Tab 4 Effects of CAY10471 on LDH leakage of primary cultured rat hippocampal neuron treated with aluminum overload（±s，n＝6）

Tab 4 Effects of CAY10471 on LDH leakage of primary cultured rat hippocampal neuron treated with aluminum overload（±s，n＝6）

＃＃P＜0．01 vs control；**P＜0．01 vs 100 μmol·L－1Al（malt）3

Group　LDH leakage／% Control　5．50±0．94 100 μmol·L－1Al（malt）3　35．19±2．03＃＃Al3＋＋10－5mol·L－1CAY10471　7．40±1．36**Al3＋＋3×10－6mol·L－1CAY10471　20．63±1．41**Al3＋＋10－6mol·L－1CAY10471　27．68±1．51**

2．4DP2干预对铝负荷原代培养大鼠海马神经元病理形态学的影响 HE染色后，在正置光学显微镜下观察，空白对照组海马神经元结构清晰完整，胞体呈锥形或三角形，核仁明显，有双极或多极突起并相互交织成网；铝负荷模型组海马神经元细胞数目明显减少，突起萎缩，部分细胞核固缩；DK-PGD2干预组海马神经细胞几乎全部核固缩、裂解；CAY10471干预组海马神经元较模型组神经元结构完整，胞体、胞核明显，裂解细胞明显减少（Fig 2、3）。

Fig 2 Effects of DK-PGD2inter-vention on pathomorphology of primary cultured rat hippocampal neuron treated with aluminum overload（×400）

Fig 3 Effects of CAY10471 in-tervention on pathomorphology of primary cultured rat hippocampal neuron treated with aluminum o-verload（×400）

2．5DP2干预对铝负荷原代培养大鼠海马神经元Ca2＋荧光强度变化的影响 空白对照组海马神经元的Ca2＋荧光强度极其微弱，铝负荷模型组Ca2＋荧光强度明显增强（P＜0.01）；与铝负荷模型组比较，DK-PGD2干预组Ca2＋荧光强度有增强趋势，但差异无显著性；CAY10471干预组Ca2＋荧光强度明显降低（P＜0.01）（Tab 5、Fig 4）。

Tab 5 Effects of DP2intervention on Ca2＋fluorescence intensity change of primary cultured rat hippocampal neuron treated with aluminum overload（±s，n＝10）

Tab 5 Effects of DP2intervention on Ca2＋fluorescence intensity change of primary cultured rat hippocampal neuron treated with aluminum overload（±s，n＝10）

＃＃P＜0．01 vs control；**P＜0．01 vs 100 μmol·L－1Al（malt）3

Group　Fluorescence intensity Control　295．77±46．45 100 μmol·L－1Al（malt）3　2 039．90±138．26＃＃Al3＋＋10－5mol·L－1DK-PGD2　2 219．96±138．10 Al3＋＋10－5mol·L－1CAY10471　1 062．11±161．40**

3　讨论

铝作为一种公认的神经毒剂，过量蓄积可严重影响人的认知功能，进而诱发一系列神经系统疾病［9］。与三氯化铝、葡萄糖酸铝等其他铝盐相比，麦芽酚铝［Al（malt）3］是一种中性含铝复合物，在生理pH条件能释放出大量Al3＋，有利于进行铝负荷神经毒性的相关研究［10］。本实验采用Neurobasal培养基（含2%B27）进行海马神经元的原代培养，通过神经元胞质内特异性标志物NSE的鉴定，其纯度超过95%。参考Chen等［11］并通过我们的前期实验摸索，本实验采用100 μmol·L－1麦芽酚铝建立铝负荷大鼠原代海马神经元损伤模型。研究结果发现，与空白对照组比较，铝负荷原代培养大鼠海马神经元MTT值明显降低、LDH漏出率明显升高、Ca2＋荧光强度明显增强，海马神经细胞数目明显减少、突起萎缩，部分细胞核固缩。Chen等［12］对麦芽酚铝致原代培养的大鼠皮层神经元损伤进行了研究，发现Al3＋通过激活Rho-Rock信号通路诱导神经毒性。Johnson等［13］在原代培养的大鼠海马神经元中发现，麦芽酚铝可造成神经元呈时间和剂量依赖性凋亡，其作用机制可能与麦芽酚铝抑制脑源性神经生长因子（BDNF），导致细胞内Ca2＋升高有关。

Fig 4 Effects of DP2intervention on Ca2＋fluorescence intensity change of primary cultured rat hippocampal neuron treated with aluminum overload（×200）

我们实验结果还发现，与铝负荷模型组相比，DK-PGD2干预组MTT值明显降低、LDH漏出率明显升高、Ca2＋荧光强度有增强趋势，海马神经细胞几乎全部核固缩、裂解；CAY10471干预组MTT值明显升高、LDH漏出率明显降低、Ca2＋荧光强度明显减弱，海马神经元较模型组神经元结构完整，胞体、胞核明显，裂解细胞明显减少。有研究报道［14］，DP2偶联Gi蛋白，通过激活磷脂酰肌醇3激酶（PI3K），磷酸化丝氨酸／苏氨酸蛋白激酶（Ser50／Thr145），激活糖原合成酶3（GSK-3），活化T细胞核因子的转换，释放炎性介质。也有研究报道［15］，DP2被激活后偶联Gi蛋白，抑制cAMP水平，促进Ca2＋内流，上调CD11b表达，诱导嗜碱性粒细胞迁移和脱颗粒，促进IL-2、IL-4、IL-5、IL-13的释放。Liang等［5］对天冬氨酸（NMDA）致原代海马神经元损伤进行了研究，发现DK-PGD2加重神经元损伤。Schroder等［16］对炎性相关因子前列腺素H1（PGH1）进行了研究，发现CAY10471可抑制Th2细胞的迁移。结合本实验结果，DK-PGD2可能通过激动DP2，偶联Gi蛋白，增加细胞内Ca2＋浓度，加重铝负荷原代培养大鼠海马神经元损伤；CAY10471可能通过抑制DP2活性，减少Ca2＋流入，对铝负荷原代培养大鼠海马神经元损伤起一定保护作用。

综上所述，DP2激活表达可增加神经元对铝盐损伤的易感性，其机制可能涉及DP2下游Ca2＋信号通路的调控，但由于作用复杂，在神经系统中的机制尚不完全清楚。因此，在本研究的基础上，可对DP2在神经系统中介导的下游Ca2＋信号通路的具体调控机制进行深入研究。

（致谢：本实验在重庆医科大学生物化学与分子药理学重点实验室完成，非常感谢实验室提供的优越实验条件，使得本实验能顺利完成。再次呈上我诚挚的谢意！）

参考文献：

［1］ Hao C M，Breyer M D．Physiologic and pathophysiologic roles of lipid mediators in the kidney［J］．Kidney Int，2007，71（11）：1105－15．

［2］ Urade Y，Hayaishi O．Biochemical，structural，genetic，physio-logical，and pathophysiological features of lipocalin-type prosta-glandin D synthase［J］．Biochim Biophys Acta，2000，1482（1－2）：259－71．

［3］ Medani M，Collins D，Mohan H M，et al．Prostaglandin D2regu-lates human colonic ion transport via the DP1receptor［J］．Life Sci，2015，122（2）：87－91．

［4］ Liu H，Li W，Rose M E，et al．Prostaglandin D2toxicity in pri-mary neurons is mediated through its bioactive cyclopentenone me- tabolites［J］．Neurotoxicology，2013，39（12）：35－44．

［5］ Liang X，Wu L，Hand T，et al．Prostaglandin D2mediates neuro-nal protection via the DP1receptor［J］．J Neurochem，2005，92 （3）：477－86．

［6］ Yue L，Haroun S，Parent J L，et al．Prostaglandin D（2）induces apoptosis of human osteoclasts through ERK1／2 and Akt signaling pathways［J］．Bone，2014，60（3）：112－21．

［7］ Liu X，Chen B，Chen L，et al．U-shape suppressive effect of phe-nol red on the epileptiform burst activity via activation of estrogen receptors in primary hippocampal culture［J］．PLoS One，2013，8 （4）：e60189．

［8］ 黄 砚，杨俊卿，谢灵瑶．咖啡酸对大鼠海马神经元铝盐损伤的保护作用［J］．中国药理学通报，2009，25（12）：1605－9．

［8］ Huang Y，Yang J Q，Xie L Y．Protective effect of caffeicacid on damage induced by aluminum-overload in primary cultured rat hip-pocampal neuron［J］．Chin Pharmacol Bull，2009，25（12）：1605 －9．

［9］ Molloy D W，Standish T I，Nieboer E，et al．Effects of acute ex-posure to aluminum on cognition in humans［J］．J Toxicol Environ Health A，2007，70（23）：2011－9．

［10］Bharathi，Shamasundar N M，Sathyanarayana Rao T S，et al．A new insight on Al-maltolate-treated aged rabbit as Alzheimer′s ani-mal model［J］．Brain Res Rev，2006，52（2）：275－92．

［11］Chen T J，Cheng H M，Wang D C，et al．Nonlethal aluminum malto-late can reduce brain-derived neurotrophic factor-induced Arc ex-pression through interrupting the ERK signaling in SH-SY5Y neuro-blastoma cells［J］．Toxicol Lett，2011，200（1-2）：67－76．

［12］Chen T J，Hung H S，Wang D C，et al．The protective effect of Rho-associated kinase inhibitor on aluminum-induced neurotoxicity in rat cortical neurons［J］．Toxicol Sci，2010，116（1）：264－72．

［13］Johnson V J，Kim S H，Sharma R P．Aluminum-maltolate induces apoptosis and necrosis in neuro-2a cells：potential role for p53 sig-naling［J］．Toxicol Sci，2005，83（2）：329－39．

［14］Hata A N，Breyer R M．Pharmacology and signaling of prostaglan-din receptors：multiple roles in inflammation and immune modula-tion［J］．Pharmacol Ther，2004，103（2）：147－66．

［15］Arima M，Fukuda T．Prostaglandin D（2）and T（H）2 inflamma-tion in the pathogenesis of bronchial asthma［J］．Korean J Intern Med，2011，26（1）：8－18．

［16］Schroder R，Xue L，Konya V，et al．PGH1，the precursor for the anti-inflammatory prostaglandins of the 1-series，is a potent activa-tor of the pro-inflammatory receptor CRTH2／DP2［J］．PLoS One，2012，7（3）：e33329．

Effects of DP2intervention on primary cultured rat hippocampal neuron treated with aluminum overload

YANG Qun-fang，WEI Yu-ling，YANG Jun-qing
（Dept of Pharmacology，Key Laboratory of Biochemistry and Molecular Pharmacology，Chongqing Medical University，Chongqing 400016，China）

Abstract：Aim To establish primary cultured rat hip-pocampal neuron damage model induced by aluminum maltolate and study the effect of intervention for DP2on primary cultured rat hippocampal neuron treated withbook=1076,ebook=45aluminum overload．Methods The hippocampus was dissected out from fetal rat（embryonic 18 d）．After being cultured for 7 d，the hippocampal neuron was treated with Al（malt）3to establish the model of prima-ry cultured rat hippocampal neuron damage and mean-while treated with DP2agonist DK-PGD2and DP2an-tagonist CAY10471，respectively．After treatment for 24 h，the cell viability was measured by MTT and LDH，Ca2＋fluorescence intensity．Neuronal pathomor-phology was observed by HE staining．Results The purity of hippocampal neuron was more than 95%．Compared with the control group，the number of hipp-ocampal neurons was reduced and neurons became chromatic agglutination and karyopyknosis in aluminum overload group．Treatment of aluminum caused a sig-nificant decrease in MTT value（P＜0.01）and an in- crease in the LDH leakage rate（P＜0.01）．The Ca2＋fluorescence intensity significantly increased（P＜0.01）in aluminum overload group．Compared with that of the aluminum overload group，treatment of DK-PGD2，a selective DP2agonist，significantly aggravated the primary cultured rat hippocampal neuron injury caused by aluminum overload accompanied with the significant decrease of MTT value（P＜0.01，P＜0.05）and an increase of the LDH leakage rate（P＜0.01），significant increase of Ca2＋fluorescence inten-sity of neuron．Treatment of CAY10471，a selective DP2antagonist，had opposite effects of DK-PGD2．Conclusion The activation of DP2can increase hipp-ocampal neural susceptibility to aluminum overload．

Key words：hippocampal neuron；aluminum overload；DP2；Ca2＋；DK-PGD2；CAY10471

作者简介：阳群芳（1989－），女，硕士生，研究方向：神经精神药理学，E-mail：yqfang0817＠163．com；杨俊卿（1968－），男，博士，教授，博士生导师，研究方向：神经精神药理学，通讯作者，Tel：023-68485161，E-mail：qqqjy＠sohu．com

基金项目：国家自然科学基金资助项目（No 81070972）

收稿日期：2015－03－11，修回日期：2015－04－14

文献标志码：A

文章编号：1001－1978（2015）08－1071－06

doi：10．3969／j．issn．1001－1978．2015．08．009