花生植株、籽粒及田间土壤氟磺胺草醚残留分析方法研究

李广领， 郭梅燕， 谷珊山， 董丽红， 刘 博， 郭文举， 陈锡岭

(河南科技学院，新乡 453003)

实验方法与技术

花生植株、籽粒及田间土壤氟磺胺草醚残留分析方法研究

李广领， 郭梅燕， 谷珊山， 董丽红， 刘 博， 郭文举， 陈锡岭*

(河南科技学院，新乡 453003)

在前人研究基础上，确立了花生植株以甲醇、乙二胺-N-丙基硅烷(PSA)和石墨化炭黑(GCB)为基质分散萃取材料，花生籽粒和田间土壤分别以酸化甲醇和乙腈为分散萃取溶剂，以PSA为基质净化材料的3类氟磺胺草醚残留样品前处理程序，建立并优化了花生籽粒、花生植株和田间土壤氟磺胺草醚残留高效液相色谱检测方法。结果显示，氟磺胺草醚在0.05～10.0 mg/L质量浓度范围内与对应色谱峰积分面积线性响应良好，回归方程为y=2.562 8x-0.006 8(r2=0.999 8)。在0.05 ～0.5 mg/kg氟磺胺草醚添加范围内，花生籽粒、植株和田间土壤中的平均回收率为85.6%～113.5%，相对标准偏差为1.5%～9.7%。花生植株、籽粒和田间土壤中氟磺胺草醚的检出限分别为0.024、0.029和0.031 mg/kg。基质效应试验结果表明，该样品前处理方法获得的分析样品基质效应不明显，表明该残留样本前处理方法和样品检测方法简便、高效、经济、可靠，可满足氟磺胺草醚在花生植株、籽粒及田间土壤中残留的定量检测要求。

氟磺胺草醚； 花生植株； 花生籽粒； 花生田土壤； 基质分散萃取； 残留分析

氟磺胺草醚属二苯醚类除草剂，主要用于防治大豆、花生田以及果园、橡胶种植园内一年生或多年生阔叶杂草[1]。氟磺胺草醚在土壤中残留期长达63～527 d，且很容易在土壤中随地表径流和土壤淋溶而运动，危害到相邻农田和河岸带植被；此外，氟磺胺草醚还能在一些水生生物体内富集，对水生生物产生毒害，并通过食物链对人类造成危害[2-4]。氟磺胺草醚的科学使用和残留问题至今备受关注，有关作物和土壤中氟磺胺草醚的残留分析方法已报道的有气相色谱法[5]、高效液相色谱法[6]、生物测定法[7]、放射性示踪技术[8]以及液-质联用[9]、气-质联用[10]等方法。由于气相色谱检测需要衍生化、色质联用技术对残留样品前处理技术要求严格，目前国内主要采用的是液相色谱检测，而已报道的花生和土壤中氟磺胺草醚液相色谱检测方法前处理程序复杂[11-13]，费工、费时、成本高，不适于大批量样品分析检测。

QuEChERS方法于2003年由Anastassiades等[14]提出，主要用于含水量高的果蔬类样品的前处理，因其具有快速、简单、廉价、有效、可靠、安全等特点而得名QuEChERS(Quick，Easy，Cheap，Effective，Rugged and Safe)。后经Lehotay等[15-17]的不断改进、优化，目前已广泛应用于农药、兽药和抗生素等上百种药物残留分析中，不仅可以用于非脂类食品中农药残留的分析，还可用于脂类食品中农药残留的分析。本研究拟建立并优化花生籽粒、花生植株及其田间土壤中氟磺胺草醚QuEChERS前处理方法和高效液相色谱方法，以期为花生生产上氟磺胺草醚的科学合理使用和残留规律研究提供科学依据和技术支持。

1 材料和方法

1.1 仪器、试剂与样品

Agilent-1260型HPLC(带自动进样器和紫外检测器)，美国Agilent公司；BS-1EA型振荡培养箱，金坛市杰瑞尔电器有限公司；RE-52型旋转蒸发仪，上海亚荣生化仪器厂；FA1004B型分析天平，上海佑科仪器仪表有限公司；TDL-5000B型大容量冷冻离心机，上海安亭科技仪器厂；KH19A小型医用离心机，湖南凯达科技有限公司。

乙二胺-N-丙基硅烷(PSA)、石墨化炭黑(GCB)(天津博纳艾杰尔科技有限公司)，分析级甲醇、磷酸二氢钾、冰乙酸和无水硫酸镁为天津市科密欧化学试剂有限公司产品；分析级乙腈、二氯甲烷和磷酸为天津市福晨化学试剂厂产品；HPLC级乙腈和甲醇为天津赛孚瑞科技有限公司产品；水为实验室二次蒸馏水。氟磺胺草醚标准样品(98.8%)为上海市农药研究所研制。

花生及土壤样品采自河南科技学院试验田。

1.2 样品的前处理方法

花生植株用组织捣碎机均质化，自然风干的花生籽粒用研钵研碎，土壤经风干后碾碎，除去砂砾和植物残体后过2 mm样品筛，备用。

1.2.1 样品提取

花生植株和花生籽粒样品：将均质化的10 g植株和5 g籽粒样品分别放入50 mL离心管中，植株样品用15 mL甲醇涡旋提取5 min，籽粒样品用10 mL含1%冰乙酸的甲醇涡旋提取5 min。4 000 r/min离心10 min，取2 mL上清液于2 mL离心管中待净化。

田间土壤样品：10 g土壤样品于50 mL离心管中，加入5 mL 1%甲酸水溶液和10 mL乙腈，涡旋提取5 min，4 000 r/min离心10 min，取2 mL上清液于2 mL离心管中待净化。

1.2.2 样品净化

花生植株样品用150 mg无水Mg2SO4+30 mg GCB+30 mg PSA净化；籽粒和土壤样品用150 mg无水Mg2SO4+50 mg PSA净化，涡旋1 min，5 000 r/min离心3 min，上清液过0.22 μm滤膜，待HPLC检测。

1.3 HPLC检测条件

色谱柱：Ultimate XB-C18柱(5 μm, 4.6 mm×250 mm)；柱温40 ℃；流动相：水(pH 2.5,含0.4%的KH2PO4)∶乙腈=41∶59；流速1.0 mL/min；检测波长290 nm；进样量5 μL。

2 结果与分析

2.1 色谱条件的确定

按照“1.2”的前处理方法分别处理花生植株、籽粒和土壤空白样品和添加样品，在“1.3”的色谱条件下检测样品，可获得氟磺胺草醚在本样品中稳定、良好的分离效果。图1～3分别为花生植株、籽粒和土壤样品中添加氟磺胺草醚的色谱分离效果。

图1 优化条件下花生植株中添加氟磺胺草醚的色谱图Fig.1 Chromatogram of fomesafen in peanut plantsunder the optimal chromatographic conditions

图2 优化条件下花生籽粒中添加氟磺胺草醚的色谱图Fig.2 Chromatogram of fomesafen in peanuts under the optimal chromatographic conditions

图3 优化条件下土壤中添加氟磺胺草醚的色谱图Fig.3 Chromatogram of fomesafen in peanut field soilunder the optimal chromatographic conditions

2.2 方法的线性与检测灵敏度

将氟磺胺草醚标准贮备液(100 mg/L)用流动相分别稀释为0.05、0.1、0.5、1、5和10 mg/L共6个浓度的工作标样，按照确定的色谱条件进样分析。结果显示，氟磺胺草醚的不同浓度与对应的色谱峰响应面积线性响应良好，线性回归方程为y=2.562 8x-0.006 8(r2=0.999 8)(图4)，以3倍信噪比计算得方法的最小检出量(LOD)为0.013 ng。

图4 优化色谱条件下氟磺胺草醚的标准曲线Fig.4 Calibration curve of fomesafen under the optimal chromatographic conditions

2.3 方法的准确度与精密度

采用模拟添加法，分别进行土壤、花生籽粒和花生植株做0.05、0.1和0.5 mg/kg 3个水平的添加回收率试验，计算添加回收率和变异系数，结果见表1。

表1 花生植株、花生籽粒及田间土壤中氟磺胺草醚的添加回收率Table 1 Recoveries of fomesafen in peanut plants,peanut and peanut field soil

表1显示，氟磺胺草醚在花生植株、籽粒及田间土壤中的添加回收率均大于85%，变异系数均小于10%，按校正曲线法[18]计算得花生植株、籽粒和田间土壤中的氟磺胺草醚检出限分别为0.024、0.029和0.031 mg/kg。

2.4 基质效应分析

为考察基质效应，分别称取空白花生植株、花生籽粒和田间土壤，按照“1.2”样品前处理程序处理后，再配制浓度分别为0.05、0.1、0.5、1、5和10 mg/L的3种样品的基质标样，进样1 μL，检测。以进样浓度为横坐标，以峰面积为纵坐标，进行线性回归，得到基质标样标准曲线，并将基质标样曲线的斜率与溶剂标样曲线的斜率进行比较得到斜率比值，以确定样品前处理基质效应的强弱[19]，结果见表2。可以看出，花生植株、籽粒和田间土壤中氟磺胺草醚的基质标样与溶剂标样的斜率比值分别为0.968 3、1.104 5和0.895 8，说明3种样本基质中基质效应均不明显。

2.5 实际样品检测

在试验田，花生苗期按推荐剂量一次施药，对田间施药后的花生植株和田间土壤定期取样进行检测，10份土壤样品中均检测到氟磺胺草醚残留，10份花生植株样品中前期采集样品检测到氟磺胺草醚残留，后期样品未检出，收获时花生籽粒和花生植株中均未检出氟磺胺草醚残留。

3 讨论与结论

该方法在建立的过程中先后尝试了使用甲醇、乙腈和二氯甲烷对花生植株、花生籽粒和田间土壤进行提取，尽管从添加回收率数值上看都能满足农药残留分析的基本要求，但二氯甲烷提取时需浓缩后再转换溶剂，步骤繁琐，故舍弃；考虑到乙腈的毒性，花生植株和花生籽粒选用甲醇提取。对于田间土壤样品，在提取时需加入水进行基质匹配，虽然甲醇和水可以混溶，但甲醇提取物中含杂质多，严重干扰目标色谱峰，故采用乙腈提取。另外，考虑到氟磺胺草醚为弱酸性，在提取时加入一定量的酸可以提高回收率，故花生籽粒用弱酸酸化的甲醇提取，土壤用弱酸酸化的乙腈提取，但同样的方法应用于花生植株样品提取时，试验结果显示酸的存在与否并不影响回收率，故直接用甲醇提取。样品净化环节中，依次分别选用C18、PSA和Florisil作为样品基质净化材料进行试验，通过净化效果和回收率等综合评估，最后确定以PSA作为样品净化材料。对于PSA用量，分别以30、50和100 mg的用量比较净化效果，试验发现，随着PSA量的增加，部分杂质峰面积会减小，但氟磺胺草醚的回收率并无差异，考虑到经济、有效，确定50 mg PSA为样品净化剂用量。另考虑到花生植株样品中含有大量色素，故加入适量GCB，以有效去除。

综合来看，所建立样品分散固相萃取前处理程序操作简便、提取溶剂用量少、省时省力、净化效果好，高效液相色谱检测方法线性范围宽、检测灵敏度高。可满足氟磺胺草醚在花生植株、花生籽粒及田间土壤中残留的定量检测要求。本研究为花生植株、花生籽粒及田间土壤中氟磺胺草醚的残留检测提供了可靠的技术保证。

[1]刘长令. 世界农药大全(除草剂卷)[M]. 北京：化学工业出版社, 2002:192-194.

[2]Johnson D H, Talbert R E.Imazaquin, chlorimuron and fomesafen may injury rotation vegetables and sunflower (Helianthusannuus)[J]. Weed Technology, 1993, 7(3):573-577.

[3]United States Environmental Protection Agency. Ecological risk assessment problem formulation for fomesafen[R]. Washington D C, 2006.

[4]Russo J, Madec L, Brehélin M. Effect of a toxicant on phagocytosis pathways in the freshwater snailLymnaeastagnalis[J]. Cell and Tissue Research, 2008, 333(1):147-158.

[5]Zeneca Ag Products Western Research Center. Determination of fomesafen in green bean and other crops by gas chromatography[R]. WRI:TMR0626B, 1996.

[6]朱有为, 陆贻通, 段丽丽. 液相色谱测定土壤中氟磺胺草醚残留量方法研究[J].环境污染与防治, 1996, 18(5):36-37.

[7]高世杰, 韩玉军, 蒋凌雪, 等. 氟磺胺草醚的生物测定方法研究[J]. 东北农业大学学报, 2011, 42(7):45-49.

[8]开美玲, 郭江峰, 金仁耀, 等. 氟磺胺草醚在模拟水生生态系统中的行为特征[J].农业环境科学学报,2005,24(3):486-489.

[9]Laganà A, Fago G, Marino A, et al. Liquid chromatography mass spectrometry tandem for multiresidue determination of selected post-emergence herbicides after soil column extraction[J]. Analytica Chimica Acta, 2000, 415(1/2):41-56.

[10]Boyd-Boland A A, Magdic S, Pawlisyzn J B.Simultaneous determination of 60 pesticides in water using solid-phase microextraction and gas chromatography-mass spectrometry[J]. Analyst, 1996, 121(7):929-937.

[11]陆贻通, 朱有为. 二苯醚类除草剂在土壤中的降解动态及作物上的残留[J]. 浙江农业大学学报, 1996, 22(5)： 485-488.

[12]郭江峰, 陆贻通, 孙锦荷. 氟磺胺草醚在花生和大豆田中的残留动态[J].农业环境保护, 2000, 19(2):82-84.

[13]李晓薇. 不同吸附剂对除草剂在土壤中吸附/解吸行为的影响[D].哈尔滨：东北农业大学,2009.

[14]Anastassiades M, Lehotay S J, Stajnbaher D, et al. Fast and easy multiresidue method employing acetonitrile extraction/partitioning and “dispersive solid-phase extraction” for the determination of pesticide residues in produce[J]. Journal of AOAC International, 2003, 86(2):412-431.

[15]Lehotay S J, Dekok A, Hiemstra M. Validation of a fast and easy method for the determination of residues from 229 pesticides in fruits and vegetables using gas and liquid chromatography and mass spectrometric detection[J]. Journal of AOAC International, 2005, 88(2):595-614.

[16]Lehotay S J, Maštovska K. Evaluation of two fast and easy methods for pesticide residue analysis in fatty food matrixes[J]. Journal of AOAC International, 2005, 88(2):630.

[17]Lehotay, S J, Maštovská K, Lightfield A R. Use of buffering to improve results of problematic pesticides in a fast and easy method for residue analysis of fruits and vegetables[J]. Journal of AOAC International, 2005, 88(2):615.

[18]蔡潞莎, 胡奇, 芮三亚. 蔬菜中有机磷农药多残留分析:方法检出限的对比研究[J]. 食品科学, 2006, 27(11):449-454.

[19]周莉, 王新全, 徐浩, 等. 液相色谱-串联质谱法测定叶菜类蔬菜中16种农药的基质效应研究[J].理化检验(化学分册), 2011, 47(12):1398-1401.

Residueanalysismethodoffomesafeninpeanutplants,peanutsandpeanutfieldsoilsbyQuEChERS-HPLC

Li Guangling, Guo Meiyan, Gu Shanshan, Dong Lihong, Liu Bo, Guo Wenju, Chen Xiling

(HenanInstituteofScienceandTechnology,Xinxiang453003,China)

A method has been developed for determining fomesafen residues in peanut plants, peanuts and peanut field soil by high performance liquid chromatography(HPLC). Fomesafen residues in peanut plants was extracted by methanol and then purified by primary secondary amine(PSA) and graphitized carbon black(GCB), and fomesafen residues in peanuts or soil was extracted by methanol or acetonitrile(containing 1% formic acid), and then purified by PSA.Then these detection samples were detected by HPLC under the optimal conditions. The results showed, under the optimal conditions, the calibration curves showed good linearity(y=2.562 8x-0.006 8,r2=0.999 8) at 0.05-10.0 mg/L concentration of fomesafen, the average recoveries of fomesafen in peanut plants, peanuts, peanut field soil at the three spiked concentration levels ranged from 85.6% to 113.5%, and the relative standard deviations was 1.5%-9.7%. The lowest concentration detected of fomesafen in peanut plants, peanuts and peanut field soil were 0.024 mg/kg, 0.029 mg/kg and 0.031 mg/kg, respectively. The matrix effect of the method was studied and there was no significant difference. In sum, the method was simple, efficient, economy and reliable, which can meet quantitative detection requirements in peanut, peanut plants and soil.

fomesafen; peanut plant; peanut; peanut field soil; dispersive solid phase extraction; residues analysis

2013-12-31

：2014-01-31

公益性行业(农业)科研专项(201203098); 国家级大学生创新创业训练计划项目(20121046701703); 河南省教育厅科学技术研究重点项目(13B210003)

S 481.8

：ADOI：10.3969/j.issn.0529-1542.2014.06.020

* 通信作者 E-mail:chenxiling@hist.edu.cn