隐花色素基因CRY2延迟拟南芥营养生长时相转变

蒋玮琳　龙鸿

摘 要 高等植物的胚后发育经历了2个重要的时相转变，即营养生长时相转变与成花转变。这2个转变都受到内源因子与外源因子的综合调控。调控这两个转变的基因网络存在共同的因子，如部分SPL家族基因。以拟南芥叶片远轴面表皮毛的出现和miR156的表达量为形态和分子生物学标志，研究参与成花转变的光受体基因CRY2对营养时相转变的影响，结果表明CRY2影响营养生长时相转变，突变体cry2-1的营养生长时相转变推迟。

关键词 拟南芥；营养生长时相转变；光受体；CRY2

中图分类号 Q945 文献标识码 A

Abstract Higher plants undergo two important phase transitions， including the vegetative phase change and the reproductive phase transition during its postembryonic development. Both of them are mediated by an integration of internal and external factors. The gene networks regulating the vegetative phase change and the reproductive phase transition share some regulatory elements， such as partial SPL genes. The effect of CRY2， a photoreceptor essential for floral induction， on the vegetative phase change in Arabidopsis thaliana using the onset of abaxial trichomes on rosette leaves as morphological marker and miR156 expression as molecular marker were studied. The results showed that vegetative phase change in cry2-1 mutant was delayed， which indicating CRY2 gene also plays an important role in the vegetative phase change.

Key words Arabidopsis thaliana； Vegetative phase change； Photoreceptors； CRY2

doi 10.3969/j.issn.1000-2561.2014.11.019

高等植物生长在种子萌发后经历了两个发育转变，即幼龄期（juvenile）向成熟期（adult）的营养生长时相转变（vegetative phase change，VPC）和营养生长向生殖生长的成花转变[1]。拟南芥VPC伴随着表型的改变，如幼龄期叶为卵圆形、边缘圆滑且不出现远轴面表皮毛，而成熟期叶的叶片狭长，边缘有锯齿且远轴面分布有表皮毛[2]。

生理学以及遗传学的研究已经证明，这两个发育转变都受到多种内源因子和外源环境因子的综合调控。植物营养生长幼龄期中，miR156高表达，随着发育的进程miR156表达量逐渐下降[3]。miR156通过其目标基因，即SPL转录因子家族来瞬时调控VPC。在拟南芥中，SPL3、SPL4和SPL5主要调控开花时间及VPC；SPL9和SPL15主要调控叶起始和VPC[3-4]。超表达miR156的植株幼龄期延长，开花推迟；而超表达SPL3/4/5基因促进VPC与成花诱导[3-4]。

分子遗传学研究结果表明，各发育时相转变之间既区别又联系。许多调控成花起始的基因并不参与VPC，例如terminal flower1-10突变体[5]。相反，一些拟南芥VPC提前的突变体并不提前开花[6]。hasty（hst）突变体既与VPC相关，又参与成花转变的调控[7]。

光作为最重要的环境因子之一，既为植物提供光合作用的能量，又作为环境信号调控植物的发育周期[8]。光质以及光照度主要通过两种光受体影响植物发育，红光/远红光受体光敏色素以及蓝光受体隐花色素。光受体基因的突变可能导致开花的推迟或提前。研究结果表明，光敏色素PHYB与隐花色素CRY2拮抗作用调控开花调节蛋白CO（CONSTANS）的稳定性[9]，并且PHYB介导红光抑制开花而CRY2介导蓝光抑制PHYB的功能[10]。然而这些基因是否参与VPC调控仍未知。

研究VPC调控机制对于幼龄期较长的植物种类（如木本果树植物）意义重要，调控其缩短幼龄期，提前开花，可及早产生经济效益。本研究通过cry2功能缺失突变体来探讨CRY2对VPC的影响，为光调控植物营养生长发育过程提供实验依据。

1 材料与方法

1.1 材料和培植方法

拟南芥Col生态型的种子由作物遗传改良国家重点实验室须健教授课题组惠赠，WT-Col背景下的cry2-1突变体的种子购自Arabidopsis Biological Resource Center at Ohio State University（Columbus， Ohio）。

种子在4 ℃条件下春化3 d，然后点种至小塑料盆中，做好标签，盖上保鲜膜以保湿，长日照条件下培养7 d后揭膜。培养条件为营养土 ∶ 蛭石=3 ∶ 2，使用前灭菌，并用蒸馏水充分浸泡，每3 d浇水一次。长日照培养条件为22 ℃，光照16 h，暗培养8 h；植株的生长时间从播种当天开始计算。

1.2 方法

种子萌发后，开始观察表型，记录植株的生长速率。统计长日照（LD）生长条件下生长的野生型及相应背景突变体的幼龄叶数目，总莲座叶数目以及出现可见花芽的时间等。并进行叶形分析。

使用反转录PCR（RT-PCR）检测MIR156a的转录水平；荧光定量PCR（Q-PCR）检测miR156的表达量。鉴于miR156维持植株幼龄性状，促进幼龄叶的产生，本研究从植株开始出现第一对真叶（即第一对营养叶）起，每3 d取材1次。Trizol（北京全式金生物技术有限公司）法提取植株的总RNA，DNase I（RNase free， TaKaRa公司）去除总RNA中的DNA。miR156的Q-PCR以U6为内参，SYBRR PrimeScriptTM miRNA RT-PCR Kit试剂盒（TaKaRa公司）进行加尾法反转录与Q-PCR。寡聚引物核苷酸序列如下：miR156-RT-S： 5′-GGCTGACAGAAG

AGAGTGAG-3′，U6-RT-S： 5′-CGGGGACATCCGA

TAAAATT-3′，U6-RT-A： 5′-GATTTATGCGTGTCA

TCCTTGC-3′。

2 结果与分析

2.1 CRY2突变延长拟南芥的生长周期

长日照（LD）生长条件下的cry2-1突变体与Col野生型植株的生长周期具有差异（图1）。结果表明，在LD条件下，Col型植株生长22 d即可抽薹转变为生殖生长，而cry2-1植株的营养生长延长了10 d，其莲座叶的总数量也几乎是Col野生型植株的2倍（表1），说明CRY2基因突变延迟了拟南芥的营养生长（图1）。

2.2 莲座叶远轴面表皮毛出现显示营养生长时相转变被延迟

幼龄期与成熟期所产生的叶片具有形态差异，幼龄期的叶片不具有远轴面表皮毛，而成熟期叶片开始出现表皮毛[7]。cry2-1突变体与Col野生型植株出现叶片远轴面表皮毛的叶片数目不同（表1）。结果表明，Col植株开始出现远轴面表皮毛的叶数目为8.0，而cry2-1突变体是9.2，即cry2-1突变体的营养时相转变比野生型晚1.2个叶间隔期。而cry2-1突变体的总营养生长比Col多14个叶间隔期（表1）。这些结果说明，CRY2突变同时延长了拟南芥的幼龄期与成熟期（图2）。

2.3 miR156表达水平显示CRY2突变导致营养生长时相转变推迟

反转录PCR（RT-PCR）显示，在Col与cry2-1植株中MIR156a的转录水平都随着生长进程呈下降趋势。并且当植株快进入生殖生长期（即Col植株生长到20 d，cry2-1植株生长到26 d）时，RT-PCR已经检测不到MIR156a的转录（图3）。

进一步的荧光定量PCR检测结果表明，cry2-1突变体中miR156的表达量远远低于Col野生型植株（图4）。而cry2-1突变体中miR156的低表达量导致远轴面表皮毛的出现比Col植株晚（图2）。并且，Col植株在生长15 d时，其miR156的表达量已经降低1倍多，而cry2-1突变体植株生长18 d后miR156的表达量才降低1倍。说明在相同的生长时间内，野生型植株miR156表达量的下降更快，比cry2-1突变体植株更早完成VPC过程，即cry2-1突变体的VPC相对于野生型植株推迟。

3 讨论与结论

高等植物在发育过程中必须经历一个VPC的过程，由幼龄期转变为成熟期后才具备生殖能力。拟南芥叶片远轴面表皮毛的产生是易于观察的VPC形态标志[5]。一些miRNA也参与VPC的调控，其中最主要的是miR156和miR172[3]。研究结果表明，VPC受到叶片中的某种移动信号分子的调控，这种信号分子能够抑制幼龄叶原基中miR156的表达[11]。由于叶的发育受到内源营养的限制，内源糖降低miR156的表达量，降低光合效率可增加miRNA的量[12-13]。蔗糖在植物组织中可以通过维管组织移动，抑制miR156的表达，很有可能就是这种移动的叶源信号[12-13]。关于VPC调控虽已有一些结论，其机制仍不清楚。

研究结果表明，拟南芥生长在12、8、4或3 h的光周期条件下，当光照不足时，淀粉的合成增加，降解下降，苹果酸与延胡索酸含量下降，蛋白总量下降以及相关生长率下降[14]。在幼苗中，光受体的主要功能是促进营养生长和积累光合产物。这些光受体还抑制生殖发育，直到植物足够成熟。这与PHYB、PHYC、PHYD和PHYE基因的突变都导致突变体植株开花比野生型早相一致[15]。笔者的研究结果表明，Col植株在15 d时生长7片莲座叶，cry2-1突变体植株在18 d时生长9片莲座叶；而Col植株与cry2-1突变体植株的幼龄叶数目分别为7.0与8.6，说明Col植株在生长15 d时出现远轴面表皮毛，而cry2-1突变体植株在生长18 d后开始出现远轴面表皮毛，因此Col植株生长很有可能在15 d左右出现VPC，而cry2-1突变体植株的VPC则可能在生长18 d后发生。Col植株在生长15 d时，其miR156的表达量已经降低1倍多（p<0.01， n=3， ±SD），而cry2-1突变体植株生长18 d后miR156的表达量才降低1倍（p<0.01， n=3， ±SD）；也表明CRY2基因突变推迟VPC进程。由于CRY2作为光受体直接感受光刺激，同时也是调控开花的主要光受体之一，笔者推测CRY2与PHYB互为拮抗作用，成为调控VPC的因子。CRY2与PHYB参与开花调控的研究结果表明，拟南芥的生长存在一个光质敏感期，即种子萌发后的1～7 d。只有在此期间，将Col植株从开花促进的蓝光条件转变为开花抑制的红光条件可以导致开花时间显著推迟[9]。拟南芥中只有叶肉组织中的PHYB能够通过抑制维管束中FT（FLOWERING LOCUS T）的表达达到抑制开花的结果，且只有维管束中表达的CRY2参与调控开花[16]。关于光受体对VPC的影响，还有待于从光质、光照强度以及组织特异性表达等方面进行研究。

参考文献

[1] Baurle I， Dean C. The timing of developmental transitions in plants[J]. Cell， 2006， 125（4）： 655-664.

[2] Poethig R S. The past， present， and future of vegetative phase change[J]. Plant Physiol， 2010， 154（2）： 541-544.

[3] Wu G， Park M Y， Conway S R， et al. The sequential action of miR156 and miR172 regulates developmental timing in Arabidopsis[J]. Cell， 2009， 138（4）： 750-759.

[4] Wu G， Poethig R S. Temporal regulation of shoot development in Arabidopsis thaliana by miR156 and its target SPL3[J]. Development， 2006， 133（18）： 3 539-3 547.

[5] Telfer A， Bollman K M， Poethig R S. Phase change and the regulation of trichome distribution in Arabidopsis thaliana[J]. Development， 1997， 124（3）： 645-654.

[6] Hunter C， Sun H， Poethig R S. The Arabidopsis heterochronic gene ZIPPY is an ARGONAUTE family member[J]. Curr Biol， 2003， 13（19）： 1 734-1 739.

[7] Telfer A， Poethig R S. HASTY： a gene that regulates the timing of shoot maturation in Arabidopsis thaliana[J]. Development， 1998， 125（10）： 1 889-1 898.

[8] Chen M， Chory J， Fankhauser C. Light signal transduction in higher plants[J]. Annu Rev Genet， 2004， 38（29）： 87-117.

[9] Valverde F， Mouradov A， Soppe W， et al. Photoreceptor regulation of CONSTANS protein in photoperiodic flowering[J]. Science， 2004， 303（5660）： 1 003-1 006.

[10] Mockler T C， Guo H， Yang H， et al. Antagonistic actions of Arabidopsis cryptochromes and phytochrome B in the regulation of oral induction[J]. Development， 1999， 126： 2 073-2 082

[11] Yang L， Conway S R， Poethig R S. Vegetative phase change is mediated by a leaf-derived signal that represses the transcription of miR156[J]. Development， 2011， 138（2）： 245-249

[12] Yu S， Cao L， Zhou C M， et al. Sugar is an endogenous cue for juvenile-to-adult phase transition in plants[J]. Elife， 2013， 2： e269.

[13] Yang L， Xu M， Koo Y， et al. Sugar promotes vegetative phase change in Arabidopsis thaliana by repressing the expression of MIR156A and MIR156C[J]. Elife， 2013， 2： e260.

[14] Gibon Y， Pyl E T， Sulpice R， et al. Adjustment of growth， starch turnover， protein content and central metabolism to a decrease of the carbon supply when Arabidopsis is grown in very short photoperiods[J]. Plant Cell Environ， 2009， 32（7）： 859-874.

[15] Yu X H， Lin C T. Light Regulation of Flowering Time in Arabidopsis[M]. //Wada M， Shimazaki K， Iino M. Light Sensing in Plants. Japan： Springer， 2005： 325-332.

[16] Endo M， Mochizuki N， Suzuki T， et al. CRYPTOCHROME2 in vascular bundles regulates flowering in Arabidopsis[J]. Plant Cell， 2007， 19（1）： 84-93. 高等植物生长在种子萌发后经历了两个发育转变，即幼龄期（juvenile）向成熟期（adult）的营养生长时相转变（vegetative phase change，VPC）和营养生长向生殖生长的成花转变[1]。拟南芥VPC伴随着表型的改变，如幼龄期叶为卵圆形、边缘圆滑且不出现远轴面表皮毛，而成熟期叶的叶片狭长，边缘有锯齿且远轴面分布有表皮毛[2]。

生理学以及遗传学的研究已经证明，这两个发育转变都受到多种内源因子和外源环境因子的综合调控。植物营养生长幼龄期中，miR156高表达，随着发育的进程miR156表达量逐渐下降[3]。miR156通过其目标基因，即SPL转录因子家族来瞬时调控VPC。在拟南芥中，SPL3、SPL4和SPL5主要调控开花时间及VPC；SPL9和SPL15主要调控叶起始和VPC[3-4]。超表达miR156的植株幼龄期延长，开花推迟；而超表达SPL3/4/5基因促进VPC与成花诱导[3-4]。

分子遗传学研究结果表明，各发育时相转变之间既区别又联系。许多调控成花起始的基因并不参与VPC，例如terminal flower1-10突变体[5]。相反，一些拟南芥VPC提前的突变体并不提前开花[6]。hasty（hst）突变体既与VPC相关，又参与成花转变的调控[7]。

光作为最重要的环境因子之一，既为植物提供光合作用的能量，又作为环境信号调控植物的发育周期[8]。光质以及光照度主要通过两种光受体影响植物发育，红光/远红光受体光敏色素以及蓝光受体隐花色素。光受体基因的突变可能导致开花的推迟或提前。研究结果表明，光敏色素PHYB与隐花色素CRY2拮抗作用调控开花调节蛋白CO（CONSTANS）的稳定性[9]，并且PHYB介导红光抑制开花而CRY2介导蓝光抑制PHYB的功能[10]。然而这些基因是否参与VPC调控仍未知。

研究VPC调控机制对于幼龄期较长的植物种类（如木本果树植物）意义重要，调控其缩短幼龄期，提前开花，可及早产生经济效益。本研究通过cry2功能缺失突变体来探讨CRY2对VPC的影响，为光调控植物营养生长发育过程提供实验依据。

1 材料与方法

1.1 材料和培植方法

拟南芥Col生态型的种子由作物遗传改良国家重点实验室须健教授课题组惠赠，WT-Col背景下的cry2-1突变体的种子购自Arabidopsis Biological Resource Center at Ohio State University（Columbus， Ohio）。

种子在4 ℃条件下春化3 d，然后点种至小塑料盆中，做好标签，盖上保鲜膜以保湿，长日照条件下培养7 d后揭膜。培养条件为营养土 ∶ 蛭石=3 ∶ 2，使用前灭菌，并用蒸馏水充分浸泡，每3 d浇水一次。长日照培养条件为22 ℃，光照16 h，暗培养8 h；植株的生长时间从播种当天开始计算。

1.2 方法

种子萌发后，开始观察表型，记录植株的生长速率。统计长日照（LD）生长条件下生长的野生型及相应背景突变体的幼龄叶数目，总莲座叶数目以及出现可见花芽的时间等。并进行叶形分析。

使用反转录PCR（RT-PCR）检测MIR156a的转录水平；荧光定量PCR（Q-PCR）检测miR156的表达量。鉴于miR156维持植株幼龄性状，促进幼龄叶的产生，本研究从植株开始出现第一对真叶（即第一对营养叶）起，每3 d取材1次。Trizol（北京全式金生物技术有限公司）法提取植株的总RNA，DNase I（RNase free， TaKaRa公司）去除总RNA中的DNA。miR156的Q-PCR以U6为内参，SYBRR PrimeScriptTM miRNA RT-PCR Kit试剂盒（TaKaRa公司）进行加尾法反转录与Q-PCR。寡聚引物核苷酸序列如下：miR156-RT-S： 5′-GGCTGACAGAAG

AGAGTGAG-3′，U6-RT-S： 5′-CGGGGACATCCGA

TAAAATT-3′，U6-RT-A： 5′-GATTTATGCGTGTCA

TCCTTGC-3′。

2 结果与分析

2.1 CRY2突变延长拟南芥的生长周期

长日照（LD）生长条件下的cry2-1突变体与Col野生型植株的生长周期具有差异（图1）。结果表明，在LD条件下，Col型植株生长22 d即可抽薹转变为生殖生长，而cry2-1植株的营养生长延长了10 d，其莲座叶的总数量也几乎是Col野生型植株的2倍（表1），说明CRY2基因突变延迟了拟南芥的营养生长（图1）。

2.2 莲座叶远轴面表皮毛出现显示营养生长时相转变被延迟

幼龄期与成熟期所产生的叶片具有形态差异，幼龄期的叶片不具有远轴面表皮毛，而成熟期叶片开始出现表皮毛[7]。cry2-1突变体与Col野生型植株出现叶片远轴面表皮毛的叶片数目不同（表1）。结果表明，Col植株开始出现远轴面表皮毛的叶数目为8.0，而cry2-1突变体是9.2，即cry2-1突变体的营养时相转变比野生型晚1.2个叶间隔期。而cry2-1突变体的总营养生长比Col多14个叶间隔期（表1）。这些结果说明，CRY2突变同时延长了拟南芥的幼龄期与成熟期（图2）。

2.3 miR156表达水平显示CRY2突变导致营养生长时相转变推迟

反转录PCR（RT-PCR）显示，在Col与cry2-1植株中MIR156a的转录水平都随着生长进程呈下降趋势。并且当植株快进入生殖生长期（即Col植株生长到20 d，cry2-1植株生长到26 d）时，RT-PCR已经检测不到MIR156a的转录（图3）。

进一步的荧光定量PCR检测结果表明，cry2-1突变体中miR156的表达量远远低于Col野生型植株（图4）。而cry2-1突变体中miR156的低表达量导致远轴面表皮毛的出现比Col植株晚（图2）。并且，Col植株在生长15 d时，其miR156的表达量已经降低1倍多，而cry2-1突变体植株生长18 d后miR156的表达量才降低1倍。说明在相同的生长时间内，野生型植株miR156表达量的下降更快，比cry2-1突变体植株更早完成VPC过程，即cry2-1突变体的VPC相对于野生型植株推迟。

3 讨论与结论

高等植物在发育过程中必须经历一个VPC的过程，由幼龄期转变为成熟期后才具备生殖能力。拟南芥叶片远轴面表皮毛的产生是易于观察的VPC形态标志[5]。一些miRNA也参与VPC的调控，其中最主要的是miR156和miR172[3]。研究结果表明，VPC受到叶片中的某种移动信号分子的调控，这种信号分子能够抑制幼龄叶原基中miR156的表达[11]。由于叶的发育受到内源营养的限制，内源糖降低miR156的表达量，降低光合效率可增加miRNA的量[12-13]。蔗糖在植物组织中可以通过维管组织移动，抑制miR156的表达，很有可能就是这种移动的叶源信号[12-13]。关于VPC调控虽已有一些结论，其机制仍不清楚。

研究结果表明，拟南芥生长在12、8、4或3 h的光周期条件下，当光照不足时，淀粉的合成增加，降解下降，苹果酸与延胡索酸含量下降，蛋白总量下降以及相关生长率下降[14]。在幼苗中，光受体的主要功能是促进营养生长和积累光合产物。这些光受体还抑制生殖发育，直到植物足够成熟。这与PHYB、PHYC、PHYD和PHYE基因的突变都导致突变体植株开花比野生型早相一致[15]。笔者的研究结果表明，Col植株在15 d时生长7片莲座叶，cry2-1突变体植株在18 d时生长9片莲座叶；而Col植株与cry2-1突变体植株的幼龄叶数目分别为7.0与8.6，说明Col植株在生长15 d时出现远轴面表皮毛，而cry2-1突变体植株在生长18 d后开始出现远轴面表皮毛，因此Col植株生长很有可能在15 d左右出现VPC，而cry2-1突变体植株的VPC则可能在生长18 d后发生。Col植株在生长15 d时，其miR156的表达量已经降低1倍多（p<0.01， n=3， ±SD），而cry2-1突变体植株生长18 d后miR156的表达量才降低1倍（p<0.01， n=3， ±SD）；也表明CRY2基因突变推迟VPC进程。由于CRY2作为光受体直接感受光刺激，同时也是调控开花的主要光受体之一，笔者推测CRY2与PHYB互为拮抗作用，成为调控VPC的因子。CRY2与PHYB参与开花调控的研究结果表明，拟南芥的生长存在一个光质敏感期，即种子萌发后的1～7 d。只有在此期间，将Col植株从开花促进的蓝光条件转变为开花抑制的红光条件可以导致开花时间显著推迟[9]。拟南芥中只有叶肉组织中的PHYB能够通过抑制维管束中FT（FLOWERING LOCUS T）的表达达到抑制开花的结果，且只有维管束中表达的CRY2参与调控开花[16]。关于光受体对VPC的影响，还有待于从光质、光照强度以及组织特异性表达等方面进行研究。

参考文献

[1] Baurle I， Dean C. The timing of developmental transitions in plants[J]. Cell， 2006， 125（4）： 655-664.

[2] Poethig R S. The past， present， and future of vegetative phase change[J]. Plant Physiol， 2010， 154（2）： 541-544.

[3] Wu G， Park M Y， Conway S R， et al. The sequential action of miR156 and miR172 regulates developmental timing in Arabidopsis[J]. Cell， 2009， 138（4）： 750-759.

[4] Wu G， Poethig R S. Temporal regulation of shoot development in Arabidopsis thaliana by miR156 and its target SPL3[J]. Development， 2006， 133（18）： 3 539-3 547.

[5] Telfer A， Bollman K M， Poethig R S. Phase change and the regulation of trichome distribution in Arabidopsis thaliana[J]. Development， 1997， 124（3）： 645-654.

[6] Hunter C， Sun H， Poethig R S. The Arabidopsis heterochronic gene ZIPPY is an ARGONAUTE family member[J]. Curr Biol， 2003， 13（19）： 1 734-1 739.

[7] Telfer A， Poethig R S. HASTY： a gene that regulates the timing of shoot maturation in Arabidopsis thaliana[J]. Development， 1998， 125（10）： 1 889-1 898.

[8] Chen M， Chory J， Fankhauser C. Light signal transduction in higher plants[J]. Annu Rev Genet， 2004， 38（29）： 87-117.

[9] Valverde F， Mouradov A， Soppe W， et al. Photoreceptor regulation of CONSTANS protein in photoperiodic flowering[J]. Science， 2004， 303（5660）： 1 003-1 006.

[10] Mockler T C， Guo H， Yang H， et al. Antagonistic actions of Arabidopsis cryptochromes and phytochrome B in the regulation of oral induction[J]. Development， 1999， 126： 2 073-2 082

[11] Yang L， Conway S R， Poethig R S. Vegetative phase change is mediated by a leaf-derived signal that represses the transcription of miR156[J]. Development， 2011， 138（2）： 245-249

[12] Yu S， Cao L， Zhou C M， et al. Sugar is an endogenous cue for juvenile-to-adult phase transition in plants[J]. Elife， 2013， 2： e269.

[13] Yang L， Xu M， Koo Y， et al. Sugar promotes vegetative phase change in Arabidopsis thaliana by repressing the expression of MIR156A and MIR156C[J]. Elife， 2013， 2： e260.

[14] Gibon Y， Pyl E T， Sulpice R， et al. Adjustment of growth， starch turnover， protein content and central metabolism to a decrease of the carbon supply when Arabidopsis is grown in very short photoperiods[J]. Plant Cell Environ， 2009， 32（7）： 859-874.

[15] Yu X H， Lin C T. Light Regulation of Flowering Time in Arabidopsis[M]. //Wada M， Shimazaki K， Iino M. Light Sensing in Plants. Japan： Springer， 2005： 325-332.

[16] Endo M， Mochizuki N， Suzuki T， et al. CRYPTOCHROME2 in vascular bundles regulates flowering in Arabidopsis[J]. Plant Cell， 2007， 19（1）： 84-93.