鱼类体表粘液分泌机制?组分与功能研究进展

张婷　史晋绒　宋柯　赵田田　刘莎　岳兴建

摘要鱼类体表粘液来自体表粘液细胞，其成分和量受到粘液细胞的分布、数量、发育情况以及外界环境的影响。粘液的主要成分是粘多糖和蛋白类，同时还含有少量脂质。多糖类作为生物活性物质，在抗氧化、抗肿瘤、抗衰老等方面起到了重要作用。蛋白类的含量达55%，主要成分为88～95 kD的免疫球蛋白、溶菌酶、凝集素、补体、抗病毒蛋白/肽以及SOD酶，在鱼类的生命活动中有着重要意义。分离鱼类体表粘液中生物活性蛋白的方法主要有柱层析法、盐析法、离子交换层析法等。结合国内外研究成果，对鱼类体表粘液分泌机制、粘液的组分及Ig的分离、体表粘液的免疫功能研究和趋势等方面进行了综述，旨在为今后体表粘液免疫蛋白的应用研究提供切入点。

关键词鱼类；粘液；分泌机制；组分；功能

中图分类号S917.4文献标识码A文章编号0517-6611（2014）22-07445-04

鱼类体表皮肤腺层含有丰富的腺细胞，可分泌粘液覆盖于鱼类体表，鳞片缺少或不发达种类粘液分泌量更大[1]，其分泌物中含有粘多糖类和纤维等物质，入水后纤维部分膨胀发粘成为粘液[2]。该粘液有凝结、沉淀水中的悬浮物质，抵御异物和病原微生物入侵[3]，维持体内渗透压[4]，减小运动摩擦[5]，湿润皮肤，防止鱼体短期离开水环境时皮肤干燥[6]等作用。在白斑鹦哥鱼（Chlorurus sordidus）体表粘液能形成粘液茧，预防外来袭击[7]。

20世纪70年代，国外学者开始对鱼类的体表粘液功能及组分进行了研究。Rombout等[8]和Smith等[9]提出真骨鱼类可能存在一套独立于血液免疫系统的免疫系统——体表皮肤粘液系统。大量研究表明，鱼类存在局部的皮肤粘液免疫系统[10]，具有一定的粘液细胞基础[11]，能独立完成抗原摄取、呈递及抗体分泌功能[12]。在免疫后欧洲鳗鲡（Anguilla anguilla）血液中发现分泌型抗体并非由血清抗体转化而来，证实鱼类确实存在不同来源的免疫球蛋白（Ig）[13]；对斑点叉尾鮰（Ictalurus punctatus）皮肤离体培养试验表明皮肤能独立分泌抗体[14]。国外在20世纪80～90年代从羊头鲷（Archosargus probatocephalus）[15]、香鱼（Plecoglossus altivelis）及硬头鳟（Salmo gairdneri）等多种鱼类皮肤粘液中发现免疫球蛋白，对其理化特性进行了阐述，并与血清在免疫原性等方面进行了比较。国内研究稍晚于国外，近年才开展了对草鱼（Ctenopharyngodon idellus）、鲤（Cyprinus carpio）、鲫（Carassius auratus）[16]、鳜（Siniperca chuatsi）[17]、牙鲆（Paralichthys olivaceus）[18]和欧洲鳗鲡[19]等鱼类皮肤粘液中的免疫球蛋白以及斜带石斑鱼（Epinephelus coioides）等鱼类的皮肤等粘膜免疫组织结构进行研究，发现并成功分离免疫球蛋白，对于鱼类免疫以及鱼病治疗有着重大的意义。笔者结合国内外研究成果，对鱼类体表粘液分泌机制、粘液的组分及Ig的分离、体表粘液的免疫功能研究及趋势等方面进行了综述，旨在为今后体表粘液、免疫蛋白的应用研究提供切入点。

1鱼类体表粘液的分泌机制

1.1体表粘液细胞的类型鱼类体表粘液的分泌细胞由表皮细胞衍生而来，可分为单细胞和多细胞2种。不同功能的细胞形状也不同，分为棒状、杯状和囊状3种，其中杯形细胞是最常见的腺细胞[2]。HID染色法和酸性条件下的阿利新兰（Alcian blue，AB）染色及ABPAS染色法（过碘酸Shiff试剂与阿利新兰联合染色法）将鲤的粘液细胞分为囊状、梨状和杯状3种类型[20]，但是Sinha[21]认为粘液细胞的这3种不同形状只是不同发育阶段的不同表现形式。ABPAS染色对淡水白鲳（Colossoma brachypomum）的粘液细胞进行染色，根据其形态分为球状、囊状及长椭圆状3种，再根据其着色情况分为不同亚型[22]。PAS染色对非洲肺鱼（Protopterus annectens）的粘液细胞进行染色并观察其形态和着色的差异，将其分为I、II和III 3种类型[23]。ABPAS法染色结果表明4种细胞因所含成分不同在染色中分别呈现红色、蓝色、紫红色和蓝紫色，因此大菱鲆（Psetta maxima）等鱼类体表粘液细胞可以分为I、II、III和IV型，目前国内大多数学者也按照这种方式对粘液细胞进行分类[24-25]。粘液细胞由普通的表皮细胞发育而来，其发育期分为形成、成熟、功能和退化4个时期[21]。

1.2鱼类体表粘液细胞的分布鱼类的体表分布着大量的粘液细胞。不同种类鱼类的粘液细胞数量及分布存在差异，同一个体体表粘液细胞也呈不均匀分布状态。鱼类体表的粘液细胞无鳞处粘液细胞较有鳞处多[25-26]，鳍处粘液细胞较其他部位少，且从鱼头至鱼尾呈减少的分布趋势[27]。环境也是影响体表粘液细胞数量和分布的重要因素，如生活在深层的鱼类粘液细胞比生活在浅层的多[28]；在温度不断升高的外界刺激下大菱鲆体表皮肤不同部位粘液细胞的分布与数目发生显著的变化，与常温[（16±0.5） ℃]环境相比，II型粘液细胞增幅最大，IV型次之，I型变化不显著，而III型增幅呈现出无规律性[25]。

1.3外界环境对皮肤粘液分泌的影响

1.3.1温度。温度对鱼类体表粘液的分泌量、成分及活性有着显著的影响。在一定范围内随外界温度的升高，鱼类体表粘液分泌量也逐渐增加[29]，且其酸性粘液成分显著增高，可有效防止病原菌的侵入[25]。用干的海胆精液接种不同温度下的鲤和鲫[30]，在25 ℃下产生特异性凝集抗体的时间比在28 ℃下至少晚了4 d；在19.8～29.8 ℃温度范围内，温度较高时抗体形成快，峰值出现时间早，且抗体滴度明显增高[17]；牙鲆在最适生理生活温度（21 ℃）下，抗体应答强度最大[18]。但是，在高温条件下鱼类的体表粘液细胞失活，体表粘液变性。在泥鳅（Misgurnus anguillicaudatus）体表粘液的流变行为研究中发现，当温度高于35 ℃时粘液变性，表现出不同的流变行为[31]。

1.3.2渗透压。渗透压对鱼类体表粘液的分泌量及成分也有明显影响。将海水鱼转移到淡水中，其体表粘液的蛋白组分以及含量都会发生明显的变化[32-33]。浸泡菌苗的溶液中加入高渗食盐后可明显促进鱼体对疫苗的吸收，从而增强免疫反应，增加粘液中免疫蛋白的分泌量[34]。高渗食盐液可以提高免疫的相对免疫期和免疫率，据此推断NaCl可以促进鱼类的微循环，提高机体对抗原的吸收，继而促进体表粘液中免疫蛋白的产生[35]。

1.3.3其他因素。影响鱼类体表粘液蛋白组分及含量的因素除了温度和渗透压外，还有盐度[36]、病原体微生物[37-38]、物理刺激等因素。总之，粘液细胞在一定限度内对外界的物理、化学及生物刺激等胁迫具有保护性反应作用，但超过其最大限度，粘液细胞将遭到破坏，失去其生物活性功能[39]。

综上所述，鱼类粘液细胞的种类主要用染色的方式来区分，可根据其着色差异和形状的不同分类。用PAS染色将粘液细胞分为Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ和Ⅳ 4种类型，这也是目前运用最广泛的分类方法。粘液细胞在不同鱼类体表的分布具有差异性，鳞片丰富的部位粘液细胞较鳞片缺少的多，且在鱼类体表面呈现出从鱼头至鱼尾逐渐减少的趋势。粘液细胞的分布除受到鱼类自身的影响外，也受到渗透压、温度等外界环境的影响。另外，温度和渗透压对粘液的分泌量、成分及活性也有显著的影响。在一定范围内，随着外界温度的升高，鱼类体表粘液分泌量也逐渐增加，且其酸性粘液成分的增加更加显著。适当升高渗透压有利于提高免疫的相对免疫期和免疫率，促进鱼体微循环，增加免疫蛋白的分泌量。

2鱼类体表粘液的组分及Ig的分离与提纯

2.1鱼类体表粘液的组分鱼类体表粘液主要成分是蛋白类，其含量约55%[40]，其中免疫蛋白Ig、溶菌酶、补体、凝集素和一些抗病毒（细菌）蛋白和肽类在鱼类的免疫系统中发挥重要的作用[41]。鱼类的体表粘液含有许多抗菌物质（如抗菌肽、溶菌酶、凝集素和蛋白酶等），并且在许多鱼类的皮肤粘液中发现类胰蛋白酶和组织蛋白酶L和B；另外，还含有溶血素及某些有毒成分，但其有毒成分的具体种类尚不清楚[42]。鱼类的体表皮肤粘液中还含有对机体具有保护作用的超氧化物歧化酶（Superoxide dismutase，SOD）。研究发现泥鳅的体表粘液中含有SOD酶，其活性达到65 U/ml[43]。对乌鳢（Channa argus）注射鰤（Seriola Quinqueradiata）诺卡氏菌，发现其体表粘液的SOD活性显著增高[44]。黄鳝（Monopterus albus）[45]、鲇（Silurus asotus）[46]等无鳞鱼类体表粘液中还含有多糖类，作为生物活性物质在抗氧化、抗肿瘤、抗衰老等方面起到重要作用[40]。

纯化的Ig可表现出多种不同聚合体，鱼类血清中完整的Ig以四聚体或其他多聚体形式存在[16，47]。其中，二聚体Ig分子量约88～95 kD，包括H链和L链，分子量分别在68～72和25～29 kD。从羊头鲷的皮肤粘液中分离纯化出了二聚体和四聚体2种类型的Ig：二聚体Ig分子量为95 kD，四聚体Ig分子量为700 kD，由2条H链和2条L链组成[15]。在变性还原条件下，欧洲鳗鲡的皮肤粘液Ig重、轻链分子量分别为68和26 kD，还有1条分子量约为18 kD的蛋白带；在非变性还原条件下，其皮肤粘液Ig只有1条蛋白带，分子量约为350 kD，略呈扩散拖带现象[19]。鲫皮肤粘液分子质量也存在88 kD的Ig重链分子[16]。鳜（Siniperca chuatsi）皮肤粘液中的分离纯化的部分免疫球蛋白，其重链和轻链分子质量分别为72和29 kD，与鳜血清中IgM的重链、轻链分子质量相同[17]。另外，还含有43 kD的蛋白带，可能是鳜皮肤粘液中另一种形式的重链[17]。在赤点石斑鱼（Epinephelus akaara）血清与皮肤粘液中发现，血清蛋白与粘液蛋白有9条带的分子量相同，推测其中大小为25和73.2 kD的2条带分别为IgM的轻链和重链分子[48]，而从鲇体表皮肤粘液中也分离出了重链和轻链分别为78和26 kD的IgM[49]。抗牙鲆血清Ig重链的单克隆抗体只与粘液蛋白中的72 kD条带反应，并确定此蛋白为牙鲆皮肤粘液的重链[18]；在此基础上，又分离出分子质量为72和26 kD的2个条带，并认为这2条带是牙鲆粘液的重链和轻链[50]。陈成勋等[51]用Sephadex G50凝胶层析分离得到2个洗脱峰，并且这2个峰对迟缓爱德华氏菌（Edwardsiella tarda）、嗜水气单胞菌（Aeromonas hydrophila）和大肠杆菌（Escherichia coli）均有不同程度的抑制作用，用SDSPAGE法检测分离的2个洗脱峰，显示有2条主蛋白带，并以9.5 kD的蛋白含量最高。

2.2鱼类体表粘液Ig的分离与提纯目前鱼类粘液中免疫球蛋白Ig的分离技术较为成熟，主要有柱层析法、盐析法、离子交换层析法、疏水层析法及亲和层析法等[16-17]，已分离出多种鱼类的体表粘液Ig。盐析法一般用于粗提免疫蛋白，是实验室最常用的方法，利用抗体与杂质之间对盐浓度的敏感程度差异性进行盐析[52]；饱和硫酸铵溶液对蛋白进行分步沉淀，得到的Ig中有较多杂蛋白，适合在粗提前使用；凝胶过滤是利用Ig分子质量比其他蛋白大的特点来分离的，是一种较为温和的提纯方法；离子交换层析根据蛋白带电荷性的差异性进行分离，简单易行，通常与凝胶过滤法结合使用[50]；rProteinA亲和层析法提纯蛋白的纯度较高，但含量较低，条带较浅，仅可用于实验室提取少量Ig时使用[53-54]。

鱼类鱼体表粘液的主要成分为蛋白质，包括有溶菌酶、凝集素、SOD酶、抗病毒蛋白/肽、免疫蛋白Ig和溶血素等种类，是鱼类先天性抗菌和抗病毒机制的重要组成成分。粘液中的多糖类成分在抗氧化、抗肿瘤和抗衰老等方面有着重要意义。其中，免疫蛋白Ig在鱼类的特异性免疫中有着广阔的应用及开发前景，纯化后表现出多种聚合形式。Lobb等[15]从羊头鲷体表皮肤粘液中分离出了二聚体和四聚体2种形式的Ig，并分别确定了其重链和轻链的分子质量。目前已分离纯化出欧洲鳗鲡、鲫、鳜、赤点石斑鱼、鲇和牙鲆等鱼类体表皮肤粘液Ig的重链和轻链。

3鱼类体表粘液的免疫功能

3.1非特异性免疫功能当病原体微生物入侵时非特异性免疫立即发挥作用，有效清除、降解病菌和其他有害物，此时抗体尚未产生[55]。鱼类体表粘液对环境中细菌的生长有抑制作用，主要通过抗菌蛋白/肽、凝集素、溶菌酶及补体等成分发挥其功能。白斑鹦哥鱼的体表粘液时发现了一种类似茧的粘液小团，能防御外来虫类的袭击[7]。

鱼类体表粘液中的抗菌蛋白/肽能抑制细（病）菌的生长，具有良好的抑菌免疫效果，且活性强，其最低抑菌浓度（Minimum inhibitory concentration， MIC）大都小于5 μg/ml，某些抗菌蛋白/肽的MIC甚至小于1 μg/ml。例如，从鲤体表粘液中分离到的27 kD蛋白对藤黄微球菌（Micrococcus luteus）的MIC为0.5 g/ml[56]；斑点叉尾鮰（Ictalurus punctatus）中分离到的15.5 kD蛋白对革兰氏阳性菌的MIC在微摩尔级上，比Cecropin低约10倍，且鱼类粘液中的抗菌蛋白/肽作为抑菌药物还具有不易产生耐药性、无蓄积毒性等特点[57]。鲇皮肤粘液抗菌肽对枯草芽孢杆菌（Bacillus subtilis）的抑菌效果明显[58]；乌鳢（Channa argus）体表粘液中同种浓度的抗菌肽对爱德华氏菌（Edwardsiella ictaluri）、溶藻弧菌（Vibrio alginolyticus）、哈维氏弧菌（Vibrio harveyi）有抑制作用[59]；黄斑蓝子鱼（Siganus oramin）皮肤粘液对金黄色葡萄球菌（Staphylococcus aureus）、霍乱弧菌（Vibrio cholerae）、海豚链球菌（Streptococcus iniae）、温和气单胞菌（Aeromonas sobria）、溶藻弧菌、副溶血弧菌（Vibrio Parahaemolyticus）、星形卡诺氏菌等菌均有明显的抑菌效果；且刺激隐核虫（Cryptocaryon irritans）和多子小瓜虫（Ichthyophthirius multifliis）在与黄斑蓝子鱼皮肤粘液接触过后，均出现纤毛脱落、虫体肿胀、外膜破裂和内容物泄露等现象[60]。

鱼类体表粘液中的水解酶类是其发挥非特异性免疫的主要物质之一[61]。体表粘液中含有丰富的溶菌酶、酸性磷酸酶（ACP）、碱性磷酸酶（AKP）等，其酸性环境可以溶解鱼类体表寄生物从而保护机体[25]。

3.2特异性免疫功能多项研究证明真骨鱼类可能存在一套独立的免疫系统——体表皮肤粘液系统。体表粘液能分泌出与血清类似的特异性免疫功能的组分，即在受到异物或病原体入侵时能产生抗体。

尽管通过SDSPAGE、琼脂免疫扩散和免疫电泳对鲫与8种淡水鱼类血清和体表粘液蛋白分子及其抗原相关性进行了分析，发现血清和体表粘液中存在相当数量的分子量和抗原性相同的蛋白组分[62]。但是，一些研究表明体表粘液中的免疫蛋白并非来源于血液。通过不同途径免疫虹鳟（Oncorhynchus mykiss），利用BIAcore生物感应器分别检测鳃部粘液和血清中免疫蛋白的变化，结果表明前者先于后者，证明粘液中的免疫蛋白并非来自血清[63]。用创伤弧菌疫苗浸泡欧洲鳗鲡，发现其皮肤粘液的抗体滴度于第4天达到最大值，其抗体滴度达到最大值的时间明显短于血清[13]。黄鳝的体表粘液和血清存在一定数量的分子量和抗原性相同的蛋白分子，它们蛋白分子量相同的比例达到10%～20%[64]。后续研究中成功分离出具有免疫功能的粘液免疫蛋白Ig。鱼类体表粘液中的免疫蛋白Ig组分比血清中多，但其含量比鱼类血清中要小，在鱼类的体液免疫中有着重要的作用，且可以作为研究鱼类免疫机理和鱼类疾病免疫诊断的重要工具。

综上所述，鱼类体表粘液具有一定的免疫功能，对水体中的细菌等病原微生物具有明显的抑制作用，表现在非特异性免疫和特异性免疫方面。其非特异性免疫主要通过抗菌蛋白/肽、凝集素、溶菌酶及补体等发挥作用，而特异性免疫活性物主要是免疫蛋白Ig。抑菌蛋白/肽能抑制病原微生物的生长，具有良好的免疫效果，且活性强，其大部分最低抑菌浓度MIC小于5 μg/ml，甚至小于1 μg/ml。凝集素识别异物和抗原物质，并能协助巨噬细胞的内吞和降解作用。粘液中的水解酶类如溶菌酶、酸性磷酸酶（ACP）、碱性磷酸酶（AKP）等，可溶解鱼类体表寄生物从而达到保护机体的目的。鱼类体表存在一套独立于血清的免疫系统——体表皮肤粘液系统，可分泌与血清类似的特异性免疫蛋白Ig，在鱼类的特异性免疫中起着重要的作用。

42卷22期张 婷等鱼类体表粘液分泌机制·组分与功能研究进展4小结

鱼类在人们的日常生活中占据重要地位，不管是在食用方面还是在观赏方面，但是鱼类疾病却成为鱼类生长繁殖过程中的重大障碍。鱼类体表粘液在鱼类整个生命过程中至关重要，在鱼类养殖及鱼类疾病防治中的作用也得到越来越多的关注。

由于鱼类体表粘液中的抗菌蛋白/肽具有良好的抑菌免疫效果，很有可能作为一种新型鱼类疾病的防治的药物，而替代传统抗生素物，并可为人类疾病防治提供新的途径，因而对其研究也较为深入。目前在鱼类体表粘液的分泌机制、组分及功能上的研究已取得了一定的进展，但体表粘液的分泌的分子生物学机制和影响因素以及分子调控机制尚不清楚。因此，今后的研究应致力于对鱼类体表粘液的抗菌蛋白/肽的成分、功能及开发利用等方面，弄清鱼类体表粘液的免疫机理，开发新型鱼类疾病防治的药物，为鱼类疾病防治提供新方向。

参考文献

[1] HARRIS J E，HUNT S.The fine structure of the epidermis of two species of salmonid fish the Atlantic salmon （salmo salar L.） and the brown trout（salmo truttal）[J].Cell Tiss Res，1975，163：535-545.

[2] 赵连胜.说说鱼体的粘液[J].黑龙江水产，2002，92（6）：47-48.

[3] HATTINGH J，WARMELO K V.The cuticular layer of the skin of certain[J].Cyprinidae Zool African，1975，10：102-103.

[4] ZACCONE G.Effect of osmotic stress on the chloride and mucous cells in the gill epithelium of the feshwater tileost Barbusfilamemtosus （Cypriniforms pisces）.A structural and histochemical study[J].Acta Histochem，1981，68：147-159.

[5] SIBBING F A，URIBE R.Regional specializations in the oropharyngeal wall and food processing I the carp（Cyprinus carpio L.）[J].Netherl J Zool，1985，35（3）：377-422.

[6] SINGH B R，CUHA G，MUNSHI J S D.Mucous cells of the rispiratory sac in an airbreathing fish，Saccobranchus fossilis（Bloch）[J].Cellute，1974，70（1）：5-15.

[7] GRUTTER A S，RUMNEY J G，SINCLAIRTAYLOR T，et al .Fish mucous cocoons：the mosquito netsof the sea[J].Biol Lett，2011，7：292-294.

[8] ROMBOUT J H W M.The gutassociated lymphoid tissue （GALT） of carp （Cyprinus carpio L.）：An immunocytochemical analysis[J].Dev Comp Immunal，1993，17：56-66.

[9] SMITH V J，FERNANDES J M O，JONES S J，et al.Antibacterial proteins in rainbow trout[J].Fish Shellfish Immunol，2000，10（3）：243-260.

[10] 李凌.鱼类体液免疫研究进展[J].海洋科学，2001，25（11）：20-22.

[11] 苏友禄，郭志勋，徐力文，等.军曹鱼黏膜免疫组织发育的形态学研究[J].中国水产科学，2008，l5（4）：644-649.

[12] DOS SANTOS N M S，TACERNE THIELE J J，BARNES A C，et al.The gill is a major organ for antibody secreting cell production following direct immersion of sea bass （Dicentrarchus labrax L.） in a Photobacterium damselae spp.Piscicida bacterin：an ontogenetic study[J] .Fish Shellfish Immunol，2001，11：65-74.

[13] ESTEVEGASSENT M D，NIELSEN M E，AMARO C.The kinetics of antibidy production in mucus and serum of European eel （Anguilla anguilla L.）after vaccination against Vibrio vulnificus：development of a new method for antibidy quantification in skin mucus[J].Fish Shellfish Immunol，2003，15：51-61.

[14] XU D H，KLESIUS P H，SHELBY R A.Cutaneous antibodies in excisedskin from channel catfish，Ictalurus punctatus Rafinesque，immuneto Ichthyophthirius multifiliis[J].J Fish Dis，2002，5：45-52.

[15] LOBB C J，CLEM L W.The metabolic relationships of the immunoglobulins in fish serum，cutaneous mucus，and bile[J].J Immunol，1981，127（4）：1525-1529.

[16] 陈垚，王石泉，韩晓冬，等.鲫鱼血清和皮肤粘液IgM的分离纯化及部分性质的鉴定[J].动物学研究，2003，24（2）：111-115.

[17] 罗霞，潘厚军，巩华.鳜浸泡嗜水气单胞菌全菌疫苗后皮肤粘液抗体的变化[J].中国水产报，2007，14（5）：823-828.

[18] 徐国晶，绳秀英，战文斌.温度对牙鲆皮肤粘液抗体产生的影响[J].中国水产学报，2011，18（6）：1377-1383.

[19] 林娟娟，杨金先，陈强，等.欧洲鳗皮肤黏膜免疫球蛋白纯化及其结构组成分析[J].中国水产科学，2009，16（3）：404-410.

[20] SIBBING F A，URIBE R.Regional specializations in the oropharyngeal wall and food processing I the carp （Cyprinus Carpio L.）[J].Netherl J Zool，1985，35（3）：377-422.

[21] SINHA G M.A histochemical study of the mucou cells in the bucco-pharyngeal region of four Indian freshwater fishes in relation to their origin，development，curarence and probable functions[J].Acta Histochem Bd，1975，53S：217-233.

[22] 袁金铎，张明，王钦东，等.淡水白鲳粘液细胞类型和分布的研究[J].细胞生物学杂志，1997，1（S1）：70-72.

[23] SONJA M K，PHILLIP R S.Alight and electron microscope study of the structure of Protopterus annectens epidermis.I Mucous protection[J].Can J Zool，1968，46：764-773.

[24] 尹苗，安利国，杨桂文.鲤鱼黏液细胞类型的研究[J].动物学杂志，2000，35（1）：8-10.

[25] 黄智慧，马爱军.大菱鲆体表粘液细胞组化研究及高温胁迫对其类型和分布的影响[J].水产学报，2010，34（5）：719-725.

[26] HARRIS J E，HUNT S.The fine structure of the epidermis of two species of salmonid fish the Atlantic salmon（salmo salar L.） and the brown trout（salmo truttal）[J].Cell Tiss Res，1975，163：535-545.

[27] ALAN D P.The distribution of mucous cells in the epidemis of the brown trout Salmo trutta（L.） and the Char Salvelinus alpinus（L.）[J].J Fish Biol，1974（6）：111-118.

[28] SINGH S K，MITTAL A K.Acomparative study of the opiderms of the common carp and three Indean major carp[J].J Fish Biol，1990，36：9-19.

[29] SONG G Q，CHEN Q Q，HU L，et al.Apreliminary report onthe property intheslime onthe body surface of Misgurnus anguillicaudatus and Paramisgurnus dabryanus[J] .Acta Hydrobiologica Sinica，1990，14（3）：283-285.

[30] CUSHING J E.An effect of temperature upon antibody production in fish[J].J Immunol，1942，45：123.

[31] 刘德明，陶鑫峰，王一飞，等.泥鳅体表黏液的流变行为[J].高分子学报，2010（4）：468-473.

[32] OTTESEN O H，OLAFSEN J A .Ontogenetic development and composition of the mucuos cells and the occurrence of saccular cells in the epidermis of Atlantic halibut[J].Journal of Fish Biology，1997，50（3）：620-633.

[33] FAGAN M S，OBYRNER′ING N，RYAN R，et al .A biochemical study of mucus lysozyme，proteins and plasma thyroxine of Atlantic salmon （Salrno salar）during smoltification[J].Aquaculture，2003，222（1/4）：287-300.

[34] HUISING M O，GUICHELAAR T，HOEK C，et al.Increasedefficacy of immersion vaccination in fish with hyperosmotic pretreatment[J].Vaccine，2003，21：4178-4193.

[35] 陈月英，钱冬，沈智华，等.淡水鱼类细菌性败血症菌苗浸浴免疫研究[J].海洋与湖沼，1998，28（6）：597-603.

[36] 郭黎，马爱军，王新安等.盐度和温度对大菱鲆幼鱼抗氧化酶活性的影响[J].大连海洋大学学报，2012，27（5）：422-428.

[37] ROSS N W，FIRTH K J，WANG A，et al .Changes in hydrolytic enzyme activities of naive Atlantic salmon Salmo salar skin mucus due to infection with the salmon louse Lepeophtheirus salmonis and cortisol implantation[J] .Diseases of Aquatic Organisms，2000，41（1）：43-51.

[38] LEBEDVA N，VOSYLIENE M Z，GOLOVKINA T.The effect of toxic and heliophysical factors on the biochemical parameters of the external mucus of carp （Cyprinus carpio L.）[J].Archives of Polish Fisheries，2002，10（1）：5-14.

[39] 杨桂文，安利国.鱼类粘液细胞研究进展[J].水产学报，1999，23（4）：403-408.

[40] 韩庆，李丽立，黄春红，等.洞庭湖鲶鱼体表粘液和肌肉营养组成对比分析[J].食品科学，2010，31（3）：97-101.

[41] NIELSEN M E，ESTEVEGASSENT M D.The eel immune system：present knowledge and the need for research[J].J Fish Dis，2006，29（2）：65-78.

[42] 王小玲，尹建文.鱼类的先天性抗菌和坑病毒机制[J].现代渔业信息，2006，21（7）：27-31.

[43] 刘煜，梁明山，曾宇，等.泥鳅体表粘液超氧化物歧化酶部分性质研究[J].动物学杂志，1999，34（3）：60.

[44] 程远，解俊，金珊.鰤鱼诺卡氏菌全肽聚糖对乌鳢非特异性免疫力的影响[J].动物营养学报，2013，25（9）：2150-2159.

[45] 肖湘，陈益纯，许文浩.黄鳝黏液多糖的分离纯化与鉴定[J].食品工业科技，2005，26（10）：76-77.

[46] 赵志凤，刘岳.鲶鱼体表黏液特性的初步研究[J].山西农业科学，2008，36（5）：76-80.

[47] BANG J D， KIM J W，LE S D，et al.Humoral immune response of flounder to Eduardsiella tarda，presence of various sizes of immunoglobulins in flounder[J].Dis Aquatic Org，1996，26：197-203.