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(青岛大学医学院附属医院,山东 青岛 266003 1 肿瘤科; 2 肿瘤放疗中心; 3 中心实验室)
肺癌是最常见的肺原发性恶性肿瘤,是目前世界上发病率及病死率均居首位的肿瘤,并且呈逐年上升的趋势。肺癌分为小细胞肺癌及非小细胞肺癌,其中非小细胞肺癌占75%左右。非小细胞肺癌的主要治疗方式包括手术切除、放疗、化疗、分子靶向治疗和生物免疫疗法。在我国,非小细胞肺癌病人诊断时大多数已处于中晚期,丧失了手术治疗的时机,而放疗、化疗虽能提高局部控制率,但同时正常细胞和组织也受到损伤,有时甚至抵消了局部控制率提高带来的益处。因此,目前亟需能够改善局部及远期控制率的肿瘤特异性治疗方法。肿瘤坏死因子相关凋亡诱导配体(TRAIL)是近年发现的肿瘤坏死因子超家族新成员[1-2]。TRAIL通过与死亡受体DR4、DR5结合,启动一系列凋亡信号传导,促进肿瘤细胞凋亡。研究表明,TRAIL能够诱导多种肿瘤细胞及转化细胞凋亡,而对正常细胞没有损伤,成为目前肿瘤生物治疗研究的新热点[1]。但有资料显示,部分肿瘤细胞对TRAIL表现出抵抗性或耐受性,且反复使用TRAIL也可产生获得性耐药,而与放疗、化疗、免疫治疗结合的联合治疗方法,能够发挥协同抗肿瘤作用[3-12]。本研究通过Lewis 肺癌细胞体外培养,观察TRAIL单独应用及联合X射线照射对体外肿瘤细胞增殖及凋亡的影响。
Lewis肺癌细胞购于中国科学院上海生命科学研究院,TRAIL蛋白由上海恰尔生物技术有限公司惠赠,MTT购于美国Sigma公司,AnnexinV-Alexa Fluor 488/PI试剂盒购于Invitrogen公司,流式细胞仪为美国BD公司产品。
Lewis肺癌来源于C57BL小鼠,其细胞株为半贴壁生长的细胞,采用含体积分数0.10胎牛血清、青链霉素各100 mg/g的DMEM高糖培养液,置于37 ℃、体积分数0.05 CO2培养箱中常规培养。
取对数生长期的Lewis肺癌细胞,调整细胞悬液密度为5×107/L,每孔100 μL细胞悬液接种于96孔板,培养至对数生长期后,分别加入浓度为0、10、50、100、200、400、800 μg/L的TRAIL(为培养孔中的终浓度),每个浓度设5个复孔,同时设调零孔(加同体积的培养液),分别作用12、24、48 h后加入MTT溶液(终浓度为5 kg/L),震荡10 min,待结晶完全溶解后,用酶联免疫分析仪于490 nm处测量吸光度(A)值。按如下公式计算细胞增殖抑制率(IR):IR=((对照组平均A值-空白组平均A值)-(实验组平均A值-空白组平均A值))/(对照组平均A值-空白组平均A值)×100%。
取对数生长期的Lewis肺癌细胞,以5×108/L的密度接种于12.5 mm2培养瓶中,并随机分为空白组(A组)、TRAIL组(B组)、单纯照射组(C组)和照射+TRAIL组(D组)。培养至对数生长期后,B组及D组加入浓度为100 μg/L的TRAIL[13],A组及C组加入等量培养液,作用12 h后,C组及D组给予2 Gy的6 MV的X线照射[7],A组及B组只摆位未照射。按照凋亡试剂盒的步骤收集作用24 h后Lewis细胞,用Annexin V-FITC和PI染色,常温避光孵育15 min,1 h内上流式细胞仪检测凋亡率;按照细胞周期试剂盒步骤检测细胞周期。
不同浓度TRAIL作用于Lewis肺癌细胞,其抑制率比较,差异均具有统计学意义(F=9.017~12.465,P<0.05)。见表1。
D组的凋亡率与A、B、C组相比,差异均有统计学意义(F=203.175,P<0.05)。见图1、表2。
D组G2/M期所占比例与A、B、C组相比,差异具有统计学意义(F=149.276,P<0.05)。见图2、表2。
表1 不同浓度TRAIL对Lewis细胞抑制率的影响
表2 各组凋亡率及G2/M期所占比例
TRAIL即凋亡素2配体(Apo2L),于1995年由WILEY首先报道,是肿瘤坏死因子超家族成员之一,属于Ⅱ型跨膜蛋白,其mRNA广泛表达于正常人的脾、肺、肾、胸腺、前列腺、心脏、胎盘等多种组织中,而在脑、肝和睾丸中无表达[1-2]。TRAIL的受体有DR4、DR5、DcR1、DcR2及OPG,其中死亡受体DR4、DR5是介导Apo2L/TRAIL诱导凋亡的受体。TRAIL通过两条途径诱导细胞凋亡:线粒体依赖途径(外源性通路)和非线粒体依赖途径(内源性通路),其中非线粒体依赖途径是TRAIL诱导凋亡的主要方式。两条凋亡途径都是通过激活一系列半胱-天冬氨酸蛋白酶(caspase)从而引发细胞最终凋亡。但是由于肿瘤细胞的个体差异性,不同肿瘤对TRAIL的敏感性不同,许多肿瘤细胞对其表现出抵抗性或经过长期治疗后出现耐药。因此,通过其他治疗方式增强肿瘤细胞对TRAIL的敏感性成为Apo2L /TRAIL治疗肿瘤的关键所在。
放射线直接或间接引起DNA损伤,通过DNA损伤介导的细胞凋亡信号转导通路及MAPK、AKt/PKB信号转导通路,可以激活一系列基因、因子或蛋白[14],最终导致细胞凋亡。而TRAIL作用于肿瘤细胞后能够引起DR4、DR5的高表达,促进细胞凋亡。国外有文献报道,TRAIL与放射线联合在体外能够引起多种肿瘤细胞凋亡率增加,DR4或DR5表达增加;而在体内则能够减缓或抑制肿瘤生长[15-18]。
A~D分别为A、B、C、D组流式细胞仪检测所得出的散点图,横轴为Annexin V染色,纵轴为PI染色。
A~D分别为A、B、C、D组流式细胞仪检测结果。
本实验结果表明,TRAIL对Lewis肺癌细胞具有增殖抑制作用,且呈剂量限制性,其抑制作用的实质是促凋亡作用。X射线也可以促进肿瘤细胞凋亡。X射线与TRAIL联合作用于Lewis肺癌细胞,可使其凋亡率明显升高,G2/M期比例显著升高,与对照组、单用TRAIL组及单用X射线照射组相比,差异均有统计学意义。
本文在细胞水平验证了TRAIL可对肺癌细胞产生促凋亡作用,而与高能X射线联合应用能够增强TRAIL凋亡诱导作用。TRAIL作用于Lewis细胞24 h的半数抑制剂量IC50达到19 mg/L,与对TRAIL敏感肿瘤细胞(24 h IC50≤100 μg/L)相比,Lewis细胞对此药的敏感性较低。其原因可能由于Lewis细胞为鼠源性的肺癌细胞,因种属的差异,细胞表面TRAIL受体的表达存在差异,诱导凋亡的作用不如对人源性肿瘤细胞敏感性高[19],具体原因尚需要进一步研究。
既往资料显示,放射线可克服TRAIL非敏感的肿瘤细胞对TRAIL的抵抗性[20]。其可能的机制包括:死亡受体DR4、DR5表达增加;含半胱氨酸的天冬氨酸蛋白水解酶家族成员caspase8、caspase9、caspase3等的表达[16-21]。除此之外,两者的联合治疗还涉及细胞因子及细胞凋亡相关基因。有研究结果表明,死亡受体的上调与细胞核因子NF-κB的激活、cFLIP及IAPs的过度表达、Bax和Bak基因突变等有关[22]。有文献报道,TRAIL引起的凋亡不依赖于p53的表达,且与Bcl-2的水平呈负相关[23]。但也有资料证明,死亡受体DR5 mRNA的上调与p53有关[24]。本实验进一步证实,TRAIL联合放射线可以提高肿瘤对TRAIL的敏感性并增强其促凋亡作用,具体机制尚在研究中。TRAIL与放射线的联合治疗增加了对肿瘤的杀伤作用,有望成为肿瘤治疗史上令人期待的新方案。
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