上皮间质转化与胰腺癌关系的研究进展

朱洪旭 王单松

(复旦大学附属中山医院普外科，上海 200032)

胰腺癌是一种恶性程度极高的肿瘤，早期转移和化疗耐药是影响其临床治疗效果的两大主要因素，并且与肿瘤的上皮间质转化(EMT)有着密切联系。本文就EMT与胰腺癌的转移和耐药性之间的联系综述如下。

1 EMT

1.1 EMT相关转录因子 到目前，已发现的参与EMT的转录因子有锌指结构蛋白Snail和Slug，具有螺旋-环-螺旋结构的 Twist1、Goosecoid和 Foxc2，两端锌指结构蛋白ZEB1和SIP1等［1］。在EMT中，这些转录因子往往有着不同程度的上调，它们负调控CDH1基因，降低E-钙黏素的表达，促进EMT，抑制细胞分裂，比如SIP1能够通过抑制细胞周期素D1的表达，抑制Rb磷酸化使细胞停滞在细胞周期的G1相，阻碍细胞分裂［2］。另外，EMT相关转录因子在肿瘤转移中也起着重要作用，Snail诱导EMT、促进肿瘤的转移，不仅仅是由于肿瘤细胞之间的黏附减弱、运动能力增强，其还可诱导免疫抑制，使肿瘤细胞逃避被免疫系统的清除［3］。

1.2 EMT与microRNAs 近来研究发现，多种microRNA，尤其是miR-200s与胰腺癌的EMT有着密切联系。miR-200s包括5个成员 miR-200a、miR-200b、miR-200c、miR-141 和 miR-429。它们通过直接抑制EMT相关转录因子，促进E-钙黏蛋白的表达，从而抑制EMT。Burk等［7］通过实验证明，miR-141和miR-200c的过度表达可使未分化的癌细胞的E-钙黏素表达增加，顶基底面之间的极性恢复，呈现出上皮细胞的特点。利用miR-141和miR-200c抑制剂处理已分化的癌细胞后，癌细胞中波形蛋白表达上调，而E-钙黏素的表达下降，细胞的播散能力增加［4］。

2 EMT与胰腺癌的转移

2.1 EMT促进胰腺癌的转移 早期转移是胰腺癌的一个重要特点 ，同其他恶性肿瘤一样，胰腺癌的转移是一个复杂的多步骤的生物学过程［5］。已有多个报道［6-8］证明EMT参与胰腺癌的转移:(1)癌细胞脱离原发病灶是胰腺癌发生转移的首要条件，而胰腺癌细胞之间的连接主要通过E-钙黏素来实现，EMT使胰腺癌细胞E-钙黏素的表达下降，癌细胞易与周围细胞相脱离，潜在活动性增加;(2)处于肿瘤中央部位的癌细胞往往正常表达E-钙黏素和β-连环蛋白，在肿瘤边缘区域的癌细胞则可出现典型的EMT改变，细胞获得间质表型，而发生转移的癌细胞往往位于肿瘤的边缘区，进一步提示EMT使细胞获得间质细胞表型而参与胰腺癌的转移;(3)EMT细胞基底侧产生伪足，与基质形成新的黏附，肌动蛋白收缩促使细胞前移，通过不断地重复上述步骤来完成前向移动。胰腺癌细胞在向四周浸润过程中也表现出类似EMT细胞的这种移动过程。

2.2 EMT促进胰腺癌转移的相关机制

2.2.1 增加胰腺癌细胞的侵袭能力 EMT使胰腺癌转变成更具运动能力的间质表型，有利于发生向四周的浸润和远处转移。Yin等［9］将Snail cDNA转染Panc-1细胞后，Panc-1细胞在发生EMT的同时，其浸润能力明显增加。然后将发生EMT的Panc-1细胞接种到裸鼠胰腺，1个月后发现所有的裸鼠均有淋巴结转移，并且4/6发生肝转移［9］。Yasushi［10］和 Johannes［11］更进一步证实胰腺癌侵袭性和肺部转移分别与胰腺癌的中N-钙黏素的高表达与E-钙黏素基因的失活相关，而这种黏附素转变被认为是EMT的典型特征。

2.2.2 通路效应 EMT在胰腺癌转移过程中除了增加癌细胞的侵袭力作用外，还可能为癌细胞的转移提供通路。将EMT细胞和非EMT细胞分别通过静脉和皮下途径接种到免疫缺陷小鼠的体内，均未造成肺部转移，并且在循环系统中检测不到非EMT细胞;而将EMT细胞和非EMT细胞一起皮下接种到小鼠体内，则在肺部发现转移灶，并且通过对原发癌灶的研究发现非EMT细胞集中在中央区域，EMT细胞多位于外周，浸润脂肪和肌肉组织［5］。因此，EMT并没有参与肿瘤转移的所有环节，而是通过降解周围的基质为其他细胞进入循环系统创造了条件，从而促进了肿瘤的远处转移。

2.2.3 间质上皮转化-MET 到达转移靶位的胰腺癌细胞需要建立新的细胞间或细胞基质间黏附，通过增殖形成新的转移灶。EMT细胞在转变为间质表型的同时，其原有的增殖能力减弱甚至消失，发生EMT的癌细胞需要再次逆转表型才能通过增殖形成稳定的转移灶。用曲古柳菌素A抑制组蛋白去乙酰酶后，可使发生EMT的胰腺癌细胞重新表达E-钙黏素，并且随曲古柳菌素A剂量的增加 E-钙黏素的表达增高［11］。Wang等［12］发现，Notch信号通路的下调可使胰腺癌细胞的侵袭能力下降，同时可部分逆转EMT。但是上述实验只是局限于体外研究，并且MET这一过程难以捕捉，因此到目前为止仍缺乏证据表明体内肿瘤转移过程中存在MET［13］。

3 EMT与胰腺癌的耐药性

3.1 EMT增加胰腺癌耐药性 近来有研究［14-15］证明胰腺癌对化疗药物的耐药性与EMT相关。Li等［14］在实验中发现，吉西他滨敏感的胰腺癌细胞株的E-钙黏素表达增加，而耐药株的间质细胞标记物波形蛋白和ZEB-1无论是在转录水平还是翻译水平都明显增高。Shah［15］的一项关于胰腺癌耐药性的研究发现，随培养液中吉西他滨浓度的增加，大部分L3.6pl细胞和AsPC-1细胞死亡，仅有部分细胞存活;当吉西他滨浓度达到1000 nmol/L时，存活的细胞丧失其原有的极性，呈现出纺锤样形态，并伴有伪足形成，表现出EMT的形态学改变;同时β-连环蛋白发生向细胞核转位，胞膜上E-钙黏素减少，而转录因子Twist的表达水平增加，细胞的运动能力增加，表现出间质细胞的生物学特性。将另一EMT相关转录因子 Snail转染到 Panc-1细胞后，可使Panc-1细胞对5-FU和吉西他滨的耐药性增加，并且这种耐药性与化疗药物的剂量呈一定的相关性［16］。这些研究说明胰腺癌耐药性的产生在一定程度上与EMT相关。

3.2 EMT增加胰腺癌耐药性的机制研究 虽然众多的研究结果显示EMT增加胰腺癌的耐药性，但是其具体机制仍不甚清楚，目前认为可能与以下两个机制相关。

(1)EMT使胰腺癌细胞获得间质细胞特性。将胰腺导管细胞放入含有TGF-β1的培养基中进行培养使其EMT后，进一步对其增殖能力进行研究，结果发现细胞摄取胸腺嘧啶的速率降低，说明发生EMT的胰腺导管细胞的增殖能力下降［17-18］。因此，EMT使肿瘤细胞获得运动能力是以牺牲其增殖潜能为代价的［19］。然而，肿瘤生长主要是上皮表型细胞的分裂，因此作用于细胞周期的化疗药物对发生EMT的肿瘤细胞无效［20］;而且，胰腺癌细胞很少发生完全的EMT，多是处于上皮与间质的中间状态，这种中间状态有利于胰腺癌细胞避开细胞周期性化疗药物的损伤，当肿瘤微环境发生改变时，肿瘤细胞通过MET转变成上皮细胞表型，恢复增殖能力，使肿瘤继续生长。

(2)EMT使癌细胞干细胞化。肿瘤是由异质性的细胞群组成，其分化潜能不同，对放化疗的敏感性也不一样。只有很少的一部分细胞具有无限增殖的能力，这部分细胞被称作肿瘤干细胞。胰腺癌干细胞一般处于静止期，很少进行分裂增殖，表现出多药耐药性。将胰腺癌细胞暴露于大剂量的吉西他滨后，绝大多数的肿瘤细胞被杀死，胰腺癌干细胞却存活下来，而且能够不断增殖，形成对吉西他滨耐药的细胞群，证明胰腺癌干细胞对吉西他滨具有固有耐药性［21］。Shah 等［15］研究发现，用治疗剂量的吉西他滨处理胰腺癌细胞后，耐药细胞表现出从上皮细胞向间质细胞转化的形态学和生物学特征，并且胰腺癌干细胞标记分子的表达呈上升趋势。上述两个实验说明部分胰腺癌细胞在EMT后获得某些干细胞的特性。另外，Wellner等［22］报道，将胰腺癌细胞中的ZEB1敲除后，干细胞因子Sox2、Bmil和p63的表达下降，同时胰腺癌细胞对吉西他滨的敏感性明显增加，也间接说明胰腺癌干细胞的存在是胰腺癌对化疗耐药的一个原因。

4 结 语

关于胰腺癌EMT的研究还处在早期阶段，许多问题尚未解决，相信随着研究的深入，EMT与胰腺癌转移和耐药性之间的关系终究会被阐释清楚，这对改善胰腺癌的预后可能有着重要的意义。

［1］ Weinberg RA.Twisted epithelial– mesenchymal transition blocks senescence［J］.Nat Cell Biol，2008，10(9):1021-1023.

［2］ Mejlvang J，Kriajevska M，Vandewalle C，et al.Direct Repression of Cyclin D1 by SIP1 Attenuates Cell Cycle Progression in Cells Undergoing an Epithelial Mesenchymal Transition［J］.Mol Biol Cell，2007，18(11):4615-4624.

［3］ Kudo-Saito C，Shirako H，Takeuchi T，et al.Cancer Metastasis Is Accelerated through Immunosuppression during Snail-Induced EMT of Cancer Cells［J］.Cancer Cell，2009，15(3):195-206.

［4］ Burk U，Schubert J，Wellner U，et al.A reciprocal repression between ZEB1 and members of the miR-200 family promotes EMT and invasion in cancer cells［J］.EMBO Rep，2008，9(6):582-589.

［5］ Tsuji T，Ibaragi S，Hu GF.Epithelial-Mesenchymal Transition and Cell Cooperativity in Metastasis［J］.Cancer Res，2009，69(18):7135-7139.

［6］ Ikenaga N，Ohuchida K，Mizumoto K，et al.Pancreatic cancer cells enhance the ability of collagen internalization during epithelial-mesenchymal transition［J］.PLoS One，2012，7(7):e40434.

［7］ Guarino M.Epithelial–mesenchymal transition and tumour invasion［J］.Int J Biochem Cell Biol，2007，39(12):2153-2160.

［8］ Nishioka R，Itoh S，Gui T，et al.SNAIL induces epithelial-tomesenchymal transition in a human pancreatic cancer cell line(BxPC3)and promotes distant metastasis and invasiveness in vivo［J］.Exp Mol Pathol，2010，89(2):149-157.

［9］ Yin T，Wang C，Liu T，et al.Expression of snail in pancreatic cancer promotes metastasis and chemoresistance［J］.J Surg Res，2007，141(2):196-203.

［10］ Shintani Y，Hollingsworth MA，Wheelock MJ，et al.Collagen I promotes metastasis in pancreatic cancer by activating c-Jun NH(2)-terminal kinase 1 and up-regulating N-cadherin expression［J］.Cancer Res，2006，66(24):11745-11753.

［11］ von Burstin J，Eser S，Paul MC，et al.E-cadherin regulates metastasis of pancreatic cancer in vivo and is suppressed by a SNAIL/HDAC1/HDAC2 repressor complex.Gastroenterology，2009 ，137(1):361-371.

［12］ Wang Z，Li Y，Kong D，et al.Acquisition of epithelial-mesenchymal transition phenotype of gemcitabine-resistant pancreatic cancer cells is linked with activation of the notch signaling pathway［J］.Cancer Res，2009，69(6):2400-2407.

［13］ Jang MJ，Baek SH，Kim JH.UCH-L1 promotes cancer metastasis in prostate cancer cells through EMT induction［J］.Cancer Lett，2011，302(2):128-135.

［14］ Li Y，VandenBoom TG，Kong D，et al.Up-regulation of miR-200 and let-7 by natural agents leads to the reversal of epithelial-to-mesenchymal transition in gemcitabine-resistant pancreatic cancer cells［J］.Cancer Res，2009，69(16):6704-6712.

［15］ Shah AN，Summy JM，Zhang J，et al.Development and characterization of gemcitabine-resistant pancreatic tumor cells［J］.Ann Surg Oncol，2007，14(12):3629-3637.

［16］ Yin T，Wang C，Liu T，et al.Expression of snail in pancreatic cancer promotes metastasis and chemoresistance［J］.J Surg Res，2007，141(2):196-203.

［17］ Shin JA，Hong OK，Lee HJ，et al.Transforming growth factorbeta induces epithelial to mesenchymal transition and suppresses the proliferation and transdifferentiation of cultured human pancreatic duct cells［J］.J Cell Biochem，2011，112(1):179-188.

［18］ Han L，Guo KJ，Chen XT.Effect of Genistein on epithelial-mesenchymal transdifferentiation induced by transforming growth factor-β1 in human pancreatic cancer cell line Panc-1 in vitro［J］.Chin Med J(Engl)，2012，125(11):2032-2040.

［19］ Vega S，Morales AV，Ocaña OH，et al.Snail blocks the cell cycle and confers resistance to cell death［J］.Genes Dev，2004，18(10):1131-1143.

［20］ Voulgari A，Pintzas A.Epithelial– mesenchymal transition in cancer metastasis:Mechanisms，markers and strategies to overcome drug resistance in the clinic［J］.Biochim Biophys Acta，2009，1796(2):75-90.

［21］ Hong SP，Wen J，Bang S，et al.CD44-positive cells are responsible for gemcitabine resistance in pancreatic cancer cells［J］.Int J Cancer，2009，125(10):2323-2331.

［22］ Wellner U，Schubert J，Burk UC，et al.The EMT-activator ZEB1 promotes tumorigenicity by repressing stemness-inhibiting microRNAs［J］.Nat Cell Biol，2009，11(12):1487-1495.