实用改良大鼠尾静脉穿刺置管术

刘秉彦，白殿青，邱金成，胡诗丽

(海南省人民医院，海南 海口 570311)

实用改良大鼠尾静脉穿刺置管术

刘秉彦，白殿青，邱金成，胡诗丽

(海南省人民医院，海南 海口 570311)

目的改进清醒大鼠尾静脉留置针穿刺技术及固定技术，延长留置针留置时间。方法50只SD大鼠均于清醒状态下行尾静脉穿刺及固定留置针，并用微量注射泵连续缓慢输液3 h，每日1次，连续6 d，观察大鼠清醒状态下在简易固定器内接受长时间连续输液的表现。结果50只大鼠全部成功置管，顺利者穿刺时间(30±5)s，固定留置针时间(4±1.5)min，针管留置时间(52±4)h，连续6 d输液过程中所有大鼠在简易固定器内均表现十分安静。结论改进后的大鼠尾静脉穿刺方法穿刺时间缩短，针管留置时间明显延长，该方法完全可以用作连续式静脉输液给药。

大鼠；尾静脉；静脉留置；清醒；微量注射泵

大鼠在医学实验研究中因所需空间小、容易饲养、成本低廉等原因而被广泛使用。但由于大鼠体型娇小，血管也极为细小，导致许多实验研究无法像临床研究那样可以应用连续式静脉输液法给药，而只能采用灌胃法、肌肉注射法、单次静脉输液法等方式替代，实验结论的可靠性必然受到影响。我们在实验研究中尝试使用新的留置针固定方法，明显延长了针管的留置时间，具体报道如下：

1 材料与方法

1.1 一般资料 健康SD大鼠50只，体重200～250 g，购自河南省实验动物中心。

1.2 物品准备及使用方法 (1)固定大鼠用品：矿泉水瓶2～3个，以适合不同体重的大鼠，用时需除掉瓶盖并剪掉瓶底。鼠类天性喜欢钻洞，把矿泉水瓶瓶底对准大鼠头部时，大鼠可以快速且自然地钻入其内，因此捉鼠时完全可以徒手操作。待大鼠进入瓶内后，稍微倾斜将瓶底抬高，连瓶带鼠放置到自制的简易固定器上，并用橡皮筋固定好瓶身。如果瓶身大小合适，鼠尾刚好全部暴露在瓶底外面，钻进其内的大鼠头部位于瓶口处，既不影响呼吸又可防止大鼠在瓶内回转身体。自制的简易固定器类似长方形矮凳，用时翻转过来，头侧的挡板中央有缺口，刚好能够卡住矿泉水瓶瓶口，尾侧的挡板中央有一小沟槽，鼠尾夹在中间可以防止大幅摆动时影响输液。(2)穿刺及输液用品：75%酒精、棉签、24#静脉留置针、肝素帽、5#注射器剪刀、橡皮膏(布料胶布)、20 ml注射器、5#半头皮针、生理盐水、微量注射泵、肝素钠盐水、透明稍软塑料管(粗细接近老式水龙头，厚度约1 mm)、止血带。将止血带沿纵向剪成3～4条，每条长8～10 cm，宽约0.5 cm，长短粗细刚好适宜绑扎大鼠尾巴。

1.3 穿刺置管 在靠近鼠尾根部的位置绑扎止血带，绑扎后可以清楚看到3条蓝色的尾静脉，中间1条，两侧各1条，寻找适宜的尾静脉，酒精消毒后拉住鼠尾，手拿留置针直接刺入静脉内，刺入后有落空感并见到回血表明进针成功。需注意静脉穿刺时，尽量选择大鼠尾部后1/2～1/3段的血管，针头与血管夹角保持在15°～25°，见到回血后，退出约½长度的针芯，然后继续沿血管方向轻轻送入余段针管，之后完全拔出针芯，用5 ml注射器推注少许生理盐水冲净针管内的回血同时验证留置针通畅情况，推注时毫无阻力即表明针管通畅；接好肝素帽，用剪刀剪去留置针管侧翼，使针尾尽量接近鼠尾的粗细程度，橡皮膏固定针柄，接上微量注射泵开始输注生理盐水，剂量为8.5 ml/(kg·h)，时长设定为3 h，输液结束后留置针内推入少许肝素钠盐水，然后剪一小段塑料管(稍长于留置针)，中间纵向破开，套在留置针外面，用橡皮膏呈螺旋形缠绕2～3层(塑料管上下两端的橡皮膏要折进管的内壁，不宜直接粘在鼠尾上)，固定好之后将大鼠放回鼠笼内单笼饲养。

2 结果

50只大鼠全部在清醒状态下完成穿刺置管，成功率为100%。穿刺用时(30±5)s，固定留置针时间(4±1.5)min，针管留置时间最短24 h，最长70 h，平均(52±4)h，明显长于文献报道时间。另外在每日长达3 h的输液过程中，所有大鼠在简易固定器内均处于安静的休息状态，未观察到任何躁动现象。

3 讨论

由于大鼠尾部表面覆有一层环状表皮鳞，因此长期以来，尾静脉穿刺前要用小镊子轻刮或用温水浸泡去除表皮鳞[1]，然后再用棉签沾酒精反复擦拭，也有提出涂抹表面麻醉剂扩张血管或直接麻醉大鼠[2]，这样才可以看到蓝色的尾静脉。我们的体会是：去鳞或酒精反复擦拭过程中很难控制手法轻重程度，多数情况下去鳞后皮肤弄得红一道白一道，失去了保护层也并没有使血管显示得更清楚。本实验中所有大鼠的尾部既没有去鳞，也没有用酒精棉签反复擦拭，更没有涂抹表面麻醉剂，直接将止血带绑扎在鼠尾根部即可清楚看到扩张的尾静脉，使选择血管的过程简单快捷。

实际操作过程中尾静脉穿刺用时很短，尤其对于有静脉穿刺经验者，而固定留置针工作非常重要，应耐心细致，因为它直接关系到之后针管留置时间的长短。需注意的是，在操作过程中用橡皮膏缠绕外包塑料管时最好包裹2～3层，螺旋形缠绕，每层之间交错排列；同时必须露出鼠尾远端，目的是为了方便观察尾部血液回流情况，因为橡皮膏缠绕过紧会导致大鼠尾部淤血，时间过长难免有坏死可能，这在一开始缠绕橡皮膏时就可以随时观察，一旦发现鼠尾颜色变深就说明包裹过紧了。缠绕橡皮膏时还要求在塑料管上下两端的地方要折进管的内壁，不能完全封住两端，一是可以散热，二是下一次往肝素帽上连接输液针头时方便操作。另外，如果输液时间比较长时，应把简易固定器头侧垫高、这样大鼠排尿不至于泡到自己的腹部，排便排到瓶底边缘也方便随时清理，本课题实验中所使用的自制简易固定器的挡板起到向两侧分流尿液的作用，可以避免污染或浸泡尾部的针管。

长期以来，如何延长大鼠尾静脉穿刺置管留置时间一直受到每一位热爱实验研究的科研人员关注。国内文献最早报道[3]在大鼠尾静脉内放置留置针是用丝线固定针柄，但我们经过实践发现，丝线固定后将大鼠放回笼内不出1 h的时间留置针就会被撕咬拽掉，血液沾得满笼皆是。我们进行改良后的固定方法经过连续6 d的观察发现，时间长时可维持70 h，最短也有24 h，多数都在52 h左右。在6 d的观察期内，几乎每只大鼠尾部的的外包塑料管都不同程度被咬坏过，但较少直接造成里面的留置针脱出，次日将局部咬破的外包管重新换过即可。

本研究与文献报道不同之处在于：尾静脉穿刺方法不同；留置针固定方法不同；此外，本研究对大鼠进行了连续6 d每天长达3 h的输液观察，即直接进行实践论证[4]，期间未观察到大鼠有异常躁动现象，说明该方法简便可行，适宜大鼠的生理状态。如果在实验过程中微量注射泵足够用的话，一个人完全可以同时完成多只大鼠的给药工作。总之，大鼠尾静脉留置针的成功应用，不但可以大大节省人力和时间，而且还可以使更多的实验研究以最接近临床研究的方式进行给药，有助于取得更加可靠的研究结果。

[1]李海生,陆兵勋.大鼠尾静脉留置针新方法[J].华北国防医药, 2003,15(1)∶35.

[2]王敏康,王晓燕,张 田,等.一种用于大鼠的无麻醉可连续的采血技术[J].解剖学杂志,1999,22(1)∶94-95.

[3]陈学新,郑月梅,熊利泽.SD大鼠尾静脉穿刺置管实用技术[J].宁夏医学院学报,2008,30(1)∶114.

[4]钟 庆,周淑敏,伍佳莉,等.清醒大鼠经皮穿刺大鼠尾静脉保留置管的方法改进[J].重庆医学,2010,39(7)∶852-853.

R-332

A

1003—6350(2011)14—015—02

海南省自然科学基金项目(编号：309088)

∶刘秉彦(1971—)，女，吉林省延吉市人，副主任医师，硕士。

2011-04-25)

·临床研究·