油脂分泌旺盛的脱发女性与正常女性头皮微生物结构差异及干预效果研究

[摘要]目的：评估油脂分泌旺盛的脱发女性与健康女性头皮微生物的结构差异，观察微生态制剂干预后微生物结构变化。方法：选取2022年6月20日-2022年7月20日招募的20～35岁女性56名，按入组标准分为健康组（n=24）和油脂分泌旺盛的脱发组（n=32），利用细菌16sRNA序列V3-V4区和真菌ITS高通量测序技术分析健康女性及油脂分泌旺盛的脱发女性头皮微生物特征及干预前后的差异，同时对脱发计数和头皮油脂变化进行评估，并对结果进行统计分析。结果：与正常女性相比，油脂分泌旺盛的脱发女性具有更高的细菌群落丰富度（P＜0.05），群落结构及丙酸杆菌等多种细菌的相对丰度与正常女性存在显著差异（P＜0.05）；油脂分泌旺盛的脱发女性真菌群落丰富度、结构与正常女性无明显差异。微生态制剂干预后，油脂分泌旺盛的脱发女性脱发及头皮油脂情况有明显好转（P＜0.05）。结论：油脂分泌旺盛的脱发女性与健康女性的头皮微生物结构存在显著的差异，微生态制剂对头皮微生物特征有调节作用；研究为从微生态角度防治脱发提供依据。

[关键词]脱发；微生态制剂；微生物特征；头皮

[中图分类号]R756 [文献标志码]A [文章编号]1008-6455（2024）10-0026-06

The Difference of Structure of Scalp Microbiome and the Effect of Intervention Between Women with and without Alopecia Accompanied With Excessive Oil Secretion

WEI Zeyu1， DING Weiyun1， NI Chunya2， SHEN Linxia1， WU Xusheng3，SUN Guang4，LIU Qingmei1

（ 1.Department of Dermatology， Huashan Hospital， Fudan University， Shanghai Institute of Dermatology， Shanghai 200040， China; 2.Department of Dermatology， Jing’an District Central Hospital， Shanghai 200040， China; 3.Zhejiang Chinese Medical University， Hangzhou 310053， Zhejiang， China; 4.Taimei Biotechnology Co. Ltd， Hangzhou 310009， Zhejiang， China）

Abstract： Objective To explore the differences in scalp microbiome structure between women with and without alopecia accompanied with excessive oil secretion and to observe the changes in this structure following the intervention of probiotics preparation. Methods A total of 56 women aged 20-35 recruited between June 20th 2022 and July 20th 2022 were enrolled and divided into two groups based on inclusion criteria： the healthy group （n=24） and the alopecia accompanied with excessive oil secretion group （n=32）. High-throughput sequencing technology targeting the bacterial 16sRNA sequence V3-V4 region and the fungal ITS sequence was employed. This approach was used to analyze the differences in scalp microbiome characteristics between the two groups and to evaluate the effects of the probiotics intervention. Additionally， hair loss count and scalp lipid changes were assessed， followed by statistical analysis. Results Compared with healthy women， those with alopecia accompanied with excessive oil secretion exhibited a significantly higher abundance of bacterial microbiome （P＜0.05）， with notable differences in the microbiome structure and the relative abundance of various bacteria such as Cutibacterium （P＜0.05）. However， there were no significant differences in the abundance and structure of the fungal microbiome between the two groups. Post intervention with the probiotics， significant improvements were observed in hair loss and scalp lipid conditions among women with alopecia accompanied with excessive oil secretion （P＜0.05）. Conclusion There are marked differences in the scalp microbiome structure between women with and without alopecia accompanied with excessive oil secretion. Probiotics appears to moderate the characteristics of scalp microbiome. This research provides evidence supporting the prevention and treatment of alopecia accompanied with excessive oil secretion from a microbiome perspective.

Key words： alopecia; probiotics; microbiome characteristics; scalp

脱发是困扰现代人群健康的一大皮肤疾病。虽然不致命，但其带来的重大外观改变及生活质量影响已经被证实会极大提升患者的焦虑及抑郁水平[1]，严重影响患者的心理健康。这一影响在女性中比男性更为显著。虽然部分患者并未得到充分诊断，但考虑到头皮油腻常常作为雄激素性秃发（AGA）的典型症状出现且具有高达80%的发生率[2]，本研究有充分的理由将雄激素性秃发与伴随着头皮油腻感的脱发紧密联系。雄激素性秃发，又称脂溢性脱发，是一种常见的伴有油脂分泌旺盛的脱发类型。根据一项早期的流行病学调查，AGA影响1%～2%的20～30岁女性[3]。AGA被认为是一种遗传与环境因素共同作用而引发的慢性疾病。头皮微生物结构是一个不可忽视的因素。研究表明，马拉色菌负荷与AGA发病率正相关，尤其是限制性马拉色菌与球形马拉色菌[4-5]。痤疮丙酸杆菌可通过释放卟啉产生活性氧引起毛囊炎症，直接导致脱发[6]。除了直接作用的脱发作用，痤疮丙酸杆菌还会导致表皮角化过度、皮脂分泌过多[7-9]，破坏头皮微环境，形成油性头皮。而这种油性环境又因为适宜痤疮丙酸杆菌、马拉色菌等细菌的生长繁殖[10-11]，进一步导致头皮微环境的恶化，加重油脂分泌旺盛的脱发患者的病情。

在临床实践中，外用米诺地尔、口服非那雄胺仍然是主要的治疗手段，也存在着其他包括服用补充品、采用低水平光疗在内的其他多种治疗手段[12]。本研究将探究油脂分泌旺盛的脱发女性与健康女性头皮微生物特征的差异及微生态制剂对油脂分泌旺盛的脱发女性头皮微生物结构的干预效果。

1 资料和方法

1.1 一般资料：2022年6月20日-2022年7月20日，在广东省广州市招募24名健康女性（Healthy，H组）和32名油脂分泌旺盛的脱发女性受试者，收集临床资料并进行头发长度测量。对所有符合条件受试者进行60次梳发法及脱发计数。自述有脱发多、头皮轻度稀疏，且按60次梳发法脱发计数＞10根者，归入脱发组。最终获得健康组（H组）24例，脱发组32例。

1.2 纳入和排除标准

1.2.1 纳入标准：①20～35岁，女性；②头发长度5～50 cm；③头皮油脂旺盛，由受试者主观评价，并通过头皮油脂检测卡[昆氏（深圳）生物科技有限公司]进行油脂检测，参考对应图片进行油脂评分[13]；④近1个月内未经过染发、烫发、定型等特殊美发处理；⑤能够理解试验过程，自愿参加试验并签署书面知情同意书。

1.2.2 排除标准：①妊娠或哺乳期女性，或近期有备孕计划；②重度雄激素源性脱发、斑秃、炎性瘢痕性脱发或其他患有头发、毛发疾病；③近2个月内使用过抗生素或其他外用头皮的药物；④患有精神类/心理疾病，或有长期睡眠、情绪控制障碍；⑤近3个月内使用过防脱发功效的化妆品或其他具有此类功效或生发功效的产品；⑥近6个月内服用过或局部使用过任何影响头发生长的药物；⑦曾接受过头发移植治疗；⑧头发卷曲者；⑨体质高度敏感者。

1.3 方法：H组由工作人员发放干预产品，每天全头涂抹2 ml，持续使用28 d，在此期间要求受试者记录使用时间及使用过程中的任何不适感、不良反应症状。在干预前即第一次（First， F组）、干预后第14天即第2次（Second， S组）、干预后第28天（Third，T组）分别进行取样。健康组仅在入组筛选阶段进行取样。干预产品为含益生元和后生元的微生态制剂（杭州钛美生物科技有限公司）。

在入组筛选及试验期间每次访视前48 h内，受试者不能洗头且应保持相同未洗头时间；访视当天，受试者不能自行梳发；试验期间内，受试者不能理发；试验期间受试者不能进行任何头发护理及美发处理措施，也不能接受任何防脱发、生发治疗；在试验期间，受试者被要求保持原有生活习惯，避免情绪波动。

1.4 观察指标

1.4.1 序列分析

1.4.1.1 样本采集：采样者佩戴一次性无菌手套，将无菌植绒棉拭子用无菌生理盐水浸湿，拨开头发，在头皮横向、纵向移动，擦拭时间30 s，擦拭面积4 cm2。取样后，将1～2个棉拭子头剪下，放入灭菌冷冻管，液氮速冻，-80℃保存。

1.4.1.2 DNA提取：采用蛋白酶裂解法提取菌群DNA；对样本分别取3μl进行1%琼脂糖凝胶电泳，检测所抽提DNA条带的完整性。

1.4.1.3 文库构建及测序：对细菌和真菌，分别选择16s rDNA序列V3-V4区（引物：338F_806R）和内转录间隔区（ITS）序列（引物：ITS1F_ITS2R）所对应基因序列作为PCR扩增及测序片段。对每个样本所得PCR扩增产物进行2%琼脂糖凝胶电泳，然后进行回收，并对回收产物进行定量。将样本按照对应的测序量要求混匀后，进行2次PCR扩增，添加Illumina官方接头序列。PCR产物用2%琼脂糖凝胶电泳检测，使用凝胶回收试剂盒切胶回收PCR产物，通过氢氧化钠变性产生单链DNA片段。对纯化后的样品进行高通量测序。

1.4.2 脱发计数：在对油脂分泌旺盛的脱发女性每次访视时，经培训的采样者采用60次梳发法梳理受试者头发并对脱落头发进行记录。材料：梳齿密度适中的梳子（齿间距0.9～1.1 mm），梳齿长度2.0～3.0 cm，梳子长度不少于10 cm（不含梳子把柄），整个试验过程中必须使用同一材质及规格的梳子，每次使用后按照《医疗机构消毒规范》（WS-T 367-2012）中相关要求进行消毒。

1.4.3 头皮脂质含量测定：每次访视时均需在受试者清洁头皮后12～16 h内，在恒温（22±3）℃的房间静置休息20 min，保持头皮干燥。使用头皮油脂检测卡、问卷信息收集表、环境数据综合分析得出最终头皮油脂检测数据，保持每次检测部位以及操作员一致。

1.5 统计学分析：对测序所得原始数据采用fastp软件进行质控，采用Flash软件进行PE双端序列拼接；拼接后的序列再次进行质控及过滤，得到优化序列。对优化序列进行OTU聚类分析、物种分类学分析，包括α多样性分析。在不同分类水平上进行群落结构分析，对样本间进行β多样性分析。α多样性分析包括Shannon指数及Chao指数，采用Kruskal-Wallis H test进行组间比较，P＜0.05时具有统计学意义；采用主坐标图对分析（Principal coordinates analysis，PCoA）并作图进行β多样性分析，采用Kruskal-Wallis H test进行比较，P＜0.05时具有统计学意义。

2 结果

2.1 基线结果：32名油脂分泌旺盛的脱发女性的油脂评分为（8.78±1.07）分，显著高于健康女性（4.42±0.65）分（P＜0.001）。油脂分泌旺盛的脱发女性在干预前的脱发数量为（13.03±7.00）根。

2.2 序列分析：经过对120个样本的16 s rDNA测序，从中得到的优化序列数为11798981，序列平均长度为414bp；98个样本被用于ITS测序，优化序列数为2753716121，序列平均长度为262 bp。

2.2.1 细菌结构分析

2.2.1.1 群落组成分析：群落柱状图显示，在属水平上，丙酸杆菌（Cutibacterium）在所有组别中均为占比最高的优势细菌种群；除此以外，红球菌（Rhodococcus）、假单胞菌（Pseudomonas）、葡萄球菌（Staphylococcus）等也在全部组别样本中均有广泛分布。在属水平上，不同组别具有相同的优势物种和不同的相对丰度。见图1A。研究通过群落热图显示了不同菌群的相对丰度。相比H组，F组的假单胞菌相对丰度较低，丙酸杆菌、葡萄球菌相对丰度较高。随干预进行，假单胞菌相对丰度上升，丙酸杆菌、葡萄球菌相对丰度下降。见图2A。

2.2.1.2 α多样性分析：通过计算比较Shannon指数，本研究发现S组的头皮细菌多样性显著低于健康人群，且微生态制剂干预后群落丰富度显著上升（见图1B）。Chao指数的比较则表明，F组的细菌群落丰富度显著高于健康女性，且微生态制剂干预后丰富度显著降低（图1C）。

2.2.1.3 β多样性分析：基于16 s rDNA的测序结果的β多样性PCoA分析结果显示，F组、T组、H组头皮在细菌属水平上存在显著差异。见图1D。

2.2.1.4 物种差异分析：在各种微生物中，存在显著或极显著差异的菌群包括了丙酸杆菌（Cutibactenum）、红球菌（Rhodococcus）、假单胞菌（Pseudomonas）、葡萄球菌（Staphylococcus）、布鲁氏菌（Brucella）等（见图2B）。丙酸杆菌、葡萄球菌在F组比例最高，红球菌、假单胞菌在F组最低值。在物种水平上，痤疮丙酸杆菌（Cutibacterium acnes）、红串红球菌（Rhodococcus erythropolis）、雅马纳假单胞菌（Pseudomonas yamanorum）等菌种在不同组别存在显著差异（见图2C），这些菌种与所属的属水平分类相对数量一致，即痤疮丙酸杆菌、假单胞菌在F组数量最多，红球菌则最少。

2.2.2 真菌结构分析

2.2.2.1 群落组成分析：真菌群落柱状图显示，马拉色菌属（Malassezia）为所有组别中占比最高的优势物种，但其在不同组别样本中的相对丰度不同。未分类的马拉色菌目（unclassified Malasseziales）真菌在H组、F组中具有较高的相对丰度，而Apiotrichum属真菌则在干预后的两次采样即S组和T组中具有较高的相对丰度。新赤壳属（Neocosmospora）则只在T组中较为多见。见图3A。

2.2.2.2 α多样性分析：基于ITS测序的Shannon指数表明，F组与H组头皮真菌多样性无差异，微生态制剂干预后（14 d）多样性显著升高，28 d后多样性又与H组差异无统计学意义（图3B）。Chao指数显示干预前后，油脂分泌旺盛的脱发女性的头皮真菌群落丰富度均差异无统计学意义，且干预过程中亦无显著变化，见图3C。

2.2.2.3 β多样性分析：基于ITS测序结果的β多样性PCoA分析结果表明，所有组别的样本在属水平上差异无统计学意义。见图3D。

2.2.2.4 物种差异分析：在属水平上，具有显著或极显著差异的菌群包括未分类的马拉色菌目（unclassified Malasseziales）真菌、假黑伞属（Stropharia）、三形菌属（Saitozyma）、未分类的酵母菌属（unclassified Saccharomyceates）等。见图4。

2.3 丙酸杆菌属及痤疮丙酸杆菌：针对具体的细菌，丙酸杆菌属及痤疮丙酸杆菌在各组之间存在显著差异。F组与H组的α及β多样性均存在显著差异（见图5）。F组相比H组具有更高的丙酸杆菌属及痤疮丙酸杆菌水平（见图6）。进一步的细菌LefSe分析表明，相较H组，丙酸杆菌目（Propionibacteriales）、丙酸杆菌科（Propionibacteriaceae）、丙酸杆菌属、棒状丙酸菌属（Propioniciclava）均显著富集，见图7。

2.4 脱发计数及头皮脂质含量测定：微生态制剂干预后14 d及28 d，油脂分泌旺盛的脱发女性的头皮油脂评分由（8.78±1.07）分显著下降至（6.97±2.40）分、（5.50±2.20）分（P＜0.001），油脂分泌旺盛脱发女性掉发数量由（13.03±7.00）根显著下降至（8.13±4.93）根、（6.97±4.12）根（P＜0.001），见图8。

3 讨论

本研究选取20～30岁的青年女性群体，检测了健康女性、油脂分泌旺盛的脱发女性以及应用微生态制剂后油脂分泌旺盛的脱发女性头皮微生物结构的相应变化。研究结果表明，油脂分泌旺盛的脱发女性与健康人群间、油脂分泌旺盛的脱发女性在应用微生态制剂的不同时间，均存在较为显著的头皮微生物结构差异。

本研究显示油脂分泌旺盛的脱发组丙酸杆菌属及痤疮丙酸杆菌水平高于H组。痤疮丙酸杆菌使头皮过度角化、油脂分泌过度，并通过毛囊炎症介导脱发，与在不同国家亚洲人群的研究中病灶部位痤疮丙酸杆菌丰度明显偏高的研究成果相吻合[14-16]。考虑到痤疮丙酸杆菌在干预过程中的显著下降，可对本次实验中微生态制剂干预的有效性给予较高的认可。

因测序手段限制，本研究仅观察到了未分类的马拉色菌在属水平的显著差异，未能进一步在物种层面通过测序手段直接了解限制性马拉色菌、球形马拉色菌等菌种在不同组别间的差异情况。对于亚洲人群而言，大部分研究观测到了马拉色菌在AGA患者病灶部位的丰度增加[5，15]。这一现象支持将马拉色菌作为潜在的参与AGA发病机制的重要菌群进行研究。作为体表的常驻菌群之一[17]，马拉色菌的增殖可引起毛囊周围的微炎症反应[5]。马拉色菌对脂溢性皮炎、头皮屑等疾病的致病作用是通过属水平的改变及患者易感性共同作用实现的[18]。这也可以解释本次研究中，健康人群并未表现出较低的马拉色菌水平。在一些情况下，限制性马拉色菌的水平甚至会在健康人群中更高[19]。应当指出的是，即便是同处于脱发状况改善进程之中，接受不同干预手段、属于不同人种、生活在不同地域的个体也可能产生不同的头皮微生物结构改变。一项于法国进行的研究发现，应用乌药根提取物的AGA患者在接受干预之后，头皮限制性马拉色菌水平并未出现下降，且相较AGA患者，健康受试者具有更高的限制性马拉色菌丰度[20]。

除此以外，本研究还观测到了干预过程中头皮油脂水平的下降。作为油脂分泌旺盛的脱发的重要表现之一，头皮油脂含量上升可导致多种亲脂性微生物含量的增加，尤其是前文所提及的痤疮丙酸杆菌和马拉色菌[21]。这些常见于病灶部位毛囊漏斗部的亲脂性微生物，可能与AGA相关的毛囊炎症密切关联[15]。以吡罗克酮为例，这种药物已经被应用于脱发治疗之中，并被观测到了有统计学意义的毛发量显著增加[21]。微生态制剂中所含的吡罗克酮等药物作为去屑、去油的活性成分[22-23]，对亲脂性微生物具有抑制作用，这一点很可能是随着干预进行，头皮微生态改善的重要条件。

虽然目前没有直接证据证实，但猜测微生态制剂所含的益生元与后生元（益生菌经加工处理后的益生菌代谢物成分）可能通过改善菌群平衡来实现对油脂分泌旺盛的脱发女性患者病情的改善。皮肤菌群失衡是包括寻常痤疮等多种皮肤疾病在内的重要病因[24]，而益生元和后生元则可改善皮肤菌群情况，促进皮肤的水合作用，并在治疗痤疮、减少皱纹等方面有着被证实的作用[25]。益生元与后生元成分同样值得持续关注和相关研究的开展。

除此以外，在实验过程中还发现了其他的菌群变化情况，如红球菌属、假单胞菌属在不同组中的比例对比。考虑到这些菌种在F组水平最低，与被证实具有致病作用的丙酸杆菌相反。虽然目前的研究并不足以支撑完全解释这一现象的产生机制，但这一现象的出现，为进一步研究提供了有价值的方向。

目前，由于物种鉴定的复杂性及较多的干扰因素，关于脱发与微生物结构的研究仍然非常有限。仍期待着进一步的探索帮助完善对所使用微生态制剂功效的了解与验证，寻求更为详细的微生物学证据支持以解释本研究所观测到的微生物结构变化，并将其与头皮的病理生理变化相联系。同时，本研究亦因客观原因，受限于样本量及受试人群；下一步针对扩大群体及更大样本量的试验将有助于寻求更为充分的证据。

[参考文献]

[1]Yu N L， Tan H， Song Z Q， et al. Illness perception in patients with androgenetic alopecia and alopecia areata in China[J]. J Psychosom Res， 2016，86：1-6.

[2]Ohn J， Son H Y， Yu D A， et al. Early onset female pattern hair loss： A case-control study for analyzing clinical features and genetic variants[J]. J Dermatol Sci， 2022，106（1）：21-28.

[3]Verma I， Madke B， Singh A L， et al. A clinico-trichological study of female androgenetic alopecia[J]. Int J Trichology， 2021，13（6）：9-16.

[4]Wang T L， Zhou C， Shen Y W， et al. Prevalence of androgenetic alopecia in China： a community-based study in six cities[J]. Br J Dermatol， 2010，162（4）：843-947.

[5]Huang J， Ran Y， Pradhan S， et al. Investigation on microecology of hair root fungi in androgenetic alopecia patients[J]. Mycopathologia， 2019，184（4）：505-515.

[6]Young J W， Conte E T， Leavitt M L， et al. Cutaneous immunopathology of androgenetic alopecia[J]. J Am Osteopath Assoc，1991，91（8）：765-771.

[7]Brakebusch C， Fässler R. Beta 1 integrin function in vivo： adhesion， migration and more[J]. Cancer Metastasis Rev， 2005，24（3）：403-411.

[8]Iinuma K， Sato T， Akimoto N， et al. Involvement of Propionibacterium acnes in the augmentation of lipogenesis in hamster sebaceous glands in vivo and in vitro[J]. J Invest Dermatol， 2009，129（9）：2113-2119.

[9]Iwata C， Akimoto N， Sato T， et al. Augmentation of lipogenesis by 15-deoxy-Delta12，14-prostaglandin J2 in hamster sebaceous glands： identification of cytochrome P-450-mediated 15-deoxy-Delta12，14-prostaglandin J2 production[J]. J Invest Dermatol， 2005，125（5）：865-872.

[10]Scharschmidt T C， Fischbach M A. What lives on our skin： ecology， genomics and therapeutic opportunities of the skin microbiome[J]. Drug Discov Today Dis Mech， 2013，10（3-4）：e83-e89.

[11]Kaneko T， Shiota R， Shibuya S， et al. Human external ear canal as the specific reservoir of Malassezia slooffiae[J]. Med Mycol， 2010， 48：824–827.

[12]Gupta A K， Talukder M， Williams G. Comparison of oral minoxidil， finasteride， and dutasteride for treating androgenetic alopecia[J]. J Dermatolog Treat， 2022， 33（7）：2946-2fVV747dk5bbnz93biuoCLQ==962.

[13]Serup J. Formation of oiliness and sebum output--comparison of a lipid-absorbant and occlusive-tape method with photometry[J]. Clin Exp Dermatol， 1991，16（4）：258-63.

[14]Jung D R， Yoo H Y， Kim M J， et al. Comparative analysis of scalp and gut microbiome in androgenetic alopecia： A Korean cross-sectional study[J]. Front Microbiol， 2022， 13：1076242.

[15]Suzuki K， Inoue M， Cho O， et al. Scalp microbiome and sebum composition in Japanese male individuals with and without V4Kpm8ZCqyF91OK8pJQCFw==androgenetic alopecia[J] Microorganisms， 2021，9（10）：2132.

[16]Ho B S， Ho E X P， Chu CW， et al. Microbiome in the hair follicle of androgenetic alopecia patients[J]. PLoS One， 2019， 14（5）：e0216330.

[17]Grimshaw S G， Smith A M， Arnold D S， et al. The diversity and abundance of fungi and bacteria on the healthy and dandruff affected human scalp[J]. PLoS One， 2019，14（12）：e0225796.

[18]Deangelis Y M， Gemmer C M， Kaczvinsky J R， et al. Three etiologic facets of dandruff and seborrheic dermatitis： Malassezia fungi， sebaceous lipids， and individual sensitivity[J]. J Investig Dermatol Symp Proc， 2005，10（3）：295-297.

[19]Van Den Mooter M， Swings J. Numerical analysis of 295 phenotypic features of 266 Xanthomonas strains and related strains and an improved taxonomy of the genus[J]. Int J Syst Bacteriol， 1990，40（4）：348-369.

[20]Filaire E， Dreux A， Boutot C， et al. Characteristics of healthy and androgenetic alopecia scalp microbiome： Effect of Lindera strychnifolia roots extract as a natural solution for its modulation[J]. Int J Cosmet Sci， 2020，42（6）：615-621.

[21]Chen H， Zhao Q， Zhong xg5vP1WvkvWLcbVXJqMIds2oP3H+ChT/hfjmHjSLYv0=Q， et al. Skin microbiome， metabolome and skin phenome， from the perspectives of skin as an ecosystem[J]. Phenomics， 2022，2（6）：363-382.

[22]Davis M G， Piliang M P， Bergfeld W F， et al. Scalp application of the antioxidant piroctone olamine reduces hair shedding in an 8-week randomized， double-blind， placebo-controlled clinical study[J]. Int J Cosmet Sci， 2021，43（Suppl 1）：S26-S33.

[23]Piquero-casals J， Hexsel D， Mir-bonafé J F， et al. Topical non-pharmacological treatment for facial seborrheic dermatitis[J]. Dermatol Ther （Heidelb）， 2019，9（3）：469-477.

[24]Li C X， You Z X， Lin Y X， et al. Skin microbiome differences relate to the grade of acne vulgaris[J]. J Dermatol， 2019，46（9）：787-790.

[25]Arora R， Kaur R， Babbar R， et al. Evolving advances in the cosmetic use of probiotics and postbiotics： health， regulatory and marketing aspects[J]. Curr Pharm Biotechnol， 2024， 5（11）：1349-1361.

[收稿日期]2024-01-23

本文引用格式：卫泽雨，丁炜蕴，倪春雅，等.油脂分泌旺盛的脱发女性与正常女性头皮微生物结构差异及干预效果研究[J].中国美容医学，2024，33（10）：26-31.