质膜Na+/H+逆向转运蛋白SOS1 在植物离子稳态平衡中的作用

朱业胜 伍国强 魏明

（兰州理工大学生命科学与工程学院，兰州 730050）

土壤盐分对作物生长发育和产量造成重大影响，过量Na+对植株产生毒害作用，如导致离子稳态失衡、细胞毒性、代谢紊乱、氧化损伤等，进而引起植物形态、生理生化和分子水平上一系列变化，最终造成植物光合作用减缓和生产力降低［1-2］。植物在长期适应盐胁迫过程中，逐渐进化出一系列耐受和抵抗盐离子的调控机制，包括Na+外排、Na+区隔化、渗透平衡和抗氧化系统等［3-5］。

维持体内离子稳态是植物适应盐渍环境的主要策略之一。在盐胁迫下，植物通过离子泵、载体和通道等多种转运蛋白进行跨膜离子转运和调控离子的净流入量，以维持细胞内外离子稳态［6-8］。SOS（salt overly sensitive）信号通路是植物响应非生物胁迫的主要信号途径［9］，主要由质膜Na+/H+逆转运蛋白SOS1、丝氨酸/苏氨酸类蛋白激酶SOS2、钙感应器SOS3 或类SOS3 蛋白（SCaBP8）组成（图1）。在盐胁迫下，胞内产生或释放出大量Ca2+，SOS3 接收Ca2+信号后，与SOS2 形成具有激酶活性的SOS3‑SOS2 复合体，使SOS1 的C‑末端被磷酸化并激活其Na+外排功能，从而维持胞内外离子平衡［10］。

图1 SOS1 响应盐胁迫示意图Fig. 1 Diagrammatic presentation of SOS1 response to salt stress

SOS1 作为质膜Na+外排蛋白，广泛存在于高等植物，通过对其遗传、生理生化和分子鉴定分析发现，该蛋白在离子稳态调控中发挥重要作用［11-12］。与液泡Na+/H+逆转运蛋白（tonoplast Na+/H+antiporter,NHX）相比，SOS1 对K+不敏感，并在细胞Na+稳态中发挥独特的生理作用，过表达SOS1已被证明可以提高植物的耐盐性，而破坏或干扰SOS1的表达则会导致盐生植物耐盐性的丧失［13］。因此，SOS1介导Na+外排可能是提高植物耐盐性的重要决定因素。然而，SOS1 调控离子稳态的机制比我们了解的要更为复杂，故而明确区分植物渗透胁迫和Na+胁迫反应，识别盐胁迫感知的上游通路和分子过程至关重要［14］。本文以SOS1 的结构、表达调控机制、生物学功能、调控离子稳态平衡及与植物耐盐性关系等方面的研究为切入点，对其在植物离子稳态平衡中如何发挥作用加以综述，并对其未来研究方向进行展望，以期为农作物抗逆性遗传改良提供理论支持和优异基因资源。

1 SOS1 发现、结构和分类

1.1 SOS1发现

Zhu 等［15］通过甲基磺酸乙酯（ethyl methyl sul‑fone, EMS）诱变和正交试验法从拟南芥（Arabidopsis thaliana）种子库中筛选到盐超敏感型（salt overly sensitive）突变体sos1。Shi 等［16］采用图位克隆法鉴定到拟南芥AtSOS1基因，将其转化到sos1‑1突变体中可恢复其盐敏感表型，并发现AtSOS1与位于细菌和真菌质膜上介导Na+外排活性的Na+/H+逆向转运蛋白，如粟酒裂殖酵母（Schizosaccharo mycespombe）ShcSOD2、啤酒酵母（Saccharomycescere visiae）Sac‑NHA1、大肠杆菌（Escherichia coli）NhaA和产甲烷菌（Methanogens）MetNhaP1等具有很高的同源性。互补实验进一步证实了编码该蛋白的基因位于拟南芥第2 号染色体上［17］，SOS1‑GFP 融合蛋白的共聚焦成像结果表明SOS1 位于质膜［18］。通过序列分析发现，拟南芥AtSOS1包含23 个外显子和22 个内含子，编码1 146 个氨基酸［16］。随后，人们相继在棉花（Gossypium hirsutum）［19］、印度南瓜（Cucurbita pepo）［20］、水稻（Oryza sativa）［11,21-22］、小麦（Trit‑icum aestivum）［23-24］、甜菜（Beta vulgaris）［25］、萝卜（Raphanus sativusL）［26］、海马齿（Sesuvium por‑tulacastrum）［27］、菠菜（Spinacia oleracea）［28］、甘蔗（Saccharum officinarum）［29］、 大豆（Glycine m‑ax）［30-32］、 文冠果（Xanthoceras sorbifolium）［33］、玉米（Zea mays）［34］、 海岛棉（Gossypium barba‑dense）［35］等植物中鉴定出编码SOS1 的基因（表1）。绝大多数SOS1 定位于质膜。不同植物SOS1编码氨基酸数量差异较大，分布在423-1 169 aa；分子质量在102.50-129.20 kD 之间，等电点在5.85-9.12 之间；亲水性平均值（grand average of hydropathicity, GRA‑VY）最低为‑0.396，最高0.722，绝大多数SOS1 为疏水蛋白。不同植物SOS1 含有6-13 个跨膜结构域（transmembrane domain, TMDs），其中文冠果XsSOS1和黄花草木樨（Melilotus officinalis）MoSOS1 分别含有6 个和8 个跨膜区域。这些结果表明，不同物种SOS1 的结构和理化性质存在一定的特异性，这可能是早期的进化差异所导致的。

1.2 SOS1的结构

SOS1属于阳离子/H+逆向转运蛋白（cation/proton antiporter, CPA）超家族，采用电镜和单粒子重建技术发现该蛋白为同型二聚体［65］。SOS1 结构可分两个主要区域，一个是疏水N‑端的球状结构，为跨膜（transmembrane, TM）区域，另一个是分布于胞质亲水C‑端的细长结构化区域（图2）。在低密度和高密度阈值下的单粒子重建比较表明，SOS1 结构重建的中心区域细分，而在TM 和胞质区域存在一个连续的不透明度，表明该二聚体是通过这两个结构域的分子间接触维持稳定［65］。最近研究表明，AtSOS1的TM 结构域包含13 个TM 螺旋（32-450 位氨基酸残基）（图2），其二聚体主要是由TM 螺旋之间广泛的范德华相互作用介导的，这些螺旋中的大多数相关残基都是疏水的［13］。此外，其胞质结构域被认为是一个中心枢纽，协调不同蛋白的相互作用，以调控细胞应激响应［66］。

图2 SOS1 蛋白结构示意图Fig. 2 Structural diagram of SOS1 protein

除了保守的跨膜结构域外，SOS1 的C‑末端由3 个结构域组成，包含多达700 个氨基酸残基，使之成为已知最大的阳离子/H+逆向转运蛋白，可以与多种逆向转运蛋白调节因子结合［65］。第1 个结构域跨越526-740 位氨基酸残基，与拟南芥Na+/H+逆向转运蛋白AtNHX8 的胞质结构域几乎相同。第2个结构域为环状核苷酸结合结构域（cyclic nucleotide binding domain, CNBD）（747-925 位氨基酸残基），其在植物响应胁迫信号转导过程中起着重要作用。在无盐胁迫的情况下，该区域是功能激活区，被C‑端（998-1 146 位氨基酸残基）包围，折叠区域（925-997 位氨基酸残基）是无序非保守区域。第3个结构域（998-1 146 位氨基酸残基）通过一个无序区域连接到第2 个结构域，C‑端胞质区域形成了2个具有较高密度阈值的不同区域，这些区域将被重新排列和激活［31,65］。因此，调控区域应该是灵活的，可能是部分无序，而这些转运体之间的差异主要反映在二聚体上的相互作用模式上。Asn440、Pro740、Ser925、Gln998位氨基酸残基的C‑端末端均具有一个被SOS2‑SOS3 复合物识别的保守磷酸化位点（图2）。在细胞膜上，SOS3 与SOS2 可形成一个复合物，激活SOS1［10］。这些结构域的连接区域对所有物种不一定都是一致的。

随着进一步的研究，Núñez‑Ramírez 等［65］提出了一个SOS1 结构调控模型。SOS1 的胞质部分在功能上可分为激活区和抑制区，激活区和抑制区之间的相互作用可以变构调节SOS1 的活性［67］。SOS1实际上由胞质结构域远端区域连接到TM 结构域的子域构成，该结构模型为信息传递提供了基础，而其二聚体结构提供了一个稳定的、庞大的三维支架，作为整合来自不同途径的信号并调节Na+转运的对接平台［65］，但这种过程的详细机制仍需要进一步揭示。随着更深入的研究，Wang 等［13］通过测定拟南芥SOS1 的高分辨率冷冻电镜（Cryo‑electron microscopy, Cryo‑EM）结构，揭示了其结构和亚基排列。发现与经典的Na+/H+逆转运蛋白结构不同，SOS1 包含一个大的细胞内结构域，包括α-CTD（α-helix‑rich cytoplasmic domain）（458-722 位氨基酸残基）、CNBLD（cyclic nucleotide‑binding domain‑like domain）（732-883 位氨基酸残基）、β-CTD（β-sheet‑rich cytoplasmic domain）（888-972 位氨基酸残基），最后174 个残基包含SOS1 的自抑制结构域，在Gryo‑EM 图谱中基本上未被分辨，这进一步表明该片段本质上是无序的［13］。

1.3 SOS1的分类

为探究不同植物SOS1 的保守性和进化关系，采用MEGA 11.0 软件对植物SOS1 编码氨基酸序列进行多重比对，并通过邻接法（neighbor‑joining,NJ）构建系统发育树（图3）。根据氨基酸序列相似性和结构保守性，可将SOS1 分为I、II 和III 簇，分别含有3、7 和43 个成员。I 和II 簇中成员较少，III 簇成员最多。结果表明，大豆GmSOS1 与绿豆（Vigna radiata）VrSOS1 同源性较高，与黄花草木樨MoSOS1 为第I 簇。灰胡杨（Populus pruinosa）PpSOS1 与胡杨（Populus euphratica）PeSOS1、 葡萄（Vitis vinifera）VvSOS1 与白桦（Betula platyphyl‑la）BpSOS1 的同源性很高，它们与木榄（Bruguiera gymnorhiza）BgSOS1、 黄 瓜（Cucumis sativus）Cs‑SOS1 和篦麻（Ricinus communis）RcSOS1 同分布在II 簇。甜菜BvSOS1 位于III 簇，与藜麦（Chenopodium quinoa）CqSOS1 同源性很高；陆地棉（Gossypium hirsutum）GhSOS1、海滨锦葵（Kosteletzkya virginica）KvSOS1、白刺（Nitraria tangutorum）NtSOS1 和霸王（Zygophyllum xanthoxylon）ZxSOS1 在进化时间上更早，小麦与节节麦（Aegilops tauschii）AtASOS1 在进化时间上则更晚，獐茅（Aeluropus littoralis）AlSOS1和海草（Cymodocea nodosa）CnoSOS1 在进化上的变化较大。I、II 簇的成员均来自双子叶植物，III 簇中超过一半的成员为双子叶植物。对单、双子叶植物SOS1 蛋白序列同源性分析发现，不同植物物种间SOS1 蛋白存在较大差异；相对于双子叶植物，多数单子叶植物SOS1 序列同源性更为相近，且全部分布于III 簇。此外，处于同一簇的成员具有更高同源性，其保守结构和功能也较为相似。由此表明，处于同一簇SOS1 蛋白可能在不同植物中发挥相近的功能，各聚类间的分化可能发生在进化的早期。

图3 植物SOS1 基因家族系统发育树Fig. 3 Phylogenetic relationship of plant SOS1 gene family

2 SOS1 的调控机制

2.1 SOS1转录和蛋白互作调控

SOS1转录水平受到不同胁迫因素（如盐、渗透胁迫等）的影响。在盐胁迫下，过表达山丹（Lilium pumilum）LpSOS1的拟南芥中与胁迫相关基因（AtSOS2、AtSOS3、AtNHX、AtCIPK8和AtHKT1;1）的转录水平显著高于野生型植株，表明其可通过调控植物生长发育过程中与盐胁迫相关基因的表达以响应盐胁迫［62］。小麦经过长时间的人工栽培，多倍体小麦TaSOS1表达量的上调与其耐盐性变化呈正相关。转基因植株的转录分析和GUS 染色分析结果均表明，与正常条件相比，盐胁迫下TaSOS1在根和叶片中表达显著上调［68］。此外，SOS1 受到盐和渗透胁迫响应的信号分子以及环核苷酸的调控，以调控植物的环境适应性［32］。盐胁迫下海马齿SpSOS1的表达上调也受ABA 信号途径诱导［27］。植物SOS1在NaCl 胁迫下表达上调，但在sos3或sos2突变株中被减弱，表明SOS1 是受SOS3/SOS2 通路调控的［16］。在SOS 信号通路中，SOS3 作为Ca2+受体或靶蛋白，SOS2 作为Ca2+效应因子，蛋白激酶在Ca2+的调控下形成一个精准的调控网络。SOS 通路是SOS3/ SOS2 调控的重要靶点之一［69-70］，SOS2也是SOS 信号通路的中间枢纽，参与调控植物细胞Na+平衡［71-72］。值得注意的是，SOS1的转录受到昼夜节律的调控，在过表达SOS1的转基因拟南芥中，盐胁迫下SOS1 蛋白的积累发生在日循环中［73］。这表明，在盐胁迫响应期间SOS1的表达受昼夜循环和生物钟的调节，使得植物能够预测并有效地响应白天蒸腾作用引发的脱水、干旱和盐胁迫。

除此之外，蛋白质相互作用对SOS1 活性具有调控作用。SOS1 与其他蛋白（WRKY、HIS1‑3、PP2C.D6、PP2C.D7 和14‑3‑3 蛋白家族等）相互作用，可抑制或激活SOS1 活性。例如在NaCl 处理下，木槿花（Hibiscus cannabinus）HcWRKY44转基因植株中SOS1被正向诱导［74］。最近研究表明，HIS1‑3和WRKY1作用于SOS 信号通路上游，WRKY1 诱导3 个SOS表达，而HIS1‑3通过竞争SOS1启动子上的WRKY1结合位点来抑制SOS1和SOS3的表达［75］。由此表明，HIS1‑3和WRKY1通过转录调控SOS 信号通路来负调控拟南芥的耐盐性。另外，转录因子CabHLH035 可以直接与CaSOS1和CaP5CS启动子结合，并正向激活其表达［76］。值得一提的是，调控因子PP2Cs（PP2C.D6 和PP2C.D7）通过直接与SOS1 的C‑端747-925 位氨基酸区域相互作用，负向调控SOS1［77］。在AXT3K 酵母菌株中，PP2C.D6或PP2C.D7 与SOS1D998共表达，在150 mmol/L NaCl处理下显著抑制其生长，表明PP2C.D6 和PP2C.D7可以直接抑制SOS1 活性［77］。此外，SOS1 的C‑端结构域与一些蛋白发生物理作用，其中大部分属于14‑3‑3 蛋白家族。在正常条件下，SOS2 活性被14‑3‑3 蛋白抑制，阻止其激活SOS1，抑制SOS 信号通路；而在盐胁迫下，14‑3‑3/SOS2 复合物解离，SOS2 恢复其催化活性［78］。同样的，在正常条件下，GIGANTEA（GI）蛋白抑制SOS2 的活性，而盐胁迫导致GI 蛋白的降解［79］。除了这些激活机制外，SOS信号通路还会使调节系统失活。当盐胁迫被去除，BIN2 作为一种糖原合成酶激酶3（glycogen synthase kinase‑3, GSK3），是油菜素内酯（brassinosteroid,BR）信号通路的中心成分，会磷酸化SOS2 上的Thr172残基，抑制SOS2 活性，并通过BES1/BZR1介导的转录网络促进植物生长［80］。这些结果表明，SOS1转录水平受到不同胁迫条件以及昼夜节律的调控，与其他蛋白相互作用，抑制或激活SOS1 的转运活性，使得植物能够识别和有效地响应干旱、盐胁迫和时间环境变化等。

2.2 Ca2+对SOS1的调控

胞内Ca2+浓度变化是对各种刺激的早期反应之一，Ca2+转运元件积极地维持这种通量和稳态平衡［81］。胞内高浓度Na+可触发胞质的Ca2+信号，由SOS3 解码后以Ca2+依赖的方式与SOS2 相互作用后激活SOS2 的激酶活性（图1），进而有效调控SOS1活 性［10,82］。OSCA1（hyperosmotic‑induced［Ca2+］iincrease 1）是一种Ca2+渗透性阳离子通道蛋白，在高渗应激诱导中起重要作用［83］。与野生型相比，拟南芥osca1突变体胞质Ca2+较低，且其蒸腾作用缓慢及根系发育迟缓［84］。质膜糖基肌醇磷酰神经酰胺鞘脂（glycosyl inositol phosphoryl ceramide sphingolipids, GIPCs）的葡糖醛酸基转移酶在盐胁迫下可通过与Na+结合以及调控Ca2+内流通道来感知离子胁迫信号，从而调控胞质中Ca2+浓度增加［85］。SCaBP8 和SOS3 具有相似的功能，均作为Ca2+信号的传感器和解码蛋白，可以识别和解码Ca2+信号，Ca2+结合SOS3 或SCaBP8，激活SOS2 并在质膜上发挥功能［86］。盐胁迫可诱导SCaBP8的表达增加，但SOS3的表达水平没有明显变化，这可能是由于2个基因之间表达位置的差异所致［86］。此外，sos3突变体的盐敏感表型主要表现在根中，而scaup8突变体的盐敏感表型为地上部生长明显受到抑制［87］。高浓度Na+和Ca2+对SOS1 具有激活作用。在盐胁迫下，水稻和拟南芥SOS1表达量增加；在高盐环境下小麦TaSOS1转录水平增加，细胞内Na+水平升高可触发胞质Ca2+信号，从而激活SOS1 的Na+/H+转运活性［24,82］。

在盐胁迫下胞质Ca2+能有效改变Na+、Ca2+和K+的积累速率，最为明显的代表是Ca2+促进K+通道的开放和根质膜对K+的吸收，这主要是因为Ca2+能降低质膜对Na+的渗透性，由此减少Na+被动积累［88］。因此，添加一定浓度的Ca2+可以降低植物的细胞毒性，这是减轻盐胁迫引起的植物损失的最重要的因素［88］。这些结果表明，Ca2+具有调控SOS1活性的作用。

2.3 SOS1磷酸化和自抑制调控

Na+外排是一个能量依赖的过程，由H+‑ATPase和焦磷酸酶（pyrophosphatases, H+‑PPase）催化增加所驱动蛋白的磷酸化是调节SOS1 活性的主要途径［89-90］。Ca2+依赖性蛋白激酶SOS2‑SOS3 复合物上调SOS1 活性，SOS1 通过一个C‑末端自抑制结构域维持在处于具有基础活性的静息状态，该结构域是SOS2‑SOS3 的靶点。自抑制结构域与SOS1 相邻的结构域在分子内相互作用，SOS2‑SOS3 磷酸化自抑制结构域后，解除SOS1 的自抑制状态，而SOS2 磷酸化和识别位点的突变在体内和体外都阻碍了SOS1的激活［66］。

SOS1 的N‑端TMD 下游区域包含一个功能域和自抑制域，该部分通过一个连接区域连接，自抑制域和连接区域对于SOS1 活性的调控至关重要［91］。在正常条件下，拟南芥SOS1 和SOS2 均处于自抑制状态。SOS1 自抑制区通过与功能域相互作用抑制自身活性，保持SOS1 活性抑制水平［65］。当感知到盐胁迫信号时，SOS2 及其复合物与SOS1 自抑制域Ser1136和Ser1138位保守丝氨酸磷酸化位点结合，解除SOS1 自抑制域对功能域活性的抑制［55,66］。这一过程解除自抑制作用并激活SOS1。在SOS1 序列中被SOS2 磷酸化的Ser1136/Ser1138位点突变为一个Ala残基，该研究模拟了SOS1 的非磷酸化状态，表明其保守磷酸化位点的突变也降低了对盐胁迫的耐受性［86］。SOS1 连接域的缺失会影响蛋白激酶的调控，导致SOS1 活性的部分丧失［87,91-92］。另外，SOS1 的胞质部分包含一个自抑制的C‑末端，其被SOS2 靶向触发其转运活性，在盐胁迫下磷脂酸（phosphatidic acid, PA）在胞质中积累并与活性MPK6 结合，反过来磷酸化SOS1 的C‑端，从而激活SOS1［35］。最近研究表明，SOS 互作蛋白5（SOS interaction protein 5,SIP5）也可能通过影响SOS1 的磷酸化或去磷酸化过程来调控SOS1 活性［35］，CBL10/SCaBP8 对质膜H+‑ATPase 活性也有类似的抑制作用［93］。Wang 等［13］鉴定了SOS1 中两个由H1007‑I1017 和L1030‑V1048组成的短片段，根据它们的二级结构，分别称为C‑环和C‑螺旋，这两个片段参与了与α-CTD 和CNBLD 广泛的分子内或分子间相互作用，协同参与SOS1 活性的调控，而具有大侧链残基的C‑环和C‑螺旋可能对C‑端尾部的自抑制调节起重要作用，而且激活的SOS1 具有高度灵活的胞内结构域，而不是在抑制状态下发现的紧密排列的结构域。因此，SOS1 通过C‑端磷酸化、C‑端截短和C‑环缺失来激活，可能是胞内结构域的分子内和分子间相互作用破坏所导致的［13］。

此外，SOS1 活性的动态调节还通过各种生化过程实现，如改变基因表达、修饰mRNA 稳定性和通过可逆磷酸化的翻译后修饰［94］。在盐胁迫下，SOS2通过磷酸化介导SCaBP8 与AKT1（ArabidopsisK+transporter 1）的分离，缓解植物对K+摄取的抑制作用，并稳定质膜SOS2‑SCaBP8 蛋白复合物［95］。因此，SOS2 通过与SCaBP8 的磷酸化调控，激活AKT1 和SOS1 的活性，从而调节细胞内Na+/K+的动态平衡。所以，仅单一SOS 成员的缺乏显著增加了盐敏感性，磷酸化和去磷酸化是SOS1 活性的重要调控机制。这些结果表明，磷酸化和自抑制调控是SOS1 活性的重要调控方式。

2.4 离子转运载体与SOS1协同调节离子稳态平衡

盐胁迫下，植物通过激活多种信号通路和离子转运体来调控离子动态平衡［69,96］，离子转运体如NHX、AKT1 和HKT 与SOS1 协同调节离子稳态平衡。当植物将胞质Na+水平保持在10-50 mmol/L 时，首先是通过质膜H+‑ATPase 产生质子动力驱动SOS1，将胞质中Na+排出到环境中［90］。越来越多证据表明，HKT1 和SOS1 的相互作用对赋予植物的耐盐性至关重要［97］。在盐生植物中，SOS1 与HKT1;5 协同作用，将Na+转移到地上部；在甜土植物中，HKT1;5调控Na+外排，与SOS1 功能相匹配，以减少木质部中Na+装载［98］。小花碱茅（Puccinellia tenuiflora）盐敏感突变体sos2和sos3中，HKT1突变可以部分恢复盐敏感表型，表明HKT1 可能与SOS 通路一起调节细胞内Na+/K+稳态［64］。而维持K+/Na+稳态，可以减轻细胞损伤和生长抑制［99］。另外，用150 mmol/L NaCl 处理8 和12 h 不同品种甜高粱（Sorg‑hum bicolor）时发现，其NHX和SOS1转录水平显著增加，但AKT1转录下降，由此推测AKT1 和SOS1协同促进甜高粱Na+稳态对盐浓度升高的响应［100］。Li 等［25］研究发现，BvAKT1、BvHAK5、BvHKT1;5、BvSOS1 和BvNHX1 在整株水平协同调控K+和Na+稳态中起重要作用。另外BvNHX5 与CBL 和CIPK相互作用，表明BvNHX5 可能是盐胁迫下参与CBL‑CIPK 途径的主要NHX［71］。这些结果表明，SOS1 与离子转运体协调调控植物体内的离子稳态。

3 SOS1 的生物学功能

3.1 SOS1介导Na+外排

介导Na+外排是SOS1 的重要功能。本质上，SOS 信号通路依赖于SOS1、SOS2和SOS3的协同作用，以有效地外排和区隔化过多Na+［29］。而SOS1显著高表达与调控不同盐胁迫条件下Na+的卸载和装载来抵抗Na+毒性有关［101］。拟南芥AtSOS1优先在根尖表皮细胞表达，其介导Na+外排的功能对保护根分生组织至关重要［18］。由此说明，不耐盐植物SOS1 在应对盐胁迫时，外排Na+可能作为优先策略。番茄（Solanum lycopersicum）SlSOS1 能够介导Na+外排，盐胁迫下slsos1突变株系根和叶中大量积累Na+［102］。同样地，小麦TaSOS1在耐盐幼苗根中的表达水平高于盐敏感型［24］，这可能是因为植物根系需要排出更多的Na+。Fraile‑Escanciano 等［89］研究表明，小立碗藓（Physcomitrella patens）PpSOS1介导Na+外排是由其膜内外建立的ΔpH 驱动，与AtSOS1 一样，PpSOS1 介导Na+/H+逆向转运，这一结果进一步支持了“SOS1 介导植物细胞中Na+外排”的结论。另外，SOS1 必须至少在成熟根的一些外周组织中发挥作用，以使Na+从根尖胞质扩散到成熟根胞质，从而降低根尖Na+浓度［2］。有证据表明，GmSOS1 功能的缺失导致大豆植株对盐胁迫超敏感，这与根系中Na+的过量积累有关［32］，栽培水稻Na+外排则依赖于SOS1 的介导［103］。然而，与单独表达SpSOS1或SpAHA1（一种PM H+‑ATPase）的转基因植株和野生型植株相比，共表达SpSOS1和SpAHA1的拟南芥根具有更高的Na+和H+逆向交换活性，表明SpSOS1 和SpAHA1 协同作用增加Na+外排［104］。此外，水稻经过长时期的人工选择，具有多种优良特性。耐盐栽培稻品种比野生稻品种在更大程度上依赖质膜Na+外排机制来抵御盐胁迫，并且OsSOS1在根细胞的Na+外排作用更加显著，耐盐栽培水稻品种主要依靠细胞Na+外排来调节离子稳态，而野生水稻则依靠Na+外排和液泡Na+区隔化作为应对过量Na+的有效策略，这可能是耐盐栽培稻品种与野生稻品种的SOS1 在结构及功能上的差异所致，但仍须进一步验证［21］。在六倍体小麦中，盐胁迫下TaSOS1‑D转录水平在地上部受到抑制，而在根中诱导，这是因为TaSOS1‑D在根系中的表达增强并将Na+外排到外部土壤环境中，为六倍体小麦对Na+的吸收提供第一个屏障［68］。这些研究表明，SOS1 通过介导质膜上的Na+/H+转运，将细胞内过量的Na+外排以减少其在细胞内的积累，从而维持细胞的离子稳态平衡。

3.2 SOS1介导Na+长距离运输

SOS1 另外一重要功能是介导Na+从根到地上部的长距离运输［18］。Na+进入木质部潜在机制有两种：（i）位于木质部-营养组织界面的Na+渗透离子通道介导的被动装载；（ii）SOS1 介导的主动装载Na+［105］。Shi 等［18］根据AtSOS1表达模式和其突变植株的生理特性研究发现，AtSOS1 调控Na+长距离转运。在重度盐胁迫下，SOS1 从木质部汁液中卸载Na+；而轻度盐胁迫下，SOS1 将Na+装载到木质部［18］。OlÍas 等［102］发现木质部薄壁细胞中较高Na+浓度和相对去极化的质膜更加有利于Na+进入木质部，这说明Na+进入木质部可能是由离子被动负载引起的。Foster 等［2］建立的数学模型发现，低盐胁迫下并不需要通过SOS1 逆向转运Na+，而且在任何模拟的外部NaCl 浓度下都未发现SOS1 能够从木质部蒸腾流中卸载Na+的证据，这也可以用Shi 等［18］发现的SOS1 在根系不同区域的竞争功能来解释他们提出的可逆装载Na+的结论。尽管缺乏直接的实验证据，但通过SOS1 逆向转运Na+的解释仍然得到更多的认可。在水稻sos1功能缺失突变体表现出异常的盐敏感性，这与过量的Na+摄入和木质部Na+装载功能损伤相关［22］，表明SOS1 控制根Na+净吸收和长距离运输到地上部。此外，在耐盐植物中，SOS1 响应盐胁迫的机制可能更偏向于介导Na+长距离输运，进而将Na+区隔化至液泡。Li 等［25］发现，在高盐胁迫下嗜盐作物甜菜BvSOS1四倍体表现出比二倍体更强的Na+从根到地上部长距离转运能力。这些结果表明，SOS1 在Na+的长距离运输过程中起着重要的作用。

3.3 SOS1参与氧化应激

盐胁迫会破坏活性氧（reactive oxygen spe‑cies, ROS）的稳态，导致植物中ROS 的过量产生，从而损害蛋白质、脂质和DNA［7］。植物已进化出一系列抗氧化防御系统来保护其免受氧化损伤，如超氧化物歧化酶（superoxide dismutase, SOD）、过氧化氢酶（catalase, CAT）和过氧化物酶（peroxidase,POD）可降解细胞中ROS，从而保护细胞膜，避免脂质过氧化［35］。

RCD1（radical‑induced cell death 1）是一种响应ROS 的重要蛋白，涉及叶绿体和线粒体的氧化还原信号，并与植物发育过程或响应胁迫的转录因子相互作用，如与SOS1 互作参与氧化胁迫响应，清除ROS 相关基因的表达也受到RCD1 和SOS1 的调控［106］。Katiyar‑Agarwal 等［106］通过遗传学证实了SOS1 在调节氧化应激反应中的作用，atsos1突变体植株在盐胁迫下表现出ROS 的过度积累，并对外源施加H2O2更为敏感，通过酵母双杂交试验分析发现，在应激条件下SOS1 与RCD1 相互作用。进一步研究发现，AtSOS1 在氧化应激中的作用主要由AtRCD1介导，在盐和氧化胁迫下，AtSOS1 通过其胞质C‑端与AtRCD1 相互作用［62,107］。在盐胁迫或氧化应激条件下，RCD1 的亚细胞定位发生了改变，一些与氧化应激耐受性相关的基因同时受到RCD1 和SOS1的调控，而rcd1和sos1突变体对耐盐表型表现出叠加效应，在2 个突变体中，ENH1（enigma homolog 1）和SOD基因表达的变化至少部分解释了突变体对H2O2敏感性的增强［106］。

虽然没有证据表明SOS1 能直接调控ROS 水平以及抗氧化酶活性，但SOS1 能响应氧化胁迫并在此过程中发挥重要作用。如在海马齿中，SpSOS1 除增加Na+外排来维持K+稳态外，还能显著保护质膜免受氧化损伤［104,108］。另外，与atsos1和WT 植株相比，在拟南芥中过量表达LpSOS1能大幅降低丙二醛（malondialdehyde, MDA）的积累量，而且SOD、CAT 和POD 活性显著升高，这表明LpSOS1和TaSOS1在氧化应激反应中起着重要作用［62,107］。此外，采用DCFDA（dichlorofluorescin diacetate）分析WT 和OsSOS1转基因植株根系的外质体ROS 水平发现，野生型植株在盐胁迫下积累了高水平的ROS，转基因株系根细胞中的ROS 更少，相关的氧化损伤更低［11］。这可能是Na+吸收减少使转基因植株的根具有更佳的离子稳态，从而减少ROS 的产生。另外，在盐处理下，gbsos1沉默海岛棉植株中H2O2的积累多于对照植株，在高浓度NaCl 条件下，沉默植株的SOD、POD 和CAT 活性显著降低，表明降低海岛棉植株中GbSOS1的表达会影响其抗氧化系统［35］。这些结果表明，SOS1 通过调控抗氧化酶相关基因的表达及抗氧化酶活性以响应氧化应激。

3.4 SOS1调节细胞内pH值平衡和维持植物的昼夜节律

细胞内离子稳态和pH 平衡是维持植物正常生长发育和响应环境胁迫的基础。为了更好地适应环境变化，植物进化出复杂的内源性计时系统，称为生物钟，其在不同的植物胁迫反应中起着不可或缺的作用［82,109］。pH 稳态紊乱严重影响细胞器的形态结构和功能活性，细胞代谢、蛋白质稳定性、离子通道活性和囊泡运输等都依赖于胞内稳定的pH 环境［110］。与野生型相比，拟南芥atsos1突变体导致胞质和液胞的pH 降低［111］，敲除SOS1可导致质膜Na+/H+交换活性降低，H+流入细胞质的能力减弱，进而引起胞质碱化［112］。另外，SOS1 介导Na+外排的同时，引起胞外H+流入胞质导致pH 降低，而细胞质酸化有利于代谢活动的正常进行［112］。然而，当SOS1突变或其Na+/H+的转运活性被抑制时，拟南芥根部H+内流受到抑制，其pH 值升高和细胞质碱化［113］。在NaCl 胁迫下atsos1细胞质pH 值显著高于液泡，细胞中与pH 值调节相关的基因AHAA1和AHA2的表达量均明显下降［111］。这表明SOS1 可以通过调控细胞中与pH 调节相关基因的表达来维持细胞的pH 稳态。

值得注意的是，植物耐盐性还受到昼夜循环的调控。GIGANTEA（GI）是植物生物钟的核心成分，SOS1 与其相互作用，在每日波动的盐胁迫水平下实现植物生物钟的周期补偿［114］。每天波动的盐胁迫水平会反馈到植物的生物钟。植物通过调节SOS1表达来调控盐胁迫响应过程中的生物钟依赖过程［73］。通过免疫共沉淀（co‑immunoprecipitation,Co‑IP）、双分子荧光互补（bimolecular fluorescence complementation, BiFC）和Pull‑down 技术分析表明，SOS1 与GI 以盐依赖的方式相互作用，盐胁迫水平的升高会促进这种作用［114］。这种相互作用使GI 保持稳定，从而防止GI 在升高但非应激盐胁迫水平下的降解。这些结果表明，SOS1 能调控根细胞中与pH 值调节相关基因的表达，从而调控细胞pH 值稳态，并介导GI 的稳定以维持植物的生物钟适当基础波动。

4 SOS1 与植物的耐盐性

盐胁迫严重抑制植物的生长和发育。高浓度Na+造成土壤溶液高渗透性，抑制植物对水分和矿质营养的吸收［10,115］。胞内Na+积累会产生离子毒性，使植物生长停止甚至细胞死亡，通过增加Na+的外排可以抵抗高盐胁迫［75］。植物受到盐胁迫后，Na+毒性被认为是主要的限制因子，而K+作为一个重要的营养元素，在植物生长中起着不可或缺的作用［62］。

植物耐盐的重要策略是对胞内Na+和K+稳态平衡的调控。盐胁迫下，Na+拒绝、再分配和区域化等机制与其外排协同作用，调控植物体内Na+平衡。植物从胞质中排除过量的Na+以及维持K+稳态是维持细胞内离子稳态的重要一步，也是不同植物耐盐性的关键决定因素［21,116］。由于Na+和K+之间的理化相似，Na+可以与K+竞争细胞质中生理生化过程的重要结合位点，过量的Na+可以抑制细胞质中与K+相关的酶活性［104］。因此，植物在盐胁迫下的存活需要维持细胞质中较高的K+/Na+比，限制Na+流入细胞可促进植物在盐胁迫下的生长。

SOS1 和SOS2 是对维持细胞内Na+和K+稳态至关重要的2 个耐盐性决定因素［117-118］。首先，SOS1具有介导Na+外排和长距离运输的功能，有利于维持盐胁迫下植株中的Na+离子稳态。此外，根组织中SOS1 的活性对于将Na+排除在根细胞质之外至关重要。Foster 等［2］发现，盐胁迫下SOS1 将Na+装载到木质部蒸腾流中，除了增加Na+向地上部的输送外，Na+的装载确保水向地上部的输送增加，以抵消与高盐渍土壤的渗透胁迫。Che 等［19］研究结果表明，与野生型植株相比，GhSOS1‑VIGS 转化棉花植株对盐胁迫更敏感，根、茎和叶片生长减缓、根系活力不足、Na+含量和Na+/K+比值升高；过表达硬粒小麦（Triticum turgidum）TrSOS1的植株通过维持较高的根活力和叶片相对含水量（relative water content, RWC），降低根、茎、叶的Na+含量和Na+/K+比值，提高了具有GhSOS1‑VIGS 幼苗的耐盐性。

盐胁迫下单独过表达SOS1， 如SbSOS1、GhSOS1和AtSOS1的转基因烟草植株体内维持较高的K+/Na+比，促进植株的生长；而SOS1 缺失会减缓K+从根到地上部的转运，gmsos1突变体大豆根系中Na+和K+失衡，其胁迫响应机制受损或无法产生对盐度的全面响应，表明除了Na+外排外，SOS1还有助于维持不同器官的Na+分布，并间接影响其他转运蛋白的活性，进而提高转基因植株的耐盐性［12,32,40,61,119］。花花柴KcSOS1沉默株系生长受到盐的严重影响。沉默KcSOS1破坏了Na+运输系统，导致在200 mmol/L NaCl 条件下，沉默株系的Na+外排降低，并表现出K+积累的下降，这是由于根木质部汁液对K+的净吸收降低所致［39］。gbsos1沉默的海岛棉植株积累了更多的Na+，对Na+超敏感，而对Li+和K+不敏感；过表达GbSOS1提高了拟南芥和海岛棉植株的耐盐性［35］。这些结果表明，SOS1 是植物盐分泌和维持K+/Na+稳态的关键系统调节因子，对提高转基因植株的耐盐性有至关重要的作用。

此外，SOS1 对盐胁迫下植物细胞的功能、细胞膜完整性及膜转运活性具有一定的保护作用。盐胁迫下马铃薯（Solanum tuberosum）的光合作用、水分状态属性和离子含量与StSOS1表达水平升高有关［120］。通过过表达OsSOS1水稻中的叶绿素含量、细胞膜透性、细胞活力等指标的研究表明，过表达OsSOS1的转基因水稻植株具有更好的耐盐性［121］。El Mahi 等［22］的研究进一步证明了SOS1 从木质部薄壁细胞输出Na+到木质部，从而促进Na+在地上部积累以进行渗透调节。Rao 等［122］研究表明，水杨酸通过调节SOS1转录水平，改善番茄植株各种生长、生理参数和抗氧化酶系统，减轻盐胁迫造成的不利影响。另外，当用RsSOS1和SpSOS1转化拟南芥时，其NaCl 耐受性提高［26,108］。同样地，在拟南芥中过表达玉兰（Magnolia denudata）MdeSOS1显著提高其耐盐性［123］。这表明SOS1 使植株具有更健康的特性和更强的耐盐能力。此外，SOS1 还通过参与氧化应激，使植株具有更强的耐盐性。在盐碱环境中植物的光合作用速率降低，导致ROS 的形成，过量的ROS 积累会导致氧化应激［10］。而在盐胁迫下，SOS1转基因植株具更高的盐敏感性和更强的去除ROS 的能力［62,107］，SOS1 提高相关抗氧化酶的活性并减轻氧化损伤，从而减轻盐毒性［104,108］。值得注意的是，自然变异也会影响SOS1 的活性或表达。SNP‑334 和SNP‑335 位于具有CCGAC 核心序列的CRT/DRE 顺式作用元件中，包含该顺式作用元件的启动子可被CBF/DREB 转录因子识别和激活，SlDREB2 是番茄中已知的盐诱导DREB 转录因子，其识别CRT/SRDRE 基序并诱导靶基因的表达［124］。番茄SlSOS1 启动子的自然变异破坏了SlDREB2 结合的顺式作用元件，导致SlSOS1的表达下调，在驯化过程中其盐敏感性增加［59］。这些结果表明，SOS1是参与植物对盐胁迫响应的关键蛋白，其在维持细胞中Na+稳态，使植物获得耐盐性方面起着重要作用。

5 展望

盐胁迫下，SOS1 在维持植物体内离子稳态中扮演关键角色。然而，学术界对SOS1 的功能和调控机理认识还很有限，诸如SOS1 涉及信号通路间的串扰和相互协调机制尚不清楚。另外，SOS1 在不同抗逆性作物品种中的表达模式是否存在差异，其通过调控哪些下游靶标基因来维持植物体内离子稳态及对抗逆性有何影响等问题，尚需深入研究。鉴于此，建议今后SOS1 研究可从以下3 个方面着手：（1）利用基因工程技术和模式植物过表达系及敲除突变体系进行遗传学研究，以确定SOS 信号通路与其他信号通路之间的调控关系；（2）采用比较基因组学、蛋白质组学和转录组学等方法深入探索其上游调控因子的调控机制，揭示其在不同类型植物耐盐性中的功能；（3）以已知SOS1 的结构与功能为基础，有效的利用生物技术和基因工程手段在植物中表达过度活跃的耐盐相关基因、共表达SOS 信号通路基因或提高SOS1 的活性，以获得耐盐作物新品种。SOS 信号通路的最终输出是多维、多通路调控的叠加效应，具有高效、准确和高度复杂的特点。随着生物技术的发展，SOS1 调控离子稳态和响应逆境胁迫的信号转导通路及作用机制将被阐明，有望为提高盐胁迫研究提供新的参考，并为提高作物耐受性提供新的探索和理解。