外膜蛋白OmpA在蛙源米尔伊丽莎白菌致病性中的功能

摘要 为探究外膜蛋白A（outer membrane protein A，OmpA）对米尔伊丽莎白菌致病作用的影响，以蛙源米尔伊丽莎白菌FL160902 为研究对象，通过同源重组法构建OmpA 缺失株△ompA，比较缺失株和野生株的生长特性、生物膜形成能力、抗血清杀伤能力、对细胞的黏附能力以及对蛙的致病性差异。结果显示：△ompA的生长能力和抗血清杀伤能力与野生株无显著差异；但与野生株相比，△ompA 的生物膜形成能力增加了66%，△ompA 对bEnd.3 细胞的黏附能力降低了61%；黑斑蛙感染试验显示，△ompA 在黑斑蛙血液、脾和脑组织中的载菌量分别为（3.15×108±0.09×108）、（2.11×108±0.07×108）和（6.61×108±0.16×108） copies/g，均显著低于野生株，且△ompA 对黑斑蛙的致死率为37%，显著低于野生株的致死率（75%）。上述结果表明，ompA 基因缺失不改变米尔伊丽莎白菌的抗血清杀伤能力，但增加了菌株的生物膜形成能力，减弱了菌株的黏附能力，从而降低了该菌对蛙的致病性。

关键词 米尔伊丽莎白菌； 基因缺失； 外膜蛋白A； 致病性

中图分类号 S941.42 文献标识码 A 文章编号 1000-2421（2024）01-0203-07

牛蛙（Rana catesbeiana）、棘胸蛙（Quasipaa spi⁃nosa）、黑斑蛙（Pelophylax nigromaculata）等蛙类在我国分布比较广泛，因其肉质鲜美、营养丰富、经济价值高，我国于20 世纪80 年代开始了人工养殖［1-2］。经过40 多年的发展，蛙类的养殖模式和养殖技术逐渐成熟，蛙类饲料已经专业化［3］。近年来，牛蛙和黑斑蛙养殖在我国长江以南地区呈现集约化、规划化、智慧化，养殖密度和产量均较高。据不完全统计，2021 年，我国蛙类年产量为17.5 万t，总产值超过千亿，不仅为人们提供了优质蛋白，还有力促进了农村经济发展［4］。然而，蛙类养殖业在快速发展的过程中，其病害问题十分严重，尤其在成蛙养殖时，“歪头病”已经成为制约产业健康发展的瓶颈因素［5-6］。“歪头病”是蛙类脑膜炎败血症的俗称，其病原是米尔伊丽莎白菌（Elizabethkingia miricola）［7］。

米尔伊丽莎白菌是一种革兰氏阴性短杆菌，隶属于黄杆菌目（Flavobacteriales）、威克斯氏菌科（Weeksellaceae）、伊丽莎白菌属（Elizabethkingia）［8］，该菌可感染蛙的脑组织，造成神经损伤［9-10］。目前，米尔伊丽莎白菌对蛙的致病机制尚不清楚，挖掘该菌重要的毒力因子，解析其关键致病功能，对蛙类“歪头病”的防控及健康养殖具有重要意义。有学者从该菌的基因组序列中预测到了一些毒力因子，包括外膜蛋白、荚膜多糖、分泌系统蛋白和调控相关因子等［11］，但这些毒力因子在该菌中的功能尚未得到验证。外膜蛋白A（outer membrane protein A， OmpA）是革兰氏阴性菌外膜蛋白的重要组成成分，参与维持细菌结构的完整性［12］，在细菌致病性方面发挥着重要的作用［13］。研究发现，禽致病性大肠杆菌（avain pathogenic Escherichia coli）的OmpA 缺失后，菌株对脑微血管内皮细胞的黏附和侵袭能力分别下降了约37% 和43%，且在宿主脑组织中的定殖能力下降了67%，由此可见，OmpA 影响细菌对宿主的黏附和侵袭能力，进而影响其致病力［14］。鲍曼不动杆菌（Acinetobacter baumannii）的OmpA 能与宿主的补体调节因子H 结合，阻断宿主补体系统的旁路途径，细菌逃避宿主的免疫杀伤并在体内大量繁殖，进而引发感染［15］。目前，OmpA 在米尔伊丽莎白菌致病过程中的功能尚不清楚。本研究以蛙源米尔伊丽莎白菌FL160902 为研究对象，利用同源重组法构建OmpA 缺失株△ompA，分析△ompA 的生物学特性及致病性，以期明确OmpA 在米尔伊丽莎白菌致病性中的功能，为解析米尔伊丽莎白菌的致病机制奠定基础，也为蛙类“歪头病”防控药物和弱毒疫苗的研发提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 菌株、质粒及细胞系

米尔伊丽莎白菌FL160902 株为本研究所用野生型菌株（wild type strain，WT）［9］，由笔者所在实验室保存。大肠杆菌S17-1 λpir 感受态细胞购自唯地生物公司。自杀质粒pRE112 由中国科学院水生生物研究所谢海侠研究员惠赠，质粒pSAM-Spc-Amp-RpsLpro 由华中农业大学周祖涛副教授惠赠。小鼠脑微血管内皮细胞bEnd.3 细胞系由笔者所在实验室保存并传代。

1.2 试剂和引物

细菌基因组DNA 提取试剂盒、质粒中提试剂盒购自康为世纪生物科技有限公司；PCR 产物回收试剂盒购自美国Omage 公司；2×A8 FastHiFi PCRMasterMix 购自北京艾德莱生物科技有限公司；限制性内切酶SacⅠ、XbaⅠ和DNA marker 均购自宝生物工程（大连）有限公司；Uniclone One Step SeamlessCloning Kit 购自北京金沙生物科技有限公司；胎牛血清（FBS）和DMEM 培养基购自Gibco 公司；氨苄青霉素（Amp）、壮观霉素（Spc）、氯霉素（Cm），均购自Biosharp 公司；脑心浸液培养基（BHI）购自美国OXOID 公司；琼脂粉购自德国Biofroxx 公司。引物（表1）由武汉擎科生物科技有限公司合成。

1.3 米尔伊丽莎白菌缺失株△ompA的构建

参照文献［16］描述的方法，参考GenBank 中米尔伊丽莎白菌FL160902 株全基因组（NZ_CP040516.1）序列，以米尔伊丽莎白菌FL160902 株基因组DNA 为模板，扩增ompA（gene-3180）基因左右同源臂，以质粒pSAM-Spc-Amp-RpsLpro 为模板，扩增壮观霉素基因（Spc）片段，扩增引物如表1。将ompA 基因左右同源臂和壮观霉素基因片段连接到自杀质粒pRE112，转化到大肠杆菌S17-1 λpir。将含有重组质粒的大肠杆菌S17-1 λpir 作为供体菌，米尔伊丽莎白菌FL160902 作为受体菌，进行接合转移。具体操作如下：将供体菌和受体菌分别培养至对数生长期，两者混合后用10 mmol/L MgSO4洗涤3次，将混合菌液滴于贴有硝酸纤维素膜的BHI 平板，37 ℃培养18～24 h 后，用BHI 液体培养基洗下膜上的菌苔，涂布于100 μg/mL Spc、100 μg/mL Amp 和34 μg/mL Cm 的BHI 平板，37 ℃培养36～48 h。挑取平板上的单菌落于BHI 液体培养基传代后，涂布于10% 蔗糖的BHI 平板上，37 ℃培养36～48 h，对平板上的菌落进行PCR 验证。

1.4 野生株与△ompA生长能力的测定

将野生株和△ompA 接种于BHI 液体培养基中，37 ℃ 200 r/min 震荡培养过夜，调整各菌液OD600 为0.8 左右，菌液以1∶100 接种至BHI 液体培养基，涡旋混匀细菌悬浮液，取200 μL 细菌悬浮液加入到灭菌的96 孔板中，用微生物生长曲线全自动检测系统FLUOstar Omega 测定，设置程序：温度37 ℃，连续振荡，每1 h 测定1 次OD600，连续培养24 h。每个样品3个平行，试验独立重复3 次。

1.5 野生株与△ompA生物被膜形成能力的测定

参照文献［17］描述的方法，将野生株和△ompA分别接种于BHI 液体培养基中，37 ℃ 200 r/min 震荡培养过夜，调整各菌液OD600 为1.0 左右。菌液分别按1∶100 接种于BHI 液体培养基，吸取200 μL 细菌悬浮液加入96 孔细胞培养板，置于37 ℃恒温培养箱中培养48 h。将孔内菌液吸弃，用无菌PBS 洗涤3次，0.5% 结晶紫溶液常温染色30 min，再用无菌PBS洗涤3 次，常温下风干，最后每孔加入100 μL 95% 乙醇，用多功能酶标仪测定OD590。每个样品5 个平行，重复3 次。

1.6 野生株与△ompA抗血清杀伤能力的测定

参照文献［18］描述的方法，从健康蛙心脏处采血，血液在4 ℃条件下静置过夜后离心取血清，过0.22 μm 滤膜除菌，即为正常血清（nornal serum，NS）。取NS 置于56 ℃水浴30 min 以灭活补体，即为灭活血清（heat-inactived serum，HS）。调整野生株和△ ompA 菌液浓度为1×108 CFU/mL，分别取100μL NS 和HS 加入到1.5 mL 离心管中，加入100 μL菌液后混匀，使血清体积分数为50%，将混合物置于37 ℃培养箱静置培养1 h 后置于冰上10 min 终止反应，用无菌PBS 倍比稀释混合物，将稀释液涂布于BHI 平板，37 ℃培养过夜后记录菌落数。存活率=NS 中存活的菌落数/HS 中存活的菌落数×100%，试验重复3 次。

1.7 野生株与△ompA对细胞的黏附试验

参照文献［19］描述的方法，将小鼠脑微血管内皮细胞bEnd.3 于37 ℃、5% CO2 的细胞培养箱中培养至细胞长势良好且大致铺满6 孔细胞培养板，用无抗生素的DMEM 洗涤bEnd.3 细胞3 次后待用。调节野生株和△ompA 浓度为1×108 CFU/mL，取100μL 各菌液和PBS（作为阴性对照）分别加入6 孔细胞培养板中，37 ℃条件下孵育1.5 h，用无菌的PBS 清洗3～4 次，每孔加入1 mL 1% Triton X-100 裂解细胞，裂解30 min 后，将细胞裂解物10 倍倍比稀释后涂平板，37 ℃培养24～36 h，之后进行菌落计数。每个样品设置2 个平行孔，试验重复3 次。

1.8 黑斑蛙人工感染试验

试验所用黑斑蛙购自湖北省潜江市黑斑蛙养殖基地，黑斑蛙个体质量为（30±0.5） g，暂养于华中农业大学淡水水产健康养殖湖北省协同创新中心。暂养1 周后开始人工感染试验，用野生株和△ompA 感染黑斑蛙后，分别测定黑斑蛙的组织载菌量和存活率。组织载菌量测定试验共3 组，分别为野生株组、△ompA 组和对照组PBS 组，每组15 只蛙，攻毒途径为下肢肌肉注射，攻毒所用各菌液浓度均为1×108CFU/mL，剂量为200 μL。攻毒5 d 后，每组随机抽取3 只发病蛙，在无菌条件下进行解剖，从心脏处抽取血液，并称量相同质量的脾脏和脑组织，将血液和各组织按照试剂盒进行组织基因组DNA 提取，以提取的各组织基因组DNA 为模板，按照笔者所在实验室前期建立的米尔伊丽莎白菌RT-qPCR 定量检测方法进行计数［20］，所有样本进行3 次重复。黑斑蛙存活率测定试验同样分为3 组（野生株组、△ompA组、PBS 组），感染方法同上，感染后持续观察14 d，记录每天蛙死亡的数据。

1.9 数据分析

试验数据均表示为平均值± 标准差（mean±SD），采用GraphPad Prism 软件对数据进行处理，利用t 检验进行统计学分析，Plt;0.05 表示有显著差异。

2 结果与分析

2.1 米尔伊丽莎白菌缺失株△ompA的构建与验证

如图1 所示，对△ompA 进行PCR 鉴定，用ompA基因内部引物（ompA-F/R）进行PCR 扩增，△ompA无法获得扩增产物，野生株获得约800 bp 产物；用Spc 基因引物（Spc-F/R）进行PCR 扩增，△ompA 获得约1 200 bp 产物，野生株无法获得扩增产物；用ompA 基因外部引物（ompA-check-F/R）进行PCR 扩增，△ompA 获得的扩增产物与野生株相差约300bp；用双重PCR 引物ureG-F/R、PNGase F-F/R 进行扩增，△ompA 获得约250 和1 200 bp 产物，野生株为阳性对照，证明△ompA 为米尔伊丽莎白菌，上述PCR 产物测序结果正确。将△ompA 在BHI 平板上连续传10 代，用上述引物对每代缺失株进行PCR鉴定，未发现回复突变。上述结果表明，缺失株△ompA 构建成功。

2.2 ompA基因缺失对菌株生长能力的影响

如图2 所示，在37 ℃条件下，野生株和△ompA均在6 h 左右进入对数生长期，17 h 左右进入生长稳定期，△ompA 的生长速度与野生株相比无显著差异（Pgt;0.05），表明ompA 基因缺失不改变米尔伊丽莎白菌的生长能力。

2.3 ompA 基因缺失对菌株生物膜形成能力的影响

通过结晶紫染色法测定米尔伊丽莎白菌生物膜的形成量，OD 值代表乙醇脱色液的吸光值，OD 值越高，表明被结晶紫染色的生物膜含量越高。由图3 可见，在48 h 时，野生株组的OD590 值为0.215±0.001，△ompA 组的OD590值为0.638±0.038，△ompA 的生物膜形成能力较野生株增加了66%，表明OmpA 参与负调控米尔伊丽莎白菌生物膜的形成。

2.4 ompA 基因缺失对菌株抗血清杀伤能力的影响

如图4 所示，在50% 的血清中作用后，野生株的存活率为（84.52±4.95）% ，△ ompA 的存活率为（79.55±6.01）%，△ompA 的存活率略低于与野生株，但无显著差异（Pgt;0.05），表明ompA 基因缺失不改变米尔伊丽莎白菌的抗血清杀伤能力。

2.5 ompA基因缺失对菌株细胞黏附作用的影响

如图5 所示，黏附bEnd.3 细胞的野生株和△om⁃pA 的浓度分别为（7.33×104±0.67×104）、（2.83×104±0.60×104） CFU/mL，△ ompA 黏附bEnd.3 细胞能力较野生株下降了61%，表明ompA 基因缺失导致米尔伊丽莎白菌对细胞的黏附能力显著下降。

2.6 ompA基因缺失对菌株致病力的影响

用野生株和△ompA 感染黑斑蛙，检测黑斑蛙的组织载菌量和存活率。结果如图6 所示，感染5 d 后，野生株在黑斑蛙血液、脾和脑组织中的载菌量分别为（3.47×108±0.06×108）、（3.47×108±0.06×108）和（7.72×108±0.14×108） copies/g，△ompA 在黑斑蛙血液、脾和脑组织中的载菌量分别为（3.15×108±0.09×108）、（2.11×108±0.07×108）和（6.61×108±0.16×108） copies/g，△ompA 在黑斑蛙上述各组织中的载菌量较野生株显著下降（Plt;0.05）。如图7 所示，感染14 d 后，野生株和△ompA 对黑斑蛙的致死率分别为75% 和37%。上述结果表明ompA 基因缺失降低了米尔伊丽莎白菌在黑斑蛙组织中的定殖能力，且△ompA 对黑斑蛙的致病力显著减弱。

3 讨论

本研究成功构建了蛙源米尔伊丽莎白菌OmpA缺失株△ompA，并基于此初步探究了OmpA 在米尔伊丽莎白菌致病性中的功能。我们发现OmpA 不影响米尔伊丽莎白菌的生长特性，排除菌株生长特性差异对后续OmpA 致病功能研究结果的影响。

米尔伊丽莎白菌能形成生物膜，附着在基质的表面，帮助细菌抵抗抗菌药物和宿主免疫杀伤，是该菌存活力和致病性的重要体现［21-22］。然而，目前调控该菌生物膜形成的机制尚不清楚。本研究中，我们发现ompA 基因缺失导致米尔伊丽莎白菌生物膜形成能力增加了66%，这表明OmpA 负调控该菌的生物膜形成，这与大肠杆菌中OmpA 增加菌株生物膜形成能力的结果相反［23］。我们推测米尔伊丽莎白菌的OmpA 可能直接调控该菌生物膜形成相关基因，也有可能通过某种调控系统间接调控该菌生物膜的形成，其具体的调控机制有待进一步研究。

米尔伊丽莎白菌黏附宿主细胞是引发感染的第一步，也是该菌定殖机体，从而发挥其致病作用的前提［24］。研究证实，在细菌感染早期，OmpA 能协助细菌通过不同的受体黏附于宿主细胞［13］，如大肠杆菌的OmpA 通过结合宿主脑微血管内皮细胞的受体Ecgp，介导细菌的黏附作用［25］。本研究中，我们利用小鼠脑微血管内皮细胞bEnd.3 评价OmpA 对于米尔伊丽莎白菌黏附能力的影响，结果显示，ompA 基因缺失导致菌株对细胞的黏附能力下降了61%。目前，OmpA 参与调控米尔伊丽莎白菌黏附能力的机制还未知，我们推测，该菌的OmpA 可能作为一种潜在的黏附因子，靶向宿主细胞特定的受体蛋白，协助细菌黏附宿主细胞，进而引发感染。

我们通过黑斑蛙感染模型进一步评估了OmpA对米尔伊丽莎白菌致病力的影响。结果显示，野生株和△ompA 感染黑斑蛙后，△ompA 在黑斑蛙血液、脾、脑组织中的载菌量较野生株显著下降，且△ompA 对黑斑蛙的致死率显著低于野生株，这表明在米尔伊丽莎白菌致病过程中，ompA 基因缺失降低了该菌在宿主体内的定殖能力，导致该菌致病性减弱。本研究结果与副溶血弧菌中OmpA 的研究结果类似，在副溶血弧菌中，ompA 基因缺失株在小鼠各脏器中的定殖能力下降，且对小鼠的致死率显著降低［26］。然而，目前尚无稳定的伊丽莎白菌基因回补体系，无法验证OmpA 的致病调控作用，对OmpA 致病调控机制的研究还需进一步挖掘和验证。

综上，本研究初步探究了OmpA 在米尔伊丽莎白菌致病性中的功能，发现OmpA 负调控米尔伊丽莎白菌的生物膜形成，不改变细菌的抗血清杀伤能力，但是参与调控了细菌的黏附能力，影响了其致病性，表明OmpA 为米尔伊丽莎白菌重要的毒力因子，这是目前该菌中首个被验证的毒力因子，本研究结果可为米尔伊丽莎白菌致病机制的研究及“歪头病”防控策略的制定提供新的思路。

参考文献References

［1］ 蓝蔚青，杜金涛，刘大勇，等.3 种养殖蛙类肌肉基本营养成分

分析［J］. 广东海洋大学学报，2022，42（2）：142-147.LAN W

Q，DU J T，LIU D Y，et al.Analysis of the basic nutrient composition

of muscle in three species of cultured frogs［J］.Journal

of Guangdong Ocean University，2022，42（2）：142-147 （in

Chinese with English abstract）.

［2］ 刘焕亮. 中国养殖的两栖动物生物学研究进展［J］. 大连水产

学院学报，2004，19（2）：120-125.LIU H L.The advancement

of biological research in amphibian culture in China［J］.Journal

of Dalian Fisheries University，2004，19（2）：120-125 （in Chinese

with English abstract）.

［3］ 李兴华，涂军明，陈展鹏，等. 稻蛙绿色种养模式研究及其可

持续发展策略［J］. 农学学报，2020，10（12）：98-103.LI X H，

TU J M，CHEN Z P，et al.Rice-frog planting and raising mode

and its sustainable development strategy［J］.Journal of agriculture，

2020，10（12）：98-103（ in Chinese with English abstract）.

［4］ 农业农村部渔业渔政管理局，全国水产技术推广总站，中国水

产学会.中国渔业统计年鉴-2022［M］.北京：中国农业出版社，

2022. Bureau of Fisheries， Ministry of Agriculture and Rural

Affairs， National Fisheries Technology Extension Center，

China Society of Fisheries. China fishery statistical yearbook

［M］.Beijing：China Agriculture Press，2022（ in Chinese）.

［5］ 李巧玲，吴新仪，姜维，等. 蛙类病害与防治研究进展［J］. 丽

水学院学报，2018，40（5）：7-11.LI Q L，WU X Y，JIANG W，

et al. Research progress of frog diseases and their control［J］.

Journal of Lishui University，2018，40（5）：7-11 （in Chinese

with English abstract）.

［6］ TRIMPERT J，EICHHORN I，VLADIMIROVA D，et al.

Elizabethkingia miricola infection in multiple anuran species

［J］. Transboundary and emerging diseases，2021，68（2）：

931-940.

［7］ 胡瑞雪. 蛙源伊丽莎白菌的鉴定、分子流行病学及其碳青霉

烯酶多样性研究 ［D］. 武汉：华中农业大学，2020.HU R X.

Identification， molecular epidemiology and diversity of carbapenemases

in Elizabethkingia sp. from frog［D］. Wuhan：Huazhong

Agricultural University，2020 （in Chinese with English

abstract）.

［8］ NICHOLSON A C，GULVIK C A，WHITNEY A M，et al.

Revisiting the taxonomy of the genus Elizabethkingia using

whole-genome sequencing，optical mapping，and MALDITOF，

along with proposal of three novel Elizabethkingia species：

Elizabethkingia bruuniana sp.nov，Elizabethkingia ursin⁃

gii sp. nov，and Elizabethkingia occulta sp. nov.［J］. Antonie

van leeuwenhoek，2018，111（1）：55-72.

［9］ HU R X，YUAN J F，MENG Y，et al.Pathogenic Elizabeth⁃

kingia miricola infection in cultured black-spotted frogs，China，

2016［J］. Emerging infectious diseases，2017，23（12）：

2055-2059.

［10］ HUANG X L，FENG Y，TANG H，et al. Candidate animal

disease model of Elizabethkingia spp. infection in humans，

based on the systematic pathology and oxidative damage

caused by E. miricola in Pelophylax nigromaculatus［J/OL］.

Oxidative medicine and cellular longevity，2019，2019：

6407524［2022-11-22］. https：//pubmed. ncbi. nlm. nih. gov/

31641424/.DOI： 10.1155/2019/6407524.

［11］ LIANG C Y，YANG C H，LAI C H， et al.Comparative genomics

of 86 whole-genome sequences in the six species of the

Elizabethkingia genus reveals intraspecific and interspecific divergence

［J/OL］.Scientific reports，2019，9：19167［2022-11-

22］.https：//doi.org/10.1038/s41598-019-55795-3.

［12］ SMITH S G J，MAHON V，LAMBERT M A，et al.A molecular

Swiss army knife：OmpA structure，function and expression

［J］.FEMS microbiology letters，2007，273（1）：1-11.

［13］ CONFER A W，AYALEW S.The OmpA family of proteins：

roles in bacterial pathogenesis and immunity［J］.Veterinary microbiology，

2013，163（3/4）：207-222.

［14］ 许姝. 禽致脑膜炎型大肠杆菌外膜蛋白OmpA 突破血脑屏障

致病机制的研究［D］. 扬州：扬州大学，2020.XU S.Pathogenic

mechanism of OmpA from avian pathogenic Escherichia co⁃

li for blood-brain barrier breakthrough［D］. Yangzhou：Yangzhou

University，2020（ in Chinese with English abstract）.

［15］ KIM S W，CHOI C H，MOON D C，et al.Serum resistance of

Acinetobacter baumannii through the binding of factor H to

outer membrane proteins［J］. FEMS microbiology letters，

2009，301（2）：224-231.

［16］ 周小进. 鸭疫里默氏杆菌特异性单克隆抗体的研制以及生物

被膜和OmpA 缺失株的研究［D］. 扬州：扬州大学，2010.

ZHOU X J.Preparation of monoclonal antibody against Rieme⁃

rella anatipestifer and the study of bacterial biofilm and OmpA

gene deletion［D］. Yangzhou：Yangzhou University，2010 （in

Chinese with English abstract）.

［17］ PUAH S M，FONG S P，KEE B P，et al.Molecular identification

and biofilm-forming ability of Elizabethkingia species［J/

OL］. Microbial pathogenesis，2022，162：105345［2022-11-

22］ .https：//doi.org/10.1016/j.micpath.2021.105345.

［18］ 王湘如. 副猪嗜血杆菌毒力因子筛选和capD 基因功能研究

及致脑膜炎大肠杆菌突破血脑屏障的分子机制研究［D］. 武

汉：华中农业大学，2014.WANG X R.Identification of the putative

virulence factors and functional study of the capD gene

in Haemophilus parasuis，and the molecular mechanism study

of meningitis-causing Escherichia coli penetration of the blood

brain barrier［D］. Wuhan：Huazhong Agricultural University，

2014（ in Chinese with English abstract）.

［19］ HU Q H，HAN X G，ZHOU X J，et al.OmpA is a virulence

factor of Riemerella anatipestifer［J］.Veterinary microbiology，

2011，150（3/4）：278-283.

［20］ 张琦. 米尔伊丽莎白菌快速分子检测方法的建立与应用［D］.

武汉：华中农业大学，2020.ZHANG Q.Establishment and application

of rapid molecular diagnostic method for detecting

Elizabethkingia miricola［D］. Wuhan：Huazhong Agricultural

University，2020（ in Chinese with English abstract）.

［21］ BELAS R. Biofilms，flagella，and mechanosensing of surfaces

by bacteria［J］.Trends in microbiology，2014，22（9）：517-527.

［22］ HU S H，LÜ Y，XU H，et al.Biofilm formation and antibiotic

sensitivity in Elizabethkingia anophelis［J/OL］. Frontiers in

cellular and infection microbiology，2022，12：953780［2022-

11-22］.https：//doi.org/10.3389/fcimb.2022.953780.

［23］ MA Q，WOOD T K. OmpA influences Escherichia coli biofilm

formation by repressing cellulose production through the

CpxRA two-component system［J］.Environmental microbiology，

2009，11（10）：2735-2746.

［24］ RIBET D，COSSART P. How bacterial pathogens colonize

their hosts and invade deeper tissues［J］. Microbes and infection，

2015，17（3）：173-183.

［25］ PRASADARAO N V.Identification of Escherichia coli outer

membrane protein A receptor on human brain microvascular

endothelial cells［J］. Infection and immunity，2002，70（8）：

4556-4563.

［26］ 白雪瑞，王权，陈永军，等. 副溶血弧菌ompA 基因缺失株的

生物学特性及致病性分析［J］. 南京农业大学学报，2018，41

（5）：902-910.BAI X R，WANG Q，CHEN Y J，et al.Biological

characteristics and pathogenicity of an ompA mutant of

Vibrio parahaemolyticus［J］. Journal of Nanjing Agricultural

University，2018，41（5）：902-910（ in Chinese with English abstract）.

（责任编辑：边书京）