小球藻胞内多糖提取纯化及其抗氧化活性

李思雨，刘红全, ，孙 寒，徐琰杰，黄磊恒，龙 寒，凌宏林，成江弈，杨堃峰

（1.广西民族大学海洋与生物技术学院，广西多糖材料与改性重点实验室，广西民族大学海洋生物资源保护与利用重点实验室，广西南宁 530007；2.中国海洋大学海洋生命学院，山东青岛 266003）

小球藻是一类普生性单细胞绿藻，生态类型多样，分布广泛。由于其生长速度快、饲养简单、有效成分含量高等特点，已发展成为微藻养殖最广泛的种类之一。多糖是小球藻活性提取物中重要的组成部分[1]，小球藻多糖具有良好的抗氧化活性[2−3]，并且在调节机体免疫[4−5]、抗病毒[6−7]、抗菌[8]、抗肿瘤[9]、抗炎[10]、抗糖尿病[11]等诸多方面表现优异。抗氧化能力作为多糖的重要活性之一，已经成为了国内外多糖研究的热点，在海藻中检测得到的抗氧化化合物具有广阔的应用前景，在人类健康和营养中发挥重要作用[12]，而抗氧化研究大多集中在大型海藻中，对微藻多糖抗氧化的研究开展较少[13]，故本试验针对小球藻多糖抗氧化性展开研究。

小球藻胞内粗多糖的得率较低，多糖种类多样，结构复杂，且水溶性较差，导致小球藻多糖的开发利用较为困难[14]。关于多糖的提取，目前常用的提取方法有酸碱溶液浸提法、热水浸提法、微波辅助法、超声波辅助法及酶法等。在高温、酸性、碱性提取条件下，可导致多糖降解，并且会使粗多糖的样品颜色变深[15]；微波辅助法提高了得率，但是产热高，在试验前需要花费大量时间根据提取物的耐热性来确定最佳作用周期，导致试验过程繁琐且周期长[16−17]；酶法提取杂质较多，不益于后期的分离纯化[18]；超声波辅助法具有产热少、耗时短、抽提率高等优点[19]。通过两种或多种技术的联合应用，能够提高多糖得率，同时具有提取迅速、节能和简便等优点[16]，故本试验采用超声波辅助热水浸提法提取小球藻胞内粗多糖。

本研究以小球藻为原料，采取超声波破碎和热水浸提相结合的方法提取小球藻胞内粗多糖，利用响应面法进行提取条件的优化，并对粗多糖进行分离纯化、表征分析和体外抗氧化试验，以期为小球藻多糖的开发利用提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 材料与仪器

小球藻（Chlorella vulgaris） 上海光语生物科技有限公司，由本实验室培育并保藏；1,1-二苯基-2-苦基肼（DPPH） 北京博奥拓达科技有限公司；羟自由基清除能力检测试剂盒 索莱宝生物科技有限公司；DEAE-52 纤维素、葡聚糖凝胶Sephadex G-100上海瑞永生物科技有限公司；葡聚糖系列标准品（分子量分别为5000、11600、23800、48600、80900、148000、273000、409800、667800 Da）与单糖标准品：岩藻糖（Fucose，Fuc）、盐酸氨基半乳糖（Galactosamine hydrochloride，GalN）、鼠李糖（Rhamnose，Rha）、阿拉伯糖（Arabinose，Ara）、盐酸氨基葡萄糖（Glucosamine hydrochloride，GlcN）、半乳糖（Galactose，Gal）、葡萄糖（Glucose，Glc）、N-乙酰-D 氨基葡萄糖（N-acetyl-d-glucosamine，GlcNAc）、木糖（Xylose，Xyl）、甘露糖（Mannose，Man）、果糖（Fructose，Fru）、核糖（Ribose，Rib）、半乳糖醛酸（Galactouronic acid，GalA）、葡萄糖醛酸（Glucuronic acid，GlcA）、古罗糖醛酸（Guluronic acid，GulA）、甘露糖醛酸（Mannuronic acid，ManA） 分析纯，博睿糖生物技术有限公司；其他试剂均为国产分析纯。

60 L 封闭式光生物反应器 上海光语生物科技有限公司；UV-1800 紫外可见分光光度计 上海美谱达仪器有限公司；LGJ-10 真空冷冻干燥机 北京松源华兴科技发展有限公司；JY92-Ⅱ超声波细胞粉碎机 宁波新芝生物科技股份有限公司；LC-10A 高效液相色谱仪 日本Shimadzu 公司；ICS5000 离子色谱仪、Nicolet IS10 傅里叶变换红外光谱仪 美国ThermoFisher 公司；Epoch酶标仪 美国伯腾公司；TG1850-WS 台式高速离心机 上海卢湘仪离心机仪器有限公司；HH-4 数显恒温水浴锅 常州国华电器有限公司；C184322 闪式层析柱、C195324 球磨口闪式层析柱 重庆欣维尔玻璃有限公司。

1.2 实验方法

1.2.1 小球藻胞内粗多糖提取条件优化

1.2.1.1 小球藻培养及小球藻粉制备 将小球藻按照15%的接种量培养于含f/2 培养基[20]的封闭式光生物反应器中，温度为24±1 ℃，光照强度3500 Lux，光暗周期12/12 h[21]。

取培养至生长稳定期[22]藻液，利用高速离心机8000 r/min 离心10 min 收集藻泥，冷冻干燥成小球藻粉备用。

1.2.1.2 小球藻胞内粗多糖提取及得率测定 精确称取干燥小球藻藻粉0.1 g，与一定质量分数的NaOH 溶液以不同料液比混合，利用超声波细胞粉碎机进行超声破碎以破除小球藻细胞壁，不同水浴温度反应一定时间进行提取，8000 r/min 离心10 min，取上清液加入4 倍体积无水乙醇，4 ℃静置过夜[23]。次日8000 r/min 离心10 min，舍弃上清液，将沉淀复溶于蒸馏水中，得多糖溶液。利用Sevage 法[24]对多糖溶液进行脱蛋白处理，得到上清液后再加入4 倍体积无水乙醇，4 ℃静置过夜，次日8000 r/min 离心10 min，将离心得到的沉淀冷冻干燥即得小球藻胞内粗多糖。

采用蒽酮-硫酸比色法[25]测定小球藻粗多糖浓度，以葡萄糖浓度（μg/mL）为横坐标，以620 nm 处的吸光值为纵坐标绘制葡萄糖标准曲线，得到葡萄糖浓度与吸光值关系的线性方程为：

按照以下公式计算小球藻胞内粗多糖得率[26]：

式中：C-标准葡萄糖浓度（μg/mL）；V-粗提液体积（mL）；N-稀释倍数；m-小球藻粉质量（mg）。

1.2.1.3 单因素实验设计 小球藻胞内粗多糖提取的基本条件固定为：NaOH 质量分数2.5%，料液比1:30（g/mL），超声功率300 W，超声时间20 min，提取温度80 ℃，提取时间2 h。改变其中一个条件，分别考察NaOH 质量分数（A）、料液比（B）、超声功率（C）、超声时间（D）、提取温度（E）、提取时间（F）6 个因素对粗多糖得率的影响，试验设计见表1，根据葡萄糖标准曲线计算粗多糖得率。

表1 单因素设计因素及水平Table 1 Factors and levels of univariate design

1.2.1.4 Plackett-Burman 试验设计 根据单因素实验结果，对小球藻粗多糖提取工艺中6 个因素进行Plackett-Burman 试验设计，根据结果得到影响粗多糖得率的显著因素[27]，以粗多糖得率为响应值，并对试验结果进行方差分析，试验设计因素与水平见表2。

表2 Plackett-Burman 试验因素及水平Table 2 Factors and levels of PB design experiment

1.2.1.5 最陡爬坡试验设计 根据Plackett-Burman试验结果设计最陡爬坡试验。在后续的爬坡试验设计中，应增大呈正效应的因素，减小呈负效应的因素，设置合适的步长，从而使显著因素更经济快速地逼近最佳响应区域[28]，即提取粗多糖的最优条件。

1.2.1.6 响应面法优化试验 根据最陡爬坡试验结果，采用 Box-Behnken（BBD）设计原理，选择NaOH质量分数、料液比、超声功率、提取时间为自变量，以粗多糖得率为响应值，设计四因素三水平响应面优化试验，试验因素及水平设计见表3。

表3 响应面试验因素及水平Table 3 Factors and level of response surface experiment

1.2.2 小球藻胞内粗多糖分离纯化及表征

1.2.2.1 阴离子交换柱层析 采用闪式层析柱以DEAE-52 纤维素为填料进行装柱，对小球藻胞内粗多糖进行分离纯化[29]。将粗多糖配成5 mg/mL 的多糖溶液，多糖溶液经0.22 μm 微孔滤膜过滤除菌，依次使用超纯水、0.2、0.5、0.75、1 mol/L 的NaCl 溶液进行洗脱，流速为2 mL/min，每管收集8 mL，利用蒽酮-硫酸法于620 nm 处测定每管吸光度，根据出峰位置进行收集，得到的五种组分（CIP-1、CIP-2、CIP-3、CIP-4、CIP-5），将收集的各组分浓缩，利用截留分子量为3500 Da 透析袋透析除盐，冷冻干燥备用。

1.2.2.2 葡聚糖凝胶柱层析 采用球磨口闪式层析柱以Sephadex G-100 为填料进行装柱，利用葡聚糖凝胶柱Sephadex G-100 对经DEAE-52 纤维素柱分离得到的组分进一步纯化[30]，选择酸性多糖CIP-3 进行进一步纯化。将CIP-3 配成8 mg/mL 多糖溶液，经0.22 μm 微孔滤膜过滤除菌后，使用超纯水洗脱，流速为0.3 mL/min，每管收集3 mL，利用蒽酮-硫酸法于620 nm 处测定每管吸光度，根据出峰位置进行收集，得到纯化后组分SCIP，将收集得到的SCIP浓缩后冷冻干燥备用。

1.2.2.3 SCIP 紫外光谱分析 取SCIP 配成0.5 mg/mL的多糖溶液，以蒸馏水作空白对照，在200～400 nm范围内进行紫外光谱扫描，检测多糖组分中是否有蛋白质和核酸的干扰[31]。

1.2.2.4 SCIP 红外光谱分析 取SCIP 1 mg 与100 mg干燥KBr 粉末在红外灯下研磨均匀，进行压片[8]，在4000～400 cm−1范围内进行红外光谱扫描。

1.2.2.5 SCIP 分子量测定 通过高效液相色谱仪测定SCIP 分子量。在Aipire 等[32]基础上，进行调整，精密称取SCIP 和葡聚糖系列标准品，均配制成5 mg/mL 溶液，12000 r/min 离心10 min，上清液用0.22 μm 微孔滤膜过滤，将样品转置于1.8 mL 进样瓶中。

色谱条件为：色谱柱（BRT105-104-102 串联凝胶柱）；流动相（0.05 mol/L NaCl 溶液）；流速（0.6 mL/min）；柱温（40 ℃）；进样量（20 μL）；检测器（示差检测器RI-10A）。与标准品对照，分析处理数据。

1.2.2.6 SCIP 单糖组成分析 通过离子色谱仪测定单糖组成。在赵丹等[33]的基础上进行改进，取16 种单糖标准品配成10 mg/mL 标准溶液，取各单糖标准溶液精密配置成不同浓度梯度（0.01、0.1、0.5、1、5、10、20 mg/mL）的标准品。根据绝对定量方法，测定不同单糖质量，根据单糖摩尔质量计算出摩尔比。

样品准备：精密称量10 mg SCIP 置于安瓿瓶中，加入3 mol/L 三氟乙酸10 mL，120 ℃水解3 h。准确吸取酸水解溶液转置于管中氮吹吹干，加入10 mL 水涡旋混匀，吸取100 μL 加入900 μL 超纯水，12000 r/min 离心5 min。取上清进行离子色谱分析。

色谱条件为：色谱柱（Dionex Carbopac TMPA20）；流动相（A：H2O；B：15 mmol/L NaOH 与100 mmol/L NaOAC 等比例混合液）；流速（0.3 mL/min）；进样量（5 μL）；柱温（30 ℃）；检测器（电化学检测器）。

1.2.3 SCIP 体外抗氧化能力研究

1.2.3.1 对DPPH 自由基清除能力 取不同浓度SCIP溶液（0.5、1、2、4、8、12、16、20 mg/mL）1 mL，加入0.004%的 DPPH 甲醇溶液1 mL，摇匀，避光保存30 min，517 nm 处测吸光度（Ai），1 mL 甲醇与1 mL 多糖溶液混合在517 nm 处吸光度（Aj），1 mL DPPH 甲醇溶液与1 mL 甲醇混合在517 nm 处吸光度（A0）[34]，以稀释100 倍VC（0.005、0.01、0.02、0.04、0.08、0.12、0.16、0.2 mg/mL）作为阳性对照。DPPH自由基清除率公式为：

1.2.3.2 对羟基自由基清除能力 配制不同浓度（0.5、1、3、5、10、15、20、25 mg/mL）SCIP 溶液，根据羟自由基清除能力检测试剂盒在536 nm 处进行测定[22]，以稀释100 倍VC（0.005、0.01、0.03、0.05、0.1、0.15、0.2、0.25 mg/mL）作为阳性对照。羟自由基清除率公式为：

式中：S测：待测样品吸光值；S对：对照管吸光值；S空：空白管吸光值。

1.3 数据处理

Plackett-Burman 试验及方差分析、响应面试验及方差分析采用 Design-Expert 10.0.7 软件。IC50预测采用IBM SPSS Statistics 25 软件。本试验所作图谱均采用 OriginPro 9.1 软件作图，且每个试验均做3 个重复。

2 结果与分析

2.1 小球藻胞内粗多糖提取条件优化

2.1.1 小球藻胞内多糖提取单因素实验结果 由图1A 和1B 可知，随着NaOH 质量浓度和料液比的增加，粗多糖得率都呈现先增高后降低的趋势，且分别在2.5%和1:30（g/mL）时，多糖得率达到最大值。此后，随着NaOH 质量浓度和料液比的继续增加都会使碱的浓度过大，从而使多糖被降解而造成得率下降[28]，还会造成试剂的浪费。考虑到综合利用和节约成本，所以选择NaOH 质量浓度为2.5%、料液比为1:30（g/mL）时作为多糖提取的最优值。

由图1C 和1D 可知，超声功率为300 W、超声时间为20 min 时，多糖得率为最大值。继续增大超声功率和超声时间，多糖的得率会下降，这是因为增加功率和延长时间都会造成热量的增加，从而引起小球藻多糖发生降解[35]。因此，选择超声功率300 W、超声时间为20 min 时作为多糖提取的最优值。

由图1E、1F 可知，提取温度80 ℃、提取时间4 h时多糖得率最大。温度和提取时间的增加，有助于多糖的溶出，但是温度过高会引起多糖的降解[35]，不利于后续的回收。因此，选择提取温度80 ℃、提取时间4 h 时作为多糖提取的最优值。

图1 不同提取因素对多糖得率的影响Fig.1 Effects of different extraction factors on the yield of polysaccharides

2.1.2 Plackett-Burman 试验设计及结果 根据单因素结果设计Plackett-Burman 试验见表4，将表4 试验结果进行显著性及方差分析见表5。

表4 Plackett-Burman 试验设计及结果Table 4 Design and results of PB experiment

根据表4 分析可得，第4 组的多糖得率最高，为17.422%，即NaOH 质量分数（A）2.5%、料液比（B）1:30（g/mL）、超声功率（C）300 W、超声时间（D）20 min、提取温度（E）80 ℃、提取时间（F）3 h。根据表5 分析，A、B、C、F 这4 个因素对多糖得率影响显著（P<0.05），显著性影响C>B>A>F，且均呈负效应（T<0）[36]。因此，固定超声时间20 min、提取温度80 ℃，进一步研究A、B、C、F 之间的交互影响。

表5 Plackett-Burman 试验方差分析Table 5 Variance analysis of PB experiment

2.1.3 最陡爬坡试验设计及结果 根据Plackett-Burman 试验结果，选择4 个主效应因素NaOH 质量分数（X1）、料液比（X2）、超声功率（X3）、提取时间（X4）进行最陡爬坡试验，因为此四个因素均为负因素，所以应减小其数值，故设计最陡爬坡试验见表6。

表6 最陡爬坡试验设计及结果Table 6 Design and results of the steepest ascent experiment

分析表6 最陡爬坡试验结果，4 号的多糖得率最高，选择4 号作为响应面设计的中心点，即NaOH质量分数为2.0%、料液比为1:25（g/mL）、超声功率200 W、提取时间2.0 h。

2.1.4 响应面结果及分析 利用Design-Expert 10.0.7软件的Box-Behnken 法设计响应面试验方案，见表7，回归模型及方差分析见表8。

根据表7 试验结果，运用软件对响应值进行分析，得到小球藻胞内多糖提取工艺的实际因素回归方程为：

表7 Box-Behnken 试验设计与结果Table 7 Design and results of Box-Behnken experiment

由表8 可知，回归模型的P值<0.0001（P<0.01），对结果影响极其显著，失拟项P值为0.0984（P>0.05）不显著，说明该模型充分拟合试验数据，误差小，未知因素对结果干扰小[37]，不同因素对粗多糖得率的影响为X3>X2>X1>X4，即超声功率>料液比>NaOH 质量分数>提取时间。该模型的决定系数为0.9801>0.9，变异系数CV 为4.61%<10%，信噪比RSN 为21.588>4.0，说明试验结果可靠性高，相关性良好[38]。

表8 回归方程及方差分析Table 8 Variance analysis of regression equation

通过软件绘制的响应面三维图可以清晰的反映出各因素间的交互作用对多糖得率的影响，两因素间的交互作用可以通过等高线来体现[39]，等高线为椭圆，说明交互作用显著，等高线为圆形，说明交互作用不显著。各因素对多糖得率呈抛物线，即有最大值的存在[40]。如图2 显示，有X4存在的三维图，均呈马鞍状，无最大值的存在，其余三个因素之间均存在交互作用，有最大值的存在，其中，X2料液比和X3超声功率的交互作用对多糖得率影响最大。

图2 NaOH 质量分数、料液比、超声功率、提取时间交互作用对多糖得率影响的响应面图Fig.2 Response surface map of the effects of NaOH concentration,solid-liquid ratio,ultrasonic power and extraction timeon the yield of polysaccharides

2.1.5 响应面验证结果 根据Design-Expert 10.0.7软件预测最优方案为NaOH 质量分数1.965%、料液比1:24.696（g/mL）、超声功率197.906 W、提取时间1.500 h，此时多糖得率为17.974%。考虑到实际操作情况，并验证响应面结果的真实性，故选取NaOH 质量分数为2.0%、料液比为1:25（g/mL）、超声功率为200 W、提取时间为1.5 h，固定超声时间20 min、提取温度80 ℃，进行3 组试验，取平均值。最终实际测得小球藻胞内粗多糖得率为18.086%±0.143%，与预测结果仅相差0.112%。证明了所构建的模型对小球藻胞内粗多糖得率的预测是准确可靠的。

2.2 小球藻胞内粗多糖分离纯化及表征

2.2.1 阴离子交换柱层析 利用超纯水和不同浓度的NaCl 溶液对粗多糖溶液进行洗脱后，得到五个独立多糖组分，从左到右依次命名为CIP-1、CIP-2、CIP-3、CIP-4、CIP-5，见图3。其中，CIP-1 为超纯水洗脱组分，为中性多糖，其余四种为不同浓度NaCl溶液洗脱组分，为酸性多糖[31]。对五种组分分别进行浓缩、冷冻干燥并回收，发现CIP-3 回收率最高，回收率≥35%，且CIP-3 所含多糖含量最高，故选择CIP-3进行后续试验。

图3 DEAE-52 纤维素柱洗脱图Fig.3 Eluent diagram of DEAE-52 cellulose column

2.2.2 葡聚糖凝胶柱层析 利用葡聚糖凝胶柱Sephadex G-100 对CIP-3 溶液进行洗脱，见图4，CIP-3峰型单一对称，表明多糖样品的纯度高[41]，且回收纯度≥85%，回收浓缩并冷冻干燥CIP-3 洗脱后组分，命名为SCIP。

图4 CIP-3 葡聚糖凝胶柱洗脱图Fig.4 Elution diagram of CIP-3 by Sephadex G-100

2.2.3 SCIP 紫外光谱 经紫外光谱扫描（图5），SCIP在260 nm 和280 nm 处无吸收峰，依次表明多糖中核酸和蛋白质等杂质已去除[42]。

图5 SCIP 紫外光谱图Fig.5 UV spectrum of SCIP

2.2.4 SCIP 红外色谱 SCIP 经傅里叶红外光谱扫描（图6），在3407.65 cm−1有一处宽而强的吸收峰，为-OH 的伸缩振动引起的吸收峰[43]；2931.32 cm−1为饱和C-H 的伸缩振动引起的吸收峰，说明存在鼠李糖甲基或其它饱和碳氢键的伸缩振动[44]；1633.44 cm−1的中强峰为糖醛酸C=O 伸缩振动引起的吸收峰[45]；1384.66 cm−1为C-H 变形振动引起的吸收峰[46]；1145.53 cm−1是吡喃环上的C-O-C 伸缩振动引起的吸收峰[47]，以上说明SCIP 是一种含有糖醛酸的吡喃糖。

图6 SCIP 红外光谱图Fig.6 IR spectrum of SCIP

2.2.5 SCIP 分子量分布 通过高效凝胶渗透色谱对SCIP 分子量进行测定，见图7，SCIP 为单一的洗脱峰，且峰型对称，证明SCIP 为均一的纯化多糖。经计算得到lgMw-RT（重均分子量）的标准曲线y=−0.1889x+12.007，R2=0.9943，x 为保留时间，本试验为42.425 min，根据标准曲线计算SCIP 的分子量为9838 Da。

图7 SCIP 分子量分布图Fig.7 Molecular weight distribution of SCIP

2.2.6 SCIP 单糖组成 16 种混合单糖标准品和SCIP离子色谱图如图8 所示，SCIP 是由9 种单糖组成的均一多糖。出峰时间和摩尔比如图8、表9 所示，分析可得，葡萄糖和鼠李糖及半乳糖含量最高，摩尔比为0.300:0.190:0.163，说明SCIP 主要由葡萄糖、鼠李糖及半乳糖成分组成。

图8 SCIP 单糖组成分析图Fig.8 Monosaccharide composition analysis of SCIP

表9 SCIP 单糖组成Table 9 Monosaccharide composition of SCIP

2.3 SCIP 体外抗氧化能力研究

SCIP 对DPPH 自由基的清除率如图9（a）所示，当多糖浓度从0.5 mg/mL 增加到12 mg/mL 时，对DPPH 自由基的清除率迅速上升，从12 mg/mL 增加到20 mg/mL 时，增长速度平缓。SCIP 质量浓度在20 mg/mL 时，对DPPH 自由基的清除能力达到最大为75.64%±1.56%，IC50为6.42 mg/mL。

SCIP 对OH 自由基的清除率如图9（b）所示，当多糖浓度从0.5 mg/mL 增加到5 mg/mL 时，对OH 的自由基清除率迅速上升，从10 mg/mL 增加到25 mg/mL 时，增长速度平缓。SCIP 质量浓度在25 mg/mL 时，对OH 自由基的清除能力达到最大为71.08%±0.58%，IC50为8.59 mg/mL。孙建瑞等[48]研究表明C.vulgaris224 胞内多糖对DPPH 自由基的清除率在60 mg/mL 最高可达到61.62%，对羟基自由基的清除率在30 mg/mL 时超过50%。本试验得到的小球藻胞内多糖纯化组分SCIP 抗氧化活性相比而言有所提升。

图9 SCIP 体外抗氧化能力Fig.9 Antioxidant activity of SCIP in vitro

3 结论

本研究采用响应面法对小球藻粗多糖提取过程中的6 个条件进行探索，最终确定粗多糖得率的最适值，即NaOH 质量分数为2.0%，料液比为1:25（g/mL），超声功率为200 W，超声时间为20 min，提取温度为80 ℃，提取时间为1.5 h，在此条件下，小球藻胞内粗多糖的得率为18.086%±0.143%。

采用DEAE-52 纤维素柱和葡聚糖凝胶柱Sephadex G-100 对小球藻胞内粗多糖进行分离纯化得到均一组分SCIP。SCIP 是一种含有糖醛酸的吡喃糖，分子量为9838 Da，主要由葡萄糖、鼠李糖及半乳糖成分组成。对SCIP 进行抗氧化试验，对DPPH自由基的清除率在20 mg/mL 达到最大为75.64%±1.56%，IC50为6.42 mg/mL，对OH 自由基的清除率在25 mg/mL 时最大为71.08%±0.58%，IC50为8.59 mg/mL，表明小球藻胞内多糖具有良好的抗氧化能力，有望应用到天然抗氧化剂开发等方面，同时在医药和功能食品中具有广阔的应用前景。