母源-合子转换期中合子基因组激活的研究进展

赵向远，许保增*

（1.中国农业科学院特产研究所，吉林长春 130112；2.中国农业科学院特种经济动物分子生物学重点实验室，吉林长春 130112）

胚胎发生始于精子和卵子的融合。19 世纪，Theodor Boveri 等[1]利用海胆胚胎研究细胞成分与遗传之间的关系，发现不同种类配子间的交叉受精产生了具有双亲中间特性的幼虫，表明遗传决定因素编码在精子贡献的核物质中。然而，在人工生产的无核卵子的杂交中也观察到一系列杂交特征[2]，这意味着母体也给予了一定程度的遗传贡献。

最初，胚胎在转录上是静止的，发育完全由母体提供的蛋白质和核糖核酸来决定。随后，在母子-合子转换期（Maternal-To-Zygotic Transition，MZT），发育调控由激活的合子基因组进行，MZT 主要包含2 种分子活动，它们共同“重新编程”最终分化的卵母细胞和精子，使之成为全能的胚胎。一种是母体产物的降解，即母体指令的缺失，这些指令是卵母细胞成熟、内环境稳定和胚胎发生第一阶段所必需的，但随着胚胎的发育而变得不必要或是有害；另一种是通过基因表达激活新的合子指令，这一过程被称为合子基因组激活（Zygotic Genome Activation，ZGA）。这两种活动极大地重塑了胚胎的基因表达模式和细胞特性[2]。本文综述了ZGA 的动力学和时序模型及ZGA 的调控机制，包括在多个模型物种中对细胞周期长度、转录抑制因子和激活因子的作用和染色质组的研究情况，以及翻译后水平的调控变化，更全面地了解ZGA 在MZT 过程中发挥的作用，以确保胚胎发育的稳定进行。

1 合子基因组激活的模型和时序性

1.1 合子激活的模型假说 在传统上，2 种截然不同的激活模式一直是ZGA 研究的重点。一方面，“核质（N/C）比”模型认为，细胞周期的早期分裂可以通过改变N/C 比来调节合子基因组的激活，即整个胚胎的细胞质体积相对恒定，但通过进行性细胞分裂，细胞核数量以及整体细胞核的体积都在增加，会增加N/C 比，降低母体中抑制因子的比率，从而导致每个细胞核中的遗传物质从被转录的状态中释放出来[3]。在这个公式中，ZGA发生的障碍是母体的因素，在转录发生之前母体的相应转录水平必须降低。例如，在非洲爪蟾和斑马鱼中都观察到细胞周期的变化与N/C 比有关，但有证据表明，N/C 比通过调节细胞周期速率会间接影响转录激活[4]。Edgar 等[5]研究发现，在细胞化之前，黑腹果蝇的有丝分裂周期长度会根据N/C 降低比而变慢，但该机制不能解释所有ZGA 的发生。

另一方面，与上述观点相对的是独立于细胞分裂数量的“母系时钟”模型，它可能决定基因表达的时间。该模型的分子实例化可被看作是母体因子数量或活性的增加，其必须达到一个临界水平，启动一个生化级联反应才能触发转录激活。胚胎受许多母体mRNA 因素的影响，这些因子通常通过抑制性RNA 结合蛋白处于休眠状态，即使在这种抑制被释放后，这些转录物被多聚腺苷酸化、翻译并运输到细胞核也需要时间。因此，激活转录或减轻抑制所需的任何必需因子的积累都可能有触发ZGA。到目前为止，在斑马鱼和果蝇体内已经发现部分与基础转录相关的母体清除因子和转录激活因子，如Smaug[6]。这2 个模型并非相互不容，也不相互独立。在黑腹果蝇的研究中表明，这2 种调节模式对于数量大致相等的基因的激活同时存在[7-8]。然而，所有这些机制也依赖于可用的DNA 模板的相对数量，在每个细胞周期后，模板数量呈指数增长。达到DNA 的阈值数量，并允许有足够的时间积累转录数，是实现可检测水平的转录输出的一个因素。ZGA 调节的机制实际上可能比使用现有技术测量的时间更早发生作用。

1.2 合子激活的时序性 在许多物种中，ZGA 不是一个单一的生物学事件，而是一个转录逐渐被激活的过程。植入前胚胎的ZGA 主要经历2 个阶段，一种是在分裂过程中出现的小波；另一种是与细胞周期延长而同时出现的大波[9]。合子转录的间断爆发构成了ZGA 的一个小波和一个大波，在大波中发生的基因表达的重编程对于合子进一步发育十分关键[9]。就胚胎有丝分裂的细胞周期而言，人、小鼠和海胆最早开始转录，在小鼠的第1 个细胞周期的G2 期，检测到第1 个胚胎转录本，并在受精后约20 h 雌雄原核融合，开始第1 次胚胎分裂[2]。小鼠胚胎ZGA 的小波发生在单细胞期[10]，约有800 个基因被激活；而大波发生在双细胞期，这次转录会激活约 3 500 个基因。与小鼠相比，其他哺乳动物的表达模式有轻微延迟的趋势[11]，如牛的小ZGA 发生在2/4 细胞期，大ZGA 发生在8 细胞期。人类的合子基因组激活也分为小波和大波2 个波次：在2～4 细胞阶段，激活约1 000 个基因，而在4～8 个细胞阶段的大波过程中，激活约2 500 个基因，人类胚胎在1 个细胞阶段也具有转录活性[2]。但在无脊椎动物中，如非洲爪蟾的基因组激活的小波发生在第6～9 个卵裂周期，而大波发生在受精后约6 h 的第12～13 个卵裂周期；斑马鱼的ZGA 开始于受精后的第6 个卵裂周期，并在第10 个卵裂周期（受精后约19 h）时观察到大波出现；在果蝇中，ZGA 的小波发生于第6 个卵裂期，大波在第14 个卵裂周期（受精后约2.5 h）被检测到[12-15]。对于大多数基因而言，ZGA 期间转录的开始是随机的，这意味着并非所有细胞都同时开始激活该基因[16]，这会导致最初基因的表达水平在不同细胞之间存在巨大差异，从原则上讲，这可能会阻碍发育。然而，通过发育过程中空间或（如在果蝇中）[17]或时间的合理分配（如在斑马鱼中）[16]可以达到基因表达的统一模式，从而克服这个问题。尽管在ZGA 过程中被激活的基因中有一些是严格的合子（即不是母系遗传的），但也有许多基因是母系遗传的，然后在胚胎中重新表达。在这些情况下，转录不仅加强了基因的表达，还改变了转录的特征及其调控。

2 合子基因组激活的分子机制

2.1 细胞周期的调控 在昆虫、两栖动物和鱼类的早期胚胎发育阶段具有快速卵裂的特点。因为DNA 复制通常会干扰转录，细胞周期的增多可能会减少发育早期阶段的基因转录。例如，在非洲爪蟾中，发现有4 个复制因子Cut5、RecQ4、Treslin 和Drf1 控制细胞周期，从而指导合子转录的开始，这些基因的过表达会导致复制起始和细胞周期数的增加，囊胚中期（Mid-Blastula Transition，MBT）细胞分裂不均匀，从而延迟了大量基因的转录。此外，在这一过程中还观察到复制检查点激酶Chk1 的早期激活[16,18]。Chk1 通过抑制细胞周期蛋白依赖性激酶的活性来调节细胞进入S 期和G2 期，Cdc25 同系物Twine 参与该过程，它可能以N/C 比率依赖性的方式进行降解，稳定Cdk1 磷酸化来防止有丝分裂的进行从而允许合子转录发生[19]。其他研究显示，ATM、ATR 以及下游的CHK1 或CHK2 通过下调CDC25，上调WEEL，最终使 CDK1/周期蛋白 B（Cyclin B）的活性受到抑制，导致细胞被阻断在G2/M 期[20-21]。因此，这些机制可能共同作用于非洲爪蟾的细胞周期延长和相关的合子转录的增加。然而，在果蝇胚胎中，细胞周期的延长取决于合子转录的开始[22]，转录并非依赖于细胞周期的延长。因此，目前还不清楚在胚胎发生过程中细胞周期的延长对转录开始的影响程度。上述物种在MBT 后才进行了合子的转录，与之不同的是，N/C 比并不适用于哺乳动物，小鼠在胚胎2-细胞时期就开始了合子转录[20]，但N/C 比对小鼠的胚胎发育和细胞致密化有很重要的影响[23]。

在许多物种中，早期胚胎发育的特点是一系列细胞周期的快速进行，而这一细胞分裂的减慢与合子的激活阶段密切相关。当细胞核进入有丝分裂时，转录在很大程度上被抑制，因此在发育早期表达的基因往往很短且缺乏内含子。随着分裂周期的减慢，基因组的转录数量逐渐增加，随着细胞进入第1 个G2 期，ZGA 的大波出现。综上表明，早期转录的基因往往很短，而较长的基因表达则被延迟，直到细胞周期延长。因此，分裂周期的减慢可以决定基因组激活的速度[6]。

2.2 染色质的变化 在植入前胚胎的ZGA 过程中受调控基因激活的爆发很可能伴随着细胞核内DNA 堆积方式的改变。DNA 在复制转录的过程中需要先将DNA 的紧密结构打开，从而允许一些调控因子或转录因子结合。这部分打开的染色质叫开放染色质，打开的染色质允许其他调控因子结合的特性称为染色质的开放性。例如，染色质可以乙酰化或甲基化，从而改变其物理结构，帮助潜在的基因被激活或抑制。开放性反映了染色质转录的活跃程度，以及结合其他DNA 修饰（如甲基化）的信息，特定条件下的染色质开放性变化可以提供大量的基因表达调控信息，因此是转录调控的关键[24]。

一般来说，在MZT 转录不活跃期间，染色质结构相对开放。例如，人类和老鼠的基因组在受精后会发生DNA 去甲基化[25]，但这在其他物种中尚未观察到。更普遍的是，早期胚胎染色质结构开放的特征是高度分散，异染色质结构域缺失，拓扑相关域（Topologically associating domains，TAD）缺失，高水平组蛋白乙酰化和高染色质流动性[26-27]。在小鼠中，高度的染色质开放性似乎是引发ZGA 的先决条件。在合子核融合之前，未凝聚的雄原核具有转录能力，并在S 期的中后期，较低水平的内源性转录导致了ZGA 小波的发生[28]。相反，雌原核在转录上保持沉默。这种转录上的不对称可能是由于父本基因组重新包装引起的短暂的染色质开放状态。精子DNA 与富含精氨酸的精蛋白结合，在S 期前与母体组蛋白进行交换[29]。这些新结合的组蛋白受到转录模式的修饰，包括H4 高乙酰化和H3K9 和H3K27单甲基化等[30]。

总体而言，ZGA 发生时，基因组的整体结构变得更加紧凑，而局部染色质开放性增强，这使得越来越多的转录因子成功地与DNA 结合[31]。虽然染色质开放程度增强有利于转录因子的结合，但开放性又往往依赖于特定转录因子的结合。因此，抑制因子的缺失、激活因子的积累和染色质开放性的局部变化共同启动了基因组的激活[32]。

2.3 转录抑制因子和激活因子 为了启动转录，Pol-II不能自行识别和结合目标基因的启动子，它必须依赖于识别启动子和增强子内DNA 元素的DNA 结合蛋白，此外，Pol II 的结合还依赖于特定的转录因子（TFs）。这些TFs 能够识别并结合到增强子区域内的特定DNA序列，使它们能够选择性地激活不同细胞中靶基因的表达来调节转录[33]。在合子转录过程中，来自于母体的很多具有转录抑制能力的蛋白质对MZT 过程中的转录起到了促进作用。例如，在黑腹果蝇中，Tramtrack（TTK）是fushi-tarazu（ftz）基因表达的母体抑制剂[2]。随着N/C 比增加，TTK 的核浓度开始降低，减少TTK的数量或TTK 的结合位点会导致ftz 转录提前，而增加TTK 数量则产生相反的效果。但有趣的是，Smaug 对TTK mRNA 的降解具有调节作用。Smaug 的缺失对合子基因的表达有广泛影响，可能超过了TTK 对转录的影响，这表明Smaug 会对与ZGA 有关的许多其他未知的抑制因子有抑制作用[34-35]。因此提供了母体mRNA与ZGA 之间的联系。

对小鼠而言，TIF1α是胚胎早期合子基因转录调控的最早因子之一，在早期合子基因转录开始时，TIF1α从细胞质转移到原核。在原核中，TIF1α通过启动Ser5Phos Pol II 5 号丝氨酸磷酸化和2 个染色质重塑复合物的催化亚基共定位到离散的位点，即SWI/SNF 复合物的BRG1（SMARCA4）和ISWI 复合物的SNF2H（SMARCA5）。当TIF1α被抑制时，靶基因被Pol II、BRG1 和SNF2H 错误调控，会导致胚胎30% 的合子基因水平降低和2 细胞阶段的阻滞，其中一些基因也依赖于SNF2H 表达[28]。

与核心启动子结合以激活基础转录的TFIID 复合物的组成部分是转录激活的另一个调控方面。例如，在线虫中，一般的TAF-4 转录因子在发育的早期阶段是无法转录的，因为该蛋白被磷酸化的OMA-1 和OMA-2隔离在细胞质中，阻止了TFIID 在第1 次分裂时装配到细胞核DNA 上，直到在4 细胞阶段OMA-1/2 自身被降解，TAF-4 才被释放并转移到细胞核中开始转录[36]。同样地，在非洲爪蟾中，另一个TFIID 亚基，TATA 结合蛋白（TATA-Binding Protein，TBP）是转录的限速因子。一般情况下，TBP 转录因子的浓度在ZGA 发生前是被抑制的。虽然TBP 的mRNA 由母体提供，但直到早期囊胚阶段才能检测到其蛋白水平。在小鼠中，TBP 缺失导致囊胚发育过程中转录激活失败，尽管这种现象只在Pol I 和III 介导的转录中发现[37]。

因此，一般转录因子在发育早期的缺失导致了转录活性受到抑制。在小鼠中，发育仅进行到第2 个有丝分裂阶段就会停滞（通常称为2 细胞阻滞）。在这些生物体中，ZGA 早在这些缺陷出现之前就已经发生，这表明合子转录不仅要使体内转录的RNAs 保持平衡，而且对指导新的发育程序的进行也至关重要。在此之后，基因特异性转录开始需要基因特异性转录因子。激活合子表达基因的转录因子已在多个物种中被发现，包括果蝇（Zelda）、斑马鱼（Pou5f3，Sox19b，Nanog）、人类（OCT4，DUX4）和小鼠（Dppa2，Dppa4，Nfy，Dux）[38]。这些基因的联合缺失对转录和胚胎的后续发育都有很大影响。编码这些因子的RNA 是母系遗传的，它们的蛋白质水平在细胞周期的早期有所增加[39]。在这种情况下，它们的合子转录开始于细胞核的2 个不同区域，可能导致转录因子浓度局部升高，从而促进转录，这类基因特异性转录因子的水平影响了转录开始的时间。这表明在ZGA 过程中，特异性和一般性的抑制因子和转录因子都在从转录抑制到转录激活的平衡过程中发挥重要作用。

3 合子转录的翻译后调控

3.1 组蛋白修饰 由于组蛋白能以高亲和力与DNA 结合并在胚胎中大量存在，因此组蛋白一直被认为是转录的抑制因子。组蛋白在经过一系列的翻译后修饰（Post-Translational Modifications，PTMs）可以直接影响染色质的开放性，例如，乙酰化改变了组蛋白的电荷，进而改变了组蛋白与DNA 的接触。在MZT 过程中，特定类型的组蛋白修饰与转录的抑制和激活状态有关。在小鼠中，H4 乙酰化会将转录活跃的雄原核和沉默的雌原核区分开[40]。在ZGA 的小波发生后，组蛋白去乙酰化酶（Histone Deacetylase，HDAC）的活性会提供短暂的转录抑制，例如注射的质粒以及通常在1 细胞阶段表达的内源性基因往往在2 细胞胚胎中不易转录。抑制HDACs 或DNA 合成可以缓解这种抑制现象，这表明在复制过程中的去乙酰化为ZGA 提供了转录特异性[40]。

基因启动子区的H3K4me3 和H3K27ac 与激活基因表达相关，而H3K9me3 和H3K27me3 通常与抑制表达相关。在果蝇、斑马鱼和小鼠胚胎中，H3K27ac与ZGA 期间激活的基因有关[41]。H3K27ac 会在果蝇ZGA 发生之前的的TSS 基因位点处富集，在小鼠的2细胞胚胎阶段也伴随着H3K27ac 的增加[41]。这些发现表明H3K27ac 在ZGA 之前的积累和对相关启动子的识别是必需的，并且先于转录激活。因此，在ZGA 前H3K27ac 的积累是不同生物体的共同特征[42]。

除了乙酰化，H3 赖氨酸甲基化也会影响MZT 中基因激活的时间，尽管它们的影响在不同物种和环境中差异很大[43]。在小鼠中，无转录活性的雌原核与H3K27me3 相关，而转录活性强的雄原核仅在小ZGA末期出现H3K27me3[44-45]。然而，H3K4me3 的激活也优先在雌原核中观察到，尽管它的转录处于静止状态，但随着雄原核的加入与母体H3 组蛋白结合，这种不对称性迅速减弱[46]。因此，H3K27me3 更容易影响早期小鼠基因转录活性。

上述结果表明，组蛋白修饰决定了MZT 期间基因表达的时间和空间特异性，这与受精卵基因染色质构象的局部变化有关。尽管有证据表明配子的表观遗传在这一过程中也发挥了一定作用，但这种特异性是如何建立起来的，在很大程度上仍然是未知数。

3.2 表观遗传模式 在卵子和精子中组蛋白修饰标记的发育基因表明组蛋白的标记对ZGA 的基因表达程序有预测作用。例如，在小鼠的卵母细胞中，激活Polycomb 复合物蛋白（PcG）的活性被证明是胚胎中组蛋白正确标记和维持卵母细胞发育所必需的[46-47]。Polycomb 的抑制复合物1 和2（PRC1 和PRC2）共同作用并维持H3K27me3 并抑制转录。由缺乏PRC1 核心成分Ring1 和Rnf2 的卵母细胞来源的小鼠胚胎在2 细胞期停止生长，并在ZGA 过程中出现异常基因表达[48]。同样在小鼠和人类精子DNA 中，精蛋白中都存在少量的修饰组蛋白，这些组蛋白会传递到雄原核中[24,40,49]。H3K4me2、H3K4me3 和H3K27me3 都出现在与发育有关的精子启动子上，后者最先在胚胎中发现，与抑制基因表达有关。

此外，富含G/C 的区域也很重要，因为它们是5-甲基胞嘧啶修饰的位点，这些修饰与转录静止区有关。CpG 二核苷酸处的胞嘧啶甲基化由DNA 甲基转移酶（如Dnmt1）催化，甲基转移酶活性的抑制导致MZT期间许多合子基因过早表达[50]。与组蛋白标记一样，精子DNA 中也存在特定的甲基化模式，但这些甲基化模式在受精时基本消失，只在囊胚中重新出现[49,51]。因此，转录能力以及基因表达的特异性是通过调节染色质的可及性来实现的。核小体重定位、组蛋白修饰和转录DNA 甲基化的结合保证了MZT 中转录的发生。

4 展 望

合子的基因激活在MZT 过程中是一个多方面多因素调控的结果。在不同物种间，MZT 的过程基本是保守的，但是基因的转录和激活在许多方面有着惊人的相似和相通性。深入了解这一过程中细胞周期的变化、转录因子的状态和染色质的开放程度如何相互关联，以及它们在多大程度上影响了合子的转录激活，才能尽快对早期胚胎中基因组激活的时间和分化机制做出更深一步解释。

因此，一些母体产物的清除是合子的基因组激活所必需的，但这是如何完成的，ZGA 主要过程之间的因果关系以及涉及到的因素，仍然在很大程度上是未知的。虽然很容易推测有一些机制会直接连接这两种RNA 的代谢活动，但它的发生到底是由几个独立机制的累加作用引起的，还是通过一系列单一控制点的分子时间所引发的，目前尚不清楚。近几年来，随着科学技术手段的进步，可以通过高通量基因组学及转录组学分析，利用高精密度的仪器和更少的实验样本去探究ZGA 过程中的转录调节和染色体状态，甚至是单个胚胎的发育情况。未来还需要进一步的研究来揭示胚胎早期发育过程中ZGA 阶段的关键候选基因及其动力学机制，这对了解哺乳动物早期胚胎的发育进程有着十分重要的意义，同时为动物繁育技术的开展和应用提供了理论基础和技术支持。