脂肪干细胞移植治疗坐骨神经损伤的研究进展

刘娜，冯阳阳，唐洲平

坐骨神经损伤多由车祸、刀伤、劳动、局部肌肉注射等急性、慢性压迫或切割性损伤引起。坐骨神经完全离断性损伤时可导致股后部肌肉、小腿和足部所有肌肉全部瘫痪，膝关节不能屈，踝关节和足趾运动功能、坐骨神经支配区感觉功能及营养功能完全丧失。目前坐骨神经损伤的神经再生仍是临床一大难题，其中臀部坐骨神经损伤是周围神经损伤中最难处理和疗效最差的损伤之一，也是基础研究、临床治疗的热点和难点[1]。

1 病理生理学发生机制

在正常生理状态下，运动神经元通过运动终板与骨骼肌纤维建立联系，支配骨骼肌完成各种生理功能。当坐骨神经损伤后，近端轴突逆行溃变，神经元受损乃至死亡，骨骼肌纤维也因失去了神经营养而发生变性以及酶活性和分布的改变；远端轴突发生Waller 变性，导致运动终板乙酰胆碱酯酶活性下降，超微结构改变明显。当坐骨神经再生时，运动终板乙酰胆碱酯酶活性和超微结构恢复正常[2]。目前临床治疗坐骨神经损伤的方法有药物治疗（糖皮质激素等）、手术治疗及物理治疗等，每种疗法都有各自的优势和局限性，将其联合应用也往往不能达到临床上理想的效果。因此，从病理生理学发生机制来看，最大程度地实现神经再生与修复是改善坐骨神经损伤患者功能恢复的治疗关键。

2 脂肪干细胞（adipose-derived stem cells，ADSCs）移植治疗坐骨神经损伤

量大，适宜大规模培养；取材容易，易通过抽脂术等途径获得，对机体损伤较小；适宜自体移植，不具有免疫排斥反应，不涉及社会伦理学问题[4-7]。2017 年Varghese 等[8]将41 篇基础和临床实验进行Meta 分析：年龄、体重指数、糖尿病、放疗和他莫昔芬治疗等因素可导致ADSCs 的增殖和分化潜能下降；但性别、取材部位、艾滋病毒感染状态和化疗对ADSCs 的存活与增殖没有显著影响；总胆固醇、高血压、肾脏疾病、体育锻炼和外周血管疾病对ADSCS 产量也没有显著影响。因此，ADSCs 被认为是最具有临床应用前景的成体干细胞之一。

目前ADSCs 用于治疗神经系统疾病的动物实验及临床研究已多见报道。一项随机三盲安慰剂对照临床试验表明，将富集ADSCs 的自体脂肪组织移植到试验组受试者上臂皮下，121 d 后移植物仍存活，体积显著大于对照组（未富集ADSCs 的自体脂肪组织），且未观察到严重不良反应[9]。亦有临床试验证实，与ADSCs 生物学特性相似的骨髓间充质干细胞用于治疗缺血性心肌病[10]和耐药结核[11]安全有效。Ra 等[12]报道用自体ADSCs 静脉移植治疗8 例脊髓损伤后遗症的患者，使患者神经功能明显改善，且不具有致瘤性。有报道人ADSCs静脉移植[13]和侧脑室移植[14]可改善脑出血模型大鼠的神经功能。将miRNA-34a 过表达的脂肪干细胞移植大鼠坐骨神经损伤模型后可增强坐骨神经修复与再生[15]。上述研究表明，ADSCs 移植治疗神经系统疾病具有可靠、安全、稳定的疗效，具有促进神经再生的潜能。

ADSCs 由 Zuk 等[3]在 2001 年首次从人类脂肪细胞中发现，能在体外稳定扩增，并具有多向分化潜能。在体外特定条件下，ADSCs不仅能向中胚层细胞分化，还能够跨胚层分化为神经细胞等外胚层细胞及肝细胞等内胚层细胞。ADSCs 较其它组织来源的干细胞具有以下优势：来源广泛，体内储备

3 ADSCs 联合三维生物支架移植治疗坐骨神经损伤

许多学者还采用ADSCs 与组织工程中的生物支架材料构建成三维复合物联合移植来促进坐骨神经的再生与修复，但目前还没有公认的最理想的生物支架[16]。生物支架对移植的细胞起锚定作用，在体内、外为移植细胞提供天然的三维支持，还可释放某些生物信号引导移植细胞生长、增殖及迁徙，并阻止其它的组织长入损伤区。2011 年Liu 等[17]将PKH26 标记的带有红色荧光的 ADSCs 与培养基混悬液注射到硅胶管中，并将其移植到大鼠坐骨神经10 mm 缺损的模型中。术后2 周ADSCs 组的神经营养因子的表达较对照组明显增多，如脑源性神经营养因子（brain derived neurophic factor，BDNF）、神经营养因子-3（ neurotrophin-3，NT-3）及胶质细胞源性神经营养因子（glial cell line derived neurotrophic factor，GDNF）。术后6 周，ADSCs 组的大鼠行走步态分析、神经传导速度、潜伏期及波峰、神经纤维数目、轴突直径、髓鞘厚度均比对照组有明显改善。2012 年Gu 等[18]将ADSCs 向神经元方向诱导分化的细胞注射到硅胶管中并移植到大鼠坐骨神经10 mm 损伤处，12 周后发现诱导分化组髓鞘神经纤维的长度、神经传导速度、Nestin、S100 和胶质纤维酸性蛋白表达水平，均优于未诱导分化组；但是未诱导分化组神经髓鞘直径及厚度方面优于诱导分化组；移植的2 组有髓鞘神经纤维的长度、神经传导速度、神经髓鞘直径及厚度均优于空白对照组。2013 年Rahim 等[19]将未分化的ADSCs 与培养基混悬液注射到硅胶管移植到小鼠坐骨神经10 mm 的损伤区，不仅发现小鼠的步态分析、肌肉萎缩较对照组明显改善，也发现术后4、8、12 周实验组的S-100 表达量高于对照组。这表明移植的ADSCs 可能在坐骨神经损伤区域受微环境影响诱导分化形成施万细胞，促进了坐骨神经损伤的修复。2015 年有学者用软骨素酶ABC 处理的脱细胞神经与诱导分化的ADSCs 联合移植修复SD 大鼠15 mm 坐骨神经缺损，实验结果显示患侧神经传导速度、复合肌肉动作电位、三头肌湿重恢复率和有髓轴索计数均显著高于其他各组，在促进神经再生方面两者具有协同作用[20]。

4 ADSCs移植促进神经再生可能的机制及展望

目前认为干细胞移植治疗主要通过减轻早期炎症反应、减少神经细胞死亡、外源性细胞直接替代及促进内源性神经发生、血管形成等机制起作用[21]。除此之外，诱导后的ADSCs 促进神经再生可能的机制主要有以下3 个方面：

4.1 ADSCs 多向分化潜能

ADSCs 在体外特定的诱导条件和体内损伤微环境下可诱导分化为神经样细胞和胶质样细胞[14,18,19,22,23]。目前已有采用包埋在胶原中的神经前体细胞来修复大鼠15 mm 坐骨神经缺损的实验研究获得成功[24]。在大鼠脑出血模型中，造模48 h 后侧脑室内注射ADSCs，可动态观察到其向血肿周边区迁移并向神经终末细胞分化，伴有大鼠神经功能显著恢复[14]。

4.2 分泌神经营养因子

ADSCs 诱导后可以分泌更多的神经营养因子[17]，促进神经纤维数目增多、轴突直径及髓鞘厚度增加。2013 年TOMITA等[22]将人的ADSCs 体外诱导成星形胶质样细胞，与未诱导分化的细胞相比，它们可以分泌更多的神经营养因子，促进神经元细胞产生更多和更长的突起，如BDNF、GDNF 及神经生长因子（nerve growth factor，NGF）。若将诱导分化的ADSCs 注射到胫神经钳压伤的大鼠体内，发现可改善损伤神经的髓鞘生长速度。同年Paul J.Kingham 等[23]也证实了人的ADSCs 可在体外诱导成星形胶质样细胞，它们能够分泌神经营养因子，并在体外促进背根神经节神经元轴突的再生，如BDNF、GDNF、血管内皮生长因子（vascular endothelial growth factor，VEGF）-A及angiopoietin-1 蛋白。将诱导分化的细胞移植到大鼠坐骨神经横断损伤处，2 周后发现坐骨神经再生的轴突长度较对照组长。2016 年 Hsieh 等[25]将 ADSCs 与 PLA 导管相复合，然后植入10 mm 大鼠坐骨神经缺损处，发现ADSCs 可能与内源性施万细胞相互作用，释放神经营养因子促进坐骨神经的再生。

4.3 ADSCs 促进血管生成

ADSCs 促进灶周的新生血管生成，为神经再生提供所需的物质。在大鼠脑出血模型中，侧脑室内注射ADSCs 后可上调VEGF 的表达[14]。用纤维蛋白胶重悬的ADSCs 移植入大鼠坐骨神经切断模型中，发现ADSCs 积极参与神经再生和相关血管生成过程，促进了坐骨神经损伤后的神经再生[26]。

综上所述，与ADSCs 相同，ADSCs 来源的神经前体细胞也具有易大量获取、可自体移植、无免疫排斥反应、不涉及伦理学问题等优势。将ADSCs 体外诱导分化至神经前体细胞阶段与三维生物支架进行联合移植，不仅避免了ADSCs 向成脂、成骨等方向分化所带来的潜在风险，还可提高向神经终末细胞的分化效率和促进坐骨神经损伤后神经再生与修复。因此，ADSCs 诱导分化的神经前体细胞可作为移植治疗坐骨神经损伤的理想种子干细胞，再联合三维生物支架移植可能会成为坐骨神经损伤的有效治疗方法。