一例蛋鸡传染性喉气管炎的诊治与体会

祖立闯，薛凌壮，王 艳，苗立中*(. 山东绿都生物科技有限公司，山东 滨州 56600； . 山东省临清市畜牧兽医局，山东 临清 5600； . 山东省滨州畜牧兽医研究院，山东 滨州 56600)

鸡传染性喉气管炎(Infectious laryngotracheitis，ILT)是由疱疹病毒科(Herpesviridae)α疱疹病毒亚科(Alphaherpesvirinae)的鸡传染性喉气管炎病毒(Infectious laryngotracheitis virus，ILTV)引起鸡的一种急性呼吸道传染病，其特征表现为呼吸困难、喉部和气管黏膜肿胀、咳嗽及咳出含有血液的渗出物[1-2]。ILTV只能水平传播，病毒可以潜伏在三叉神经节等部位使病鸡终身带毒，病鸡和带毒鸡是主要传染源，主要通过气管黏膜和眼结膜途径感染[3]。近年来，随着我国养鸡业的规模化快速发展，ILT呈现出“老病新发”、以“非典型”和“温和型”症状为主的流行新特征[4-5]，给我国鸡病的临床诊断增加了难度，并造成了巨大的经济损失。2017年1～3月，山东蛋鸡养殖场发生了ILTV感染病例，通过对病死鸡的临床症状观察，结合病理剖检和实验室诊断，最终才对该病例进行了确诊，现将整个诊疗过程介绍如下，为相同疾病的诊治提供参考。

1 发病情况

2017年1月26日，山东省临清市某鸡场一栋5 000只330日龄海兰灰鸡群(A鸡群)出现个别鸡只单侧眼流泪、喘鸣、怪叫等症状，精神萎靡、饮食减少、伸颈张口呼吸，每天死亡3～5只；到29日大群发病，咳嗽加重、张口喘吸、甩血痰，产蛋量减少、采食量骤减、死亡增加至30只；同时，相邻的7 300只210日龄京粉鸡群(B鸡群)也出现相似症状，因春节原因，拖到1月30日才来就诊。经询问，该场进行了新城疫、禽流感、传染性支气管炎等疫苗的免疫接种，但从未进行过ILT疫苗的免疫接种，遂按传染性喉气管炎病投药5 d，但未见疗效，死亡增至100只左右，怀疑有新城疫、禽流感等疾病混合感染，2月5日，送检病重鸡至实验室检验。

2 临床症状

A鸡群发病蛋鸡大棚饲养，通风不良，走进鸡舍明显感觉到氨气味、腥臭味；鸡群精神沉郁，饮食减少，由正常时的600 kg/d减少至400 kg/d，拉白稀粪，个别绿粪；部分鸡只鸡冠发绀，张口呼吸，呼噜音，咳嗽，咳带血黏液；少部分鸡只肿眼流泪，流涕，无法饮食，迅速消瘦；产蛋由发病之前的93 %左右降至最低66 %左右，蛋壳颜色变浅，但畸形蛋、沙皮蛋不多；到2月10日痊愈，最后因呼吸困难、消瘦、窒息至死亡约1 600只鸡。B鸡群症状大同小异，但总体较轻，到2月8日痊愈时共死亡700只左右。

3 病理变化

A鸡群解剖10只病死鸡，主要病变如下：气管浆膜外观不透明，色泽不均，出血斑6只；气管黏膜针尖状疱疹7只；气管有血色黏痰、干酪物6只；肺脏出血、肺支气管血栓、9只；肝脏色泽发暗、发黄、有出血点6只；腺胃黏膜水肿、出血点7只；肌胃内容物如黑焦油状2只，肌胃角质膜糜烂、易脱落1只，肌胃角质膜条纹状溃疡、米粒样肿胀甚至溃疡5只；肠道黏膜出血斑点5只，淋巴丛肿胀4只；卵泡出血、变形3只。B鸡群解剖5只病死鸡，主要病变有：气管浆膜外观色泽斑驳4只；气管黏膜针尖疱疹5只；血色黏液、条状黏痰3只；肺出血5只；其他器官如肝脏、脾脏、胃、肠道、卵巢和输卵管未见异常。

4 细菌观察与分离培养

将无菌采集的A鸡群和B鸡群病死鸡喉头、气管等组织样品涂片、革兰氏染色、镜检，均未见任何细菌。将无菌采集的A鸡群和B鸡群病死鸡喉头、气管等组织样品分别接种于鲜血琼脂平板、麦康凯琼脂平板、厌氧肉肝汤中进行细菌分离培养，均未见任何细菌生长。

5 病毒PCR检测与分离鉴定

5.1 病料样品PCR检测

分别设计合成针对鸡传染性喉气管炎病毒(ILTV)、鸡新城疫病毒(NDV)、鸡传染性支气管炎病毒(IBV)、H9亚型禽流感病毒(AIV-H9)、I亚群禽腺病毒(Fav-I)、禽网状内皮组织增生病病毒(REV)、禽呼肠孤病毒(ARV)特异性检测引物(详见表1)。利用病毒基因组DNA/RNA提取试剂盒(美国AXYGEN公司产品)分别提取A鸡群和B鸡群临床病料样品的病毒基因组DNA/RNA。分别利用以上7对特异性检测引物对病毒基因组DNA/RNA进行PCR/RT-PCR检测(详见表1)，PCR扩增产物经1 %琼脂糖凝胶电泳检测显示，只有ILTV检测引物的PCR扩增产物在位于约427 bp处均具有特异性条带(如图1所示)，与预期大小相符。

表1 引物与PCR扩增信息表Table 1 Information of primers and PCR amplification

5.2 病毒分离与鉴定

无菌采集病死鸡的喉头、气管等组织，将其与3倍体积灭菌生理盐水混合、碾磨，反复冻融3次，12 000 r/min离心10 min，取上清液经0.22 μm滤膜过滤除菌后，经绒毛尿囊膜途径接种10日龄SPF鸡胚(购自济南斯帕法斯家禽有限公司)10枚，0.2 mL/胚，37 ℃孵育至5 d，经盲传3代后，剖检鸡胚可见胚体全身具有出血点、绒毛尿囊膜增厚、绒毛尿囊膜表面具有大量白色痘斑等特征性病变，无菌收取鸡胚的尿囊液和绒毛尿囊膜。按照5.1的方法分别对A鸡群和B鸡群的分离毒株进行PCR检测，结果显示只有ILTV引物扩增为阳性，其余引物扩增均为阴性。

6 综合诊断结果

综合发病情况、临床特征、病理变化等临床诊断以及细菌观察与分离培养、病毒PCR检测与分离鉴定等实验室诊断结果，综合确诊此次疫病为ILT。

图1 PCR扩增结果M. DL-2 000 Marker；1. A鸡群ILTV；2. B鸡群ILTV；3. ILTV标准毒株对照；4. ILTV阴性对照；5. A鸡群NDV；6. B鸡群NDV；7. NDV标准毒株对照；8. NDV阴性对照；9. A鸡群IBV；10. B鸡群IBV；11. IBV标准毒株对照；12. IBV阴性对照；13. A鸡群AIV-H9；14. B鸡群AIV-H9；15. AIV-H9标准毒株对照；16. AIV-H9阴性对照；17. A鸡群FAV-I；18. B鸡群FAV-I；19. FAV-I标准毒株对照；20. FAV-I阴性对照；21. A鸡群ARV；22. B鸡群ARV；23.ARV标准毒株对照；24. ARV阴性对照；25. A鸡群REV；26. B鸡群REV；27. REV标准毒株对照；28. REV阴性对照.Fig.1 Results of PCR amplificationM. DL-2 000 Marker；1. A chicken flock ILTV；2. B chicken flock ILTV；3. ILTV standard strain control；4. ILTV negative control；5. A chicken flock NDV；6. B chicken flock NDV；7. NDV standard strain control；8. NDV negative control；9. A chicken flock IBV；10. B chicken flock IBV；11. IBV standard strain control；12. IBV negative control；13. A chicken flock AIV-H9；14. B chicken flock AIV-H9；15. AIV-H9 standard strain control；16. AIV-H9 negative control；17. A chicken flock FAV-I；18. B chicken flock FAV-I；19. FAV-I standard strain control；20. FAV-I negative control；21. A chicken flock ARV；22. B chicken flock ARV；23.ARV standard strain control；24. ARV negative control；25. A chicken flock REV；26. B chicken flock REV；27. REV standard strain control；28. REV negative control

7 治疗与预防方案

A鸡群因就诊时发病率较高，未敢紧急免疫，只采取了清肺平喘、止咳化痰、防继发感染等保守治疗。1月30日至2月4日饮服麻杏石甘汤、薄荷桉叶油及强力霉素，效果不理想；2月5日至2月10日，考虑到部分鸡只有腺胃炎、肌胃炎、肝炎的症状，在原方基础上又加上转移因子、葡萄糖氧化酶和胆汁酸方才治愈。

B鸡群因鸡群发病晚、发病率低、症状轻，遂采取紧急免疫，1月30日，利用转移因子稀释国产ILT活疫苗，以1.5羽份/只的剂量点眼接种，同时饮服麻杏石甘汤、薄荷桉叶油和强力霉素，前4 d病情加重，之后逐渐好转，2月8日完全痊愈。

1月31日，对未发病的9 200只青年鸡群实施紧急免疫，转移因子稀释ILT活疫苗，以1.2羽份/只的剂量点眼接种，除个别鸡出现免疫反应外，大群未发病。

8 讨 论

近年来ILT弱毒疫苗已在我国部分地区开始广泛使用，但由于ILT弱毒疫苗存在毒力返强风险，且弱毒疫苗株也能引起鸡群的潜伏感染，从而导致免疫鸡群和非免疫鸡群同样存在ILTV感染隐患。目前虽然不能确定“非典型”和“温和型”ILT病例是否由疫苗株的毒力返强所致[6]，但“非典型”和“温和型”病例给ILT的诊断与防治确实增加了极大困难，尤其是“非典型”和“温和型”ILT病例的临床特征与传染性支气管炎、新城疫、禽流感等呼吸道疾病均极其相似，均表现为气喘、呼吸困难、咳嗽、啰音等，仅通过临床特征难以进行鉴别诊断，为避免误诊及漏诊的发生，需借助实验室方法进行确诊。ILTV实验室诊断方法主要有病毒分离、血清学和分子生物学方法，其中血清学方法检测ILTV的潜伏感染具有一定的滞后性，因ILTV可在鸡胚绒毛尿囊膜上形成明显的灰白色坏死灶或痘斑，可通过鸡胚绒毛尿囊膜接种途径分离病毒即可作出实验室诊断，而PCR方法作为常用的分子生物学诊断技术，具有操作简单、特异性强、敏感性高等优点，能够检测处于免疫耐受状态机体中的ILTV，可作为ILTV潜伏感染的实验室检测手段。本病例中采用PCR检测和病毒分离2种诊断方法综合确诊为ILTV感染，使诊断结果更加准确和可靠。

ILT是近几年老病新发疾病，结合目前我国养禽水平和生物安全现状，疫苗免疫接种和加强饲养管理仍是防控ILT的主要措施，养殖单位应根据自身情况选择合适的疫苗和免疫程序，确保鸡群具有一定的保护力。同时在日常养殖中应定期消毒，尽量采用全进全出的饲养模式，鸡舍要注意通风换气，保持舍内空气清新，无有害气体和灰尘，严谨饲喂发霉、变质饲料，使鸡群在良好、舒适的饲养环境中处于最佳的生长发育状态，可有效预防ILTV的感染。

针对ILT发病鸡群的治疗，紧急免疫仍然是最有效的措施，但是在实施之前必须做好鉴别诊断：有无低致病禽流感、新城疫、腺病毒等常发病毒病的混合感染，是否有白色念珠菌感染(嗉囊炎)、霉菌感染(肺、气囊结节、肌胃炎)、霉菌毒素感染(腺胃炎、肝炎)等引起的亚健康或免疫抑制，支原体、大肠杆菌、链球菌等条件性致病菌感染是否严重；临床诊断时至少解剖5只发病最早的鸡只，仔细剖检甄别，如有上述任何一种情况存在，宁可采取保守治疗措施，不可盲目紧急免疫，否则可能会造成巨大损失。本病例中的老鸡群死亡率达到30 %，与霉菌和霉菌毒素感染不无关系。笔者亲历9 500只320日龄鸡群，呼吸道病刚刚痊愈3天，又发生ILT，乡村兽医建议紧急接种进口ILT疫苗，结果导致3 000多只鸡死亡，不得已全群淘汰，损失惨重，这可能与低致病型禽流感有关。因此，望广大同仁临诊时要慎之又慎，不能确诊的要及时送检化验，争取最佳治疗时机。

参考文献:

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[6] 王瑞，殷冬冬，周晓雅，等．鸡传染性喉气管炎病毒安徽株AH-XY15的分离鉴定[J]．中国兽医科学，2016，46(10)：1287-1293．