瞬时受体通道V1生理特性研究进展*

张庆奎 刘若卓 于生元△

(1中国人民解放军总医院神经内科，北京 100853；2中国人民解放军总医院海南分院神经内科，三亚 572013)

·综 述·

瞬时受体通道V1生理特性研究进展*

张庆奎1刘若卓2△于生元1△

(1中国人民解放军总医院神经内科，北京 100853；2中国人民解放军总医院海南分院神经内科，三亚 572013)

瞬时受体电位香草酸亚型1 (transient receptor potential vanilloid 1, TRPV1) 属于TRP (transient receptor potential) 家族,主要分布在哺乳动物C类神经纤维，对多种理化、温度、机械刺激敏感。TRPV1是一种非选择性阳离子通道，并对钙离子具有高通透性，与配体结合后激活，导致钙离子等内流，细胞内钙离子增加，进而引起一系列细胞内生理性或病理性反应，最终在疼痛等病理机制中发挥关键作用。 本文就TRPV1通道结构、激活物及通透性，通道影响因素及其脱敏现象等予以综述，探究TRPV1通道研究的最新进展。

瞬时受体电位香草酸亚型1；疼痛；中枢敏化；痒觉

哺乳动物感应有害刺激的主要传入神经元大部分属于C类多功能伤害感受器。 它们对多种类型的刺激敏感，包括辣椒素(统称为香草酸)类化学物质、伤害性热刺激 ( ＞ 42℃) 和中度至高强度的机械刺激。此类神经元对香草酸膜反应的系列研究表明，这些化合物通过打开特定非选择性阳离子通道发挥作用。强效的香草酸激动剂树脂毒素 (resiniferatoxin)与背根神经节神经元细胞膜的特异性结合以及竞争性的香草酸拮抗剂辣椒平(capsazepine) 1992年的发现，证明了特定受体的存在，1997年该受体被克隆并命名为香草酸受体亚型1 (vanilloid receptor 1,VR1)，2002年被正式更名为TRPV1[1]。

TRPV1属于TRP家族，TRPV1受体可能是TRP家族当前研究最为充分的一员，其在疼痛生理学和药理学中的重要角色使它成为研究TRP家族的代表[2]。它是一种非选择性阳离子通道，且对钙离子具有高通透性，与配体结合后激活，导致钙离子等内流，细胞内钙离子增加，进而引起一系列细胞内生理性或病理性反应，包括热和化学感应、神经源性炎症、神经介质释放的突触前调节以及痒觉等[3]。

1.TRPV1的结构

TRPV1在1997年首次被成功克隆，属于TRP家族，它们的蛋白结构基本类似，都是四聚体结构，其中每个亚基具有6次跨膜螺旋 (S1-S6) 和较短的孔形螺旋 (pore helix)。与电压门控离子通道如Kv1.2类似，每个亚基的跨膜螺旋形成两个不同的“束”。从顶部观察，S1-S4组成的“束”位于通道的周边，S5-S6组成的“束”形成中心的离子渗透通道即孔形结构 (pore domain)。N端和C端均位于胞质侧，其中N端包含六个锚蛋白重复序列[4]。近年来随着冷冻电子显微镜 (cryoelectron microscopy, cryoEM) 技术的发展，实现了对大蛋白质复合物原子水平的3D重建，但对于TRP通道等较小的膜蛋白仍处于较低分辨率水平[5]。Liao等(2013) 通过改进cryoEM技术，得到了TRPV1通道3.4 Å分辨率的3D重建图像。TRPV1由类似电压门控钠钾通道的的四聚体组成。每个亚基由六个跨膜α-螺旋 (S1-S6) 和P环螺旋 (P-loop helix) 组成。四个亚基呈圆锥状构象，S5和S6以及P环构成通道的中心孔，其侧面是由S1-S4形成的类电压传感器状结构。通过比较激活与未激活状态TRPV1冷冻电镜下的构型变化，Erhu Cao (2013年)发现孔型结构内存在两个门控部位。上方门控靠近胞外，是开口呈“口袋型”的选择性滤器 (selectivity fi lter),残基G643-D646构成孔的内壁。在选择性滤器下面，即靠近胞质侧，通道通向一个充水腔，下方门控即靠近胞內的S6疏水区域将充水腔与细胞液隔离。TRPV1的开放与上方门控构型重组和下方门控显著扩张相关，提示激活的双门控机制[6～8]。

2.TRPV1通道激活物

TRPV1是一个对热和多种化学物质敏感的通道，对许多伤害性刺激均可产生反应，如辣椒素、伤害性热刺激 ( ＞ 42℃)、电压、酸性pH和一些脂质代谢产物 (类花生酸、大麻素、N-花生四烯酰多巴胺、油酰乙醇胺)，近些年来又陆续发现对某些生物毒素 (狼蛛毒素、蜈蚣毒素等)、二价金属离子(Mg2+和Ba2+) 敏感。这些伤害性刺激均可通过别构调节激活TRPV1通道，不同的配体存在不同的结合位点，如质子和生物毒素是结合到位于胞外的孔形结构，而辣椒素结合到孔型结构的跨膜区域—辣椒素结合位点 (vanilloid binding site, VBS)[9]。尽管不同刺激物的结合位点各不相同，但它们均可以通过某种途径激活离子通道。CryoEM技术实现了精确定位辣椒素等刺激物与TRPV1的结合位点，但其与相应位点的结合方式和结合后激活机制仍待进一步研究。

3.TRPV1通道离子通透性

通透性是离子通道的重要特性，通透性的改变Mg2+与2+众多病理状态相关。TRPV1通道为非选择性阳离子通道，对单价阳离子通透性基本相似，但对二价阳离子通透性存在差异 (通透性：Ca2+＞Mg2+＞ Na+≈ K+≈ Cs+)。人胚肾 (Human Embryonic Kidney, HEK) 细胞转染的TRPV1通道对钙离子有非常高的相对渗透率(辣椒素激活情况下通透性比值：PCa/PNa= 9.60; PMg/PNa= 4.99)，超过大多数非选择性阳离子通道，与NMDA型谷氨酸受体和α7烟碱乙酰胆碱受体报告的值相似[4]。Tominaga (1998)发现HEK细胞转染的TRPV1通道热刺激激活时PCa/PNa为3.8，明显低于先前报道辣椒素激活时的数据[10]。Nagy (1999) 先后研究了大鼠脊髓背根神经节神经元上的TRPV1通道分别在辣椒素和伤害性热刺激作用下的离子通透性，发现热刺激时钙离子通透性低于辣椒素刺激 (PCa/PNa分别为0.9、1.9)[11]。

Zeilhofer (1997) 应用钙指示剂和膜片钳技术得出TRPV1通道开放时钙电流占全细胞电流比例(Pf)，发现Pf值与刺激物种类、细胞外钙离子浓度相关，辣椒素作用下Pf值为4.3%，酸性溶液刺激时Pf明显低于辣椒素刺激，随着pH值逐渐增加Pf值相应升高 (pH值为5.1、5.6、6.1时，Pf分别为1.65%、2.12%、2.38%)，此外细胞外钙离子浓度增加Pf也成增加趋势。Zeilhofer据此推测辣椒素和氢离子刺激的是不同的离子通道[12]。Damien (2008)同样观察到钙电流受激活方式的调节，生理条件下氢离子激活钙电流的Pf值 (6.6%) 显著低于辣椒素激活钙电流的Pf值 (9.9%)。运用定点突变技术，Damien发现Pf值降低是位于孔形结构开口处的三个氨基酸残基 (Asp646、Glu648和Glu651) 质子化后，负电荷被中和所致，而非Zeilhofer所认为的不同离子通道激活[3]。

基于戈德曼 (Goldman–Hodgkin–Katz, GHK) 恒定电场方程计算出电流的翻转电位 (current reversal potentials)，结合细胞内钙指示剂 (fura-2)，可计算得出钙离子的相对渗透性PCa/PNa，研究者(2008)发现钙离子的相对通透性并非恒定，与时间呈相关性[3,13]。事实上GHK模型的应用存在一定限制，其中跨膜相对离子浓度必须已知，但是因为细胞内钙指示剂存在饱和现象，尤其是接近细胞膜的细胞液，钙离子浓度变化测定可能存在偏差。Damien和Evan (2016) 认为基于此得来的PCa/PNa存在误差，然后他们通过相应的校正后，测定辣椒素持续激活下的TRPV1通道，得出了不同于以往的结论，即钙Pf值和PCa/PNa均保持恒定。[14]这提示我们在今后钙离子通道研究时，特别是针对具有较大电流密度的Ca2+高通透型离子通道，需要考虑到流入细胞的Ca2+可能并不能被指示剂很快完全缓冲，钙Pf值和PCa/PNa也可因此被低估。

TRPV1通道对大分子阳离子同样通透，如胍盐、葡萄糖胺 (N-methyl-D-glucamine, NMDG)、碘化丙啶染色剂YO-PRO1、苯乙烯基染料FM1-43、庆大霉素等。随着离子通道的持续激活，上述大分子阳离子通透性升高，研究者认为其机制可能与孔形结构扩张 (pore dilation) 相关，而非另外的特异离子通道开放[13,14]。Clare (2015) 通过比较TRPV1通道孔形结构上的多个残基突变型，对大分子阳离子通透性的差异，发现孔形结构几个特定位点上的侧链相互作用与其离子选择性相关。关于这些突变型对生理相关更为密切的离子如Ca2+的通透性影响如何仍待进一步研究[15]。

4.TRPV1通道的调节因素

（1）离子对TRPV1的调节

TRPV1通道的调节相当复杂，调节因素众多。其不同激活物之间也相互影响，例如Ca2+、Mg2+低浓度时促进离子通道开放，高浓度时可直接开放离子通道[10]，辣椒素、氢离子和热等可致通道对电压敏感[16]。Ohta (2008)发现细胞外钠离子在室温下可抑制TRPV1通道，提示其存在调控通道的钠离子结合位点。Jara-Oseguera (2016)进一步证实了在室温条件下，细胞外钠离子与胞外孔型结构上的相关位点结合是稳定TRPV1通道处于关闭状态所必须，移去细胞外钠离子可致离子通道开放。Jordt (2000)曾报道弱酸性溶液可增强热对TRPV1的激活作用[17]。Jara-Oseguera 证实H+可使TRPV1通道酸性残基质子化，引起Na+与相关位点的结合减少，间接激活通道。如此生理状态下，Na+在调控TRPV1通道对热和酸敏感性中起根本作用。不过胞外孔形结构的离子结合位点并非Na+高度选择，细胞外液中加入K+、Rb+、Tris+、Cs+、Li+等均可产生同样作用，其中K+几乎与Na+等效[16]。该系列研究似乎与Ahern (2005) 的实验结果存在矛盾，Ahern增加细胞外液Na+浓度50 mM后，观察到由辣椒素激活的通道电流增加了3倍[10]。我们分析生理状态下，细胞外钠离子是构成渗透压的重要成分，渗透压过高或过低都会对机体形成伤害，TRPV1可能参与渗透压的双向调节。

氢离子对TRPV1通道的调节存在两种完全相反的效应，除了为人熟知的通道激活作用外，氢离子同时可抑制通道的通透性。Lee和Zheng (2015)发现氢离子激活TRPV1离子通道后，移去氢离子可产生一过性的电流增强，振幅明显高于之前，这种现象称为撤光反应 (OFF response)[18]。组织缺血发生时细胞外液氢离子浓度升高，再灌注后氢离子浓度下降，可推测氢离子对TRPV1通道的这一特殊效应可能参与再灌注损伤。

（2）磷脂酶C (PLC)途径对TRPV1的调节

PLC催化酰肌醇二磷酸 (PIP2) 分解产生三磷酸肌醇 (IP3) 和二酰甘油 (DAG) 两个第二信使，是存在于胞浆膜上的一个关键酶。机体在受到损伤或炎症时，免疫细胞和受损组织会释放一系列促炎性介质，如缓激肽、ATP、前列腺素和趋化因子等，这些介质通过激活G蛋白偶联受体激活PLC途径[19]。目前PIP2对TRPV1通道发挥重要调控作用已得到广泛认可，但是其效应是促进还是抑制激活仍存在争议。最初全细胞(whole-cell) 膜片钳技术实验发现PIP2抑制TRPV1通道激活，应用PLC分解PIP2后可解除抑制[20]。之后一系列应用游离内膜向外式记录的膜片钳(excised inside-out patches)实验证实，PIP2促进TRPV1激活，在细胞背景下TRPV1激活也需要内源性的PIP2。游离膜片TRPV1激活的去抑制提示PIP2为间接抑制，而对分离纯化的TRPV1的激活抑制又提示其为直接抑制[21]。很明显关于PIP2的调节作用及其机制仍有很多工作要做。

（3）TRPV1在细胞膜上运动性 (mobility) 调节

膜的流动镶嵌模型说明细胞膜是一种动态的结构, 具有膜蛋白的运动性 (mobility) 和膜脂的流动性( fl uidity)。特异性信号分子可使相应受体蛋白在细胞膜表面移动，目前有关方面的实验研究很少。已证实在Orai家族Ca2+释放激活钙离子通道 (Ca2+-release activated channels, CRAC) 信号转导中，其通道的运动性调节发挥关键作用。CRAC在静息细胞呈全细胞膜扩散，当内质网中钙离子浓度降低，CRAC则反应性的在与内质网临近的胞膜处聚集并激活[22]。Senning和Gordon (2015) 实验发现静息态的TRPV1在细胞表面自由移动，且运动性在细胞与细胞乃至通道与通道之间存在差异，在细胞外钙离子存在的情况下施加辣椒素，可致TRPV1运动性明显下降。他们据此推测TRPV1激活后的膜上反应与CRAC类似，即通过运动性调控使TRPV1在生理功能相对更为密切的胞膜区域聚集，从而发挥更为有效的作用[23]。有关TRPV1运动性的研究远没有CRAC充分，其激活后呈细胞外钙离子依赖的运动性下降，这一机制仍待探索。

(4) TRPV1的转位 (translocation) 调节

外周神经元细胞膜TRPV1表达增加对炎症性痛觉过敏 (hyperalgesia) 产生至关重要[24]。胞浆中的含TRPV1的囊泡以胞吐形式转移到细胞膜，这一过程称为转位，蛋白激酶C (PKC) 激活即可引起功能型的TRPV1快速转位，偏头痛预防常用制剂肉毒素A可抑制PKC介导的此效应[25]。神经生长因子等促炎性因子也可通过Srk激酶介导的通道酪氨酸磷酸化实现TRPV1转位，增加其细胞膜表达[26]。

在肽能感受器上，TRPV1与主要的促炎性神经肽降钙素基因相关肽 (Calcitonin gene related peptide, CGRP) 和P物质共表达。这些神经肽选择性的存贮在大而具有致密中心的囊泡 (Large Dense-Core Vesicles, LDCVs)，感受器受到炎性刺激时LDCVs胞吐释放，这一过程呈钙依赖性，由SNARE介导[27]。Devesa(2014)利用双重免疫荧光染色发现α-CGRP阳性的LDCVs共表达TRPV1，进一步研究发现α-CGRP在ATP诱发的TRPV1转位发挥不可或缺作用，在α-CGRP基因敲除小鼠ATP不能使TRPV1表达增加，且小鼠未出现痛觉过敏现象[28]。Mathivanan (2016) 发现缓激肽通过缓激肽B2受体发挥与ATP类似作用，应用胞吐特异性抑制剂DD04107显著抑制缓激肽介导的受体上调[29]。Meng (2016) 证实TNFα诱发包含突触相关膜蛋白1 (Vesicle-associated membrane protein 1, VAMP1) 的LDCVs胞吐增加，TRPV1和TRPA1膜表达共同上调，二者荧光染色密度均增加约3倍，这一效应可被肉毒素A抑制[30]。

由上可见，病理状态下的伤害性刺激有单通道敏化和细胞敏化双重层面的致痛觉敏化机制。单通道敏化表现为各类刺激物降低TRPV1对温度、电压等固有刺激的阈值，细胞敏化表现为通过LDCVs胞吐使TRPV1和TRPA1共转位。细胞敏化过程中，TRPV1激活，钙离子内流增加，导致钙依赖性的LDCVs胞吐，进而CGRP释放、TRPV1和TRPA1膜表达增加，此时CGRP反过来又促进LDCVs胞吐，形成正反馈，我们认为这一过程可能在痛觉敏化中起到关键作用。设法阻断LDCVs胞吐不仅可减少CGRP释放，也可降低TRPV1、TRPA1膜表达量，Ponsati (2012) 证实DD04107在慢性炎症性和神经病理性疼痛大鼠模型中的强效且持久的疼痛缓解作用[31]，肉毒素A也可抑制LDCVs转位，该药在偏头痛预防的良好效果也已得到临床试验支持，这些都表明此作用靶点对新药研制的重大价值。

5.TRPV1 脱敏 (desensitization) 现象

含辣椒素的各种软膏作为局部止痛制剂应用已有较长历史。局部皮肤涂抹辣椒素后，在初始的烧灼感后，感觉神经对热、辣椒素以及其它类型刺激均出现脱敏现象[32]。通过提高辣椒素浓度，已脱敏的TRPV1通道可恢复之前的敏感性[33]。在感觉神经细胞上长时程应用高浓度辣椒素，TRPV1通道电流表现为初始尖峰后跟着低平“平台”的双时相[34]。TRPV1脱敏呈钙依赖性，去除细胞外钙离子可致脱敏现象极大减弱甚至消失[35]。有关脱敏机制中最为认可的是内流钙离子诱发PLC激活进而引起PIP2水平下降。尽管上述(4.2节) PIP2对TRPV1活性调节的实验结果存在矛盾，数种可降低PIP2的磷酸肌醇磷酸酶均呈现出对TRPV1的抑制效应，而且PIP2与通道电流二者的下降水平呈现很好的相关性。在全细胞膜片钳实验中的玻璃电极内添加PIP2，TRPV1敏化现象减弱，不过并非完全消除，提示可能存在其它信号调控通路[36]。值得注意的是，缓激肽、ATP等促炎性因子也可激活PLC，与辣椒素脱敏效应不同的是它们最终敏化TRPV1，为何看似完全相同的信号通路却导致截然相反的两种效果呢？进一步机制仍待研究。

6.结语

综上所述，TRPV1是在哺乳动物C类神经纤维上的非选择性阳离子通道，对钙离子高通透。随着显微成像技术的发展其结构研究已达原子水平，可发现TRPV1激活时，通道蛋白构象发生变化，辣椒素等刺激物的结合位点也陆续被发现，但相应的结合方式以及结合后的激活方式仍属未知。TRPV1对多种伤害性刺激均可作出反应，其调节因素同样广泛， TRPV1是细胞对外界环境多种刺激的“整合器”，在组织受损或发生炎症时可引起单通道和细胞两个水平的敏化，引起机体痛觉过敏、痒感等。通过研究病理状态下TRPV1单通道及细胞水平改变，探索药理学特异性的作用靶点，可预见其在止痛药研制中重要的临床价值与广阔前景。

[1]Montell C, Birnbaumer L, Flockerzi V, et al. A uni fi ed nomenclature for the superfamily of TRP cation channels. Mol Cell, 2002, 9(2): 229 ～ 231.

[2]隋峰, 霍海如, 姜廷良,等. 痛觉感受相关的TRP离子通道蛋白研究进展. 中国疼痛医学杂志, 2009,15(1):50 ～ 53.

[3]Samways DS KB, Egan TM. Tunable Calcium Current through TRPV1 Receptor Channel. J Biol Chem, 2008,283: 31274 ～ 31278.

[4]Caterina MJ, Schumacher MA, Tominaga M, et al. The capsaicin receptor: a heat-activated ion channel in the pain pathway. Nature, 1997, 389(6653): 816 ～ 824.

[5]Hellmich UA, Gaudet R. High-resolution views of TRPV1 and their implications for the TRP channel superfamily. Handb Exp Pharmacol, 2014, 223: 991 ～1004.

[6]Cao E, Liao M, Cheng Y, et al. TRPV1 structures in distinct conformations reveal activation mechanisms.Nature, 2013, 504(7478): 113 ～ 118.

[7]Liao M, Cao E, Julius D, et al. Structure of the TRPV1 ion channel determined by electron cryo-microscopy.Nature, 2013, 504(7478): 107 ～ 112.

[8]Jorgensen C, Furini S, Domene C. Energetics of Ion Permeation in an Open-Activated TRPV1 Channel.Biophys J, 2016, 111(6): 1214 ～ 1222.

[9]Yang F, Zheng J. Understand spiciness: mechanism of TRPV1 channel activation by capsaicin. Protein Cell,2017, 8(3): 169 ～ 177.

[10]Ahern GP, Brooks IM, Miyares RL, et al. Extracellular cations sensitize and gate capsaicin receptor TRPV1 modulating pain signaling. J Neurosci, 2005, 25(21):5109 ～ 5116.

[11]Nagy I, Rang HP. Similarities and differences between the responses of rat sensory neurons to noxious heat and capsaicin. J Neurosci, 1999, 19(24): 10647 ～10655.

[12]Zeilhofer HU, Kress M, Swandulla D. Fractional Ca2+currents through capsaicin- and proton-activated ion channels in rat dorsal root ganglion neurones. J Physiol,1997, 503 ( Pt 1): 67 ～ 78.

[13]Chung MK, Guler AD, Caterina MJ. TRPV1 shows dynamic ionic selectivity during agonist stimulation.Nat Neurosci, 2008, 11(5): 555 ～ 564.

[14]Samways DS, Tomkiewicz E, Langevin OM, et al.Measurement of relative Ca2+permeability during sustained activation of TRPV1 receptors. P fl ugers Arch,2016, 468(2): 201 ～ 211.

[15]Munns CH, Chung M-K, Sanchez YE, et al. Role of the Outer Pore Domain in Transient Receptor Potential Vanilloid 1 Dynamic Permeability to Large Cations.J Bio Chem, 2015, 290(9): 5707 ～ 5724.

[16]Jara-Oseguera A, Bae C, Swartz KJ. An external sodium ion binding site controls allosteric gating in TRPV1 channels. eLife, 2016, 5: e13356.

[17]Jordt SE, Tominaga M, Julius D. Acid potentiation of the capsaicin receptor determined by a key extracellular site. Proc Natl Acad Sci USA, 2000, 97(14): 8134 ～8139.

[18]Lee BH, Zheng J. Proton block of proton-activated TRPV1 current. J Gen Physiol, 2015, 146(2): 147 ～ 159.

[19]Rohacs T. Regulation of transient receptor potential channels by the phospholipase C pathway. Adv Biol Regul, 2013, 53(3): 341 ～ 355.

[20]Prescott ED, Julius D. A modular PIP2 binding site as a determinant of capsaicin receptor sensitivity. Science,2003, 300(5623): 1284 ～ 1288.

[21]Poblete H, Oyarzun I, Olivero P, et al. Molecular determinants of phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate[PI(4,5)P2]binding to transient receptor potential V1(TRPV1) channels. J Biol Chem, 2015, 290(4): 2086 ～2098.

[22]Shaw PJ, Qu B, Hoth M, et al. Molecular regulation of CRAC channels and their role in lymphocyte function.Cell Mol Life Sci, 2013, 70(15): 2637 ～ 2656.

[23]Senning EN, Gordon SE. Activity and Ca(2)(+)regulate the mobility of TRPV1 channels in the plasma membrane of sensory neurons. Elife, 2015, 4: e03819.

[24]刘欣, 刘沙, 燕兰云,等. 偏头痛大鼠硬脑膜及三叉神经节上TRPV1的表达变化. 中国疼痛医学杂志,2012, 18(7):422 ～ 426.

[25]Burstein R, Zhang X, Levy D, et al. Selective inhibition of meningeal nociceptors by botulinum neurotoxin type A: therapeutic implications for migraine and other pains. Cephalalgia, 2014, 34(11): 853 ～ 869.

[26]Zhang X, Huang J, McNaughton PA. NGF rapidly increases membrane expression of TRPV1 heat-gated ion channels. EMBO J, 2005, 24(24): 4211 ～ 4223.

[27]Gustavsson N, Wu B, Han W. Calcium sensing in exocytosis. Adv Exp Med Biol, 2012, 740: 731 ～ 757.

[28]Devesa I, Ferrandiz-Huertas C, Mathivanan S, et al.alphaCGRP is essential for algesic exocytotic mobilization of TRPV1 channels in peptidergic nociceptors. Proc Natl Acad Sci USA, 2014, 111(51): 18345 ～ 18350.

[29]Mathivanan S, Devesa I, Changeux JP, et al. Bradykinin Induces TRPV1 Exocytotic Recruitment in Peptidergic Nociceptors. Front Pharmacol, 2016, 7: 178.

[30]Meng J, Wang J, Steinhoff M, et al. TNFalpha induces co-traf fi cking of TRPV1/TRPA1 in VAMP1-containing vesicles to the plasmalemma via Munc18-1/syntaxin1/SNAP-25 mediated fusion. Sci Rep, 2016, 6: 21226.

[31]Ponsati B, Carreno C, Curto-Reyes V, et al. An inhibitor of neuronal exocytosis (DD04107) displays long-lasting in vivo activity against chronic inflammatory and neuropathic pain. J Pharmacol Exp Ther, 2012, 341(3):634 ～ 645.

[32]Szallasi A, Blumberg PM. Vanilloid (Capsaicin)receptors and mechanisms. Pharmacol Rev, 1999,51(2): 159 ～ 212.

[33]Novakova-Tousova K, Vyklicky L, Susankova K, et al.Functional changes in the vanilloid receptor subtype 1 channel during and after acute desensitization.Neuroscience, 2007, 149(1): 144 ～ 154.

[34]Lukacs V, Yudin Y, Hammond GR, et al. Distinctive changes in plasma membrane phosphoinositides underlie differential regulation of TRPV1 in nociceptive neurons. J Neurosci, 2013, 33(28): 11451 ～ 11463.

[35]Lukacs V, Thyagarajan B, Varnai P, et al. Dual regulation of TRPV1 by phosphoinositides. J Neurosci,2007, 27(26): 7070 ～ 7080.

[36]Carnevale V, Rohacs T. TRPV1: A Target for Rational Drug Design. Pharmaceuticals (Basel), 2016, 9(3): 2 ～20.

10.3969/j.issn.1006-9852.2017.10.008

北京市自然科学基金面上项目(No. 7162178)

△通讯作者 liuruozhuo301@163.com；yusy1963@126.com