王艳娉 杨俊龙 张小梅△ 张 源
(1昆明医科大学第一附属医院疼痛科,昆明 650032;2昆明医科大学第一附属医院骨科,昆明 650032)
软骨细胞微丝骨架的研究进展*
王艳娉1杨俊龙1张小梅1△张 源2△
(1昆明医科大学第一附属医院疼痛科,昆明 650032;2昆明医科大学第一附属医院骨科,昆明 650032)
微丝骨架是细胞骨架的主要成分之一,在细胞的多种生理活动中发挥着重要作用,包括细胞形态的改变、细胞器的转运、细胞迁移和粘附、细胞分泌和吞饮、细胞收缩环的形成、细胞外基质的形成等。相比其他细胞,软骨细胞的微丝骨架有很多独特之处,但针对该方面的研究,国内缺乏系统与全面的总结。本文就软骨细胞微丝骨架的结构与分布、功能、影响因素及其与骨关节炎的关系作一综述。
软骨细胞;微丝骨架;功能;影响因素;骨关节炎
细胞骨架是真核细胞的三维网络结构,微丝骨架作为细胞骨架的主要成分之一,在细胞的多种生理过程中都发挥着重要作用,包括细胞形态的改变、细胞器的转运、细胞迁移和粘附、细胞分泌和吞饮、细胞收缩环的形成、细胞外基质的形成等。软骨细胞微丝骨架除上述特性外,还对软骨细胞的表型维持、分化、力学特性等有着重要意义,同时又受到应力负荷、细胞骨架结合蛋白、细胞因子等多种因素的调节,不同的机械刺激还可导致细胞内部微丝骨架的结构和表达发生变化,并引起多样的细胞生物学反应,但具体机制目前尚不十分清楚[1]。软骨细胞微丝骨架的这些特性使其与骨关节炎等关节疾病之间存在着密切的联系,通过对软骨细胞微丝骨架的深入研究,可进一步了解这类关节疾病的发病机制,为疾病的预防和治疗带来新的思路。近年来,国外学者针对软骨细胞微丝骨架的生物学特性及相关机制方面做了一系列的研究探讨,但国内对于该领域的研究相对较匮乏,本文就软骨细胞微丝骨架目前的研究进展作一综述。
软骨细胞的微丝骨架(micro fi lament)是由肌动蛋白亚基聚合而成的直径约4~7 nm的实心状纤维,故又称肌动蛋白纤维(actin fi lament, AF)。肌动蛋白为球形蛋白,大小约43kDa,存在α、β和γ三种单体,软骨细胞的微丝骨架主要由β单体构成。在生理状态下,微丝骨架中肌动蛋白单体的聚合和解聚处于动态平衡,球形的单体聚合后可形成纤维状、具有高度组织性的微丝结构。肌动蛋白属ATP酶,单体在Mg2+、K+或Na+的诱导下发生聚合,伴随ATP的水解和肌动蛋白ADP单体的形成。微丝骨架还具有极性,正极端生长迅速,而负极端生长缓慢。生理状态下,Mg2+-ATP-肌动蛋白复合体形成微丝正极端延长的纤维状结构。随着肌动蛋白单体聚合,微丝延长,ATP水解,磷酸盐基团解离,微丝负极端的肌动蛋白ADP单体发生解离[2]。随后,肌动蛋白ADP单体转变为肌动蛋白ATP单体加入到正极端。微丝的这一过程称为“踏车现象”,是软骨细胞形态改变、细胞器转运以及细胞迁移的潜在驱动力。
软骨细胞的微丝骨架主要分布于软骨细胞表层。在软骨细胞内,微丝骨架于细胞膜下形成网状结构分布于整个细胞,主要在核周和细胞突起处聚集。宏观上,在软骨组织的不同深度,微丝骨架的这种胞内分布不发生改变。
微丝参与真核细胞的多种生理活动,包括细胞形态的改变、细胞器的转运、细胞迁移和粘附、细胞分泌和吞饮、细胞收缩环的形成、细胞外基质的形成等。除此之外,在软骨细胞中,微丝骨架也有其独特的功能。
软骨细胞微丝骨架具有维持其自身表型的功能,进而调节软骨细胞的形态。微丝骨架的重组会导致软骨细胞表型改变。已有研究表明,软骨细胞在单层培养或使用维甲酸处理后发生去分化现象——软骨细胞由球形变为扁平,表现出成纤维细胞样表型,软骨细胞合成的Ⅱ型骨胶原和蛋白多糖也随之减少,而Ⅰ型骨胶原合成增加,微丝结构发生改变,微丝延长。然而,在加入细胞松弛素D后,去分化的软骨细胞又重新变为球形,并重新表达Ⅱ型骨胶原和蛋白多糖[3]。细胞松弛素D是一种化学物质,可破坏软骨细胞微丝结构,在微丝的末端加帽,使微丝骨架变短、裂解。随后,Benya等人[4]的研究发现细胞松弛素D破坏微丝结构后,可使软骨细胞在不改变形态的条件下,增强Ⅱ型骨胶原的合成,证实了软骨细胞表型的重新表达并不是由于细胞形态的改变,而是由于微丝骨架结构发生了重排,微丝骨架的结构是决定软骨细胞表型的关键因素,软骨细胞的去分化或再分化均依赖于微丝骨架。Nofal等人[5]的研究也证实了这一点,利用细胞松弛素D破坏微丝骨架后,软骨细胞膜表面的CD44与其配体结合也减少,从而使得软骨细胞外周基质和细胞基质中的蛋白多糖合成减少。因此,微丝骨架对维持软骨细胞表型具有重要意义。
微丝骨架对软骨细胞的分化十分重要。早在1999年,Hayes等[6]学者的研究就发现,胚胎时期椎间盘纤维环发育时,纤维软骨细胞的主要特征是肌动蛋白表达上调,而在出生后不久,随着纤维软骨细胞分化形成纤维环,肌动蛋白纤维逐渐减少、消失。随后,Cai等[7]学者发现骨髓干细胞中和纤维软骨细胞中均表达α-肌动蛋白,故推测微丝骨架与软骨细胞的分化有关。近年来的研究表明,细胞松弛素D通过抑制微丝骨架肌动蛋白的聚合,可刺激人类间充质细胞和鼠胚胎干细胞分化为软骨细胞,相关机制可能是通过上调软骨形成相关转录因子SOX-9的表达完成的[8]。
微丝骨架的另一作用就是调节软骨细胞的生物力学特性,它在软骨细胞力传导中扮演着中心角色。研究表明,用细胞松弛素D处理软骨细胞后,微丝骨架被破坏,软骨细胞的刚性下降90%,粘弹性下降80%[9]。与破坏中间纤维和微管相比,破坏微丝骨架会导致压力下软骨细胞的刚性下降更明显[10]。Enda P. Dowling等学者[11]通过三维模拟技术发现软骨细胞微丝骨架发生重塑后,细胞对剪切力的抵抗也随之增强。
近年来,新的研究发现微丝骨架还可通过调节软骨细胞表层蛋白(super fi cial zone protein, SZP)的合成来调节软骨细胞的力学特性。SZP是由表层软骨分泌的一种粘液性蛋白多糖,对降低关节软骨的摩擦系数有重要意义。Schmidt等[12]人发现单层培养的软骨细胞,微丝延长,SZP合成增加,且SZP的增加与软骨细胞密度无关。另一方面,Klein等[13]人将软骨细胞培养于琼脂糖三维环境中,发现微丝骨架变短,SZP的合成减少约80%。Sean M等人的研究进一步证实了这一点,使用细胞松弛素D破坏微丝骨架后,SZP的合成被显著抑制,且呈剂量依赖性,这一过程是通过Rho家族作为介导实现的[14]。Rho家族是一组分子量在20-25kDa的GTP结合蛋白,具有GTP酶活性,故又称Rho GTP酶,常见的成员有Rho,Rac,Cdc42等。Rho家族可通过其效应分子参与到细胞的多种生理过程中。针对软骨细胞微丝骨架,Rho家族可通过RhoA、ROCK直接调控微丝骨架中肌动蛋白的聚合,从而发挥作用。
应力负荷是公认的调节微丝骨架的中心环节。应力负荷——包括流体静压、压缩力、牵张力、剪切力、渗透压等,均可导致微丝骨架结构改变。研究证实,将微丝骨架从软骨细胞纯化分离后,应力负荷可改变肌动蛋白纤维的结构。
大量研究表明流体静压和压缩力可导致体外培养的软骨细胞微丝骨架重塑。随着流体静压的增加,软骨细胞膜周微丝骨架的多边形排列逐渐消失,若持续作用时间小于两小时,引起的微丝结构改变是可逆转的[15]。同样,压缩力也可破坏微丝骨架,且与力的大小呈正相关。在0.5 MPa—4 MPa的循环压力下,软骨细胞微丝骨架未发生明显改变;15 MPa的循环压力下,微丝骨架数量开始减少;大于24 MPa的循环压力导致微丝骨架的网状结构几乎全部消失,软骨细胞随之回缩[16]。此外,软骨细胞渗透环境的改变也会对微丝骨架造成影响。在250 mOsm的渗透压下,软骨细胞周边的微丝骨架发生形态改变,随着渗透压的升高,微丝会逐渐发生重塑甚至瓦解[17]。
最近,Ganna Aleshcheva等[18]学者的研究证实重力也可改变软骨细胞的微丝骨架。将软骨细胞置于微重力装置下培养,发现在持续22秒的失重状态或31次抛物线飞行后,围绕软骨细胞膜边缘的微丝骨架发生了重组,相应的基因BMP-2和SOX-9也发生了上调,证明软骨细胞微丝骨架对重力变化十分敏感。
软骨细胞微丝骨架受多种肌动蛋白结合蛋白的调控。Arp2/3、肌动蛋白抑制蛋白等促进肌动蛋白的聚合作用;肌动蛋白解聚因子家族、肌动蛋白抑制蛋白、胸腺素β4等参与微丝的解聚作用;胶溶蛋白为微丝尾部加帽;细丝蛋白稳定微丝骨架,作为微丝骨架和细胞膜及跨膜受体联系的桥梁。最近的一项研究表明,Cfm蛋白也可改变微丝骨架,在Cfm1和Cfm2双基因敲除的小鼠模型中,小鼠软骨细胞的体积减小,细胞内微丝骨架的数量减少[8]。
细胞因子也能调控软骨细胞微丝骨架。由于细胞因子可影响软骨细胞的合成代谢活动,其对微丝骨架的调节可直接影响到细胞外基质的稳态。但目前针对细胞因子对微丝骨架影响的研究较少。研究表明,IL-1能增加软骨细胞中微丝骨架的数量。Chen C等[10]人通过免疫荧光检测,发现在体外培养的软骨细胞中加入IL-1β或TNF-α,其微丝骨架的免疫荧光标记增强,提示IL-1β或TNF-α促使微丝的表达上调。这些研究从蛋白水平证实了软骨细胞微丝骨架受细胞因子调控,同样,基因水平的研究也证实了这一点。Joos等[19]人的研究发现LIM蛋白和FHL2导致软骨细胞微丝骨架的mRNA水平下调。Fioravaniti等[20]学者发现IL-1β增加正常软骨细胞和骨关节炎软骨细胞中微丝骨架的数量,并参与调节微丝骨架相关基因。相关的分子机制较为复杂,目前已确定的机制之一是细胞因子通过激活Rho/ROCK通路中的PK来实现细胞因子对微丝骨架的调控。通过对以上研究进行分析,可以推断出在炎症环境中,软骨细胞微丝骨架的表达水平和组织结构会受到影响。
除上述影响因素外,微丝骨架还受多种因素调控。超声对软骨细胞微丝骨架也有影响。生理状态下,微丝骨架主要分布于软骨表层,在软骨细胞质中交联形成网状结构,超声刺激下,软骨细胞微丝骨架的分布发生变化,纤维样网状结构消失,软骨细胞形状也被拉长。在低强度弥漫性超声下,微丝骨架受到破坏,在软骨细胞内呈间断性分布[21]。药物黄连素也可通过抑制PI-3激酶/Akt和p38激酶的激活使微丝骨架重组[22]。 软骨细胞微环境也是影响微丝骨架组织结构的重要因素[23]。
骨关节炎(osteoarthritis, OA)是一种常见的关节软骨退行性病变,其特点是软骨细胞外基质降解、软骨细胞破坏和滑膜炎症。OA的发病机制复杂,至今尚未完全明确。软骨细胞形态、功能的改变及细胞外基质的合成和分解代谢失衡是OA发病机制的一部分。微丝骨架对维持软骨细胞的形态功能有重要作用,因此,我们可以推断微丝骨架的改变与OA的发生、发展有着千丝万缕的联系,研究软骨细胞微丝骨架对了解OA的发病机制有重要意义。
研究表明,OA的发生伴随着软骨细胞基因表达和新陈代谢的改变。如Ⅱ型骨胶原和蛋白多糖的合成减少,炎性细胞因子和蛋白酶合成增多。而软骨细胞的新陈代谢又受细胞形态和微丝骨架结构的影响。如前所述,由于软骨细胞的微丝骨架变短,细胞呈现为球形,则软骨细胞合成Ⅱ型骨胶原和蛋白多糖增多,反之则Ⅱ型骨胶原和蛋白多糖减少,故微丝骨架的重塑可能是OA发生、发展的原因之一。Kouri等[24]学者发现,与正常软骨细胞相比,OA软骨细胞中微丝骨架的荧光分布发生改变,在OA软骨的表层和中层,微丝骨架呈团块状或环状集中分布于软骨细胞外周,而在OA软骨的深层,微丝骨架呈团块状集中分布于软骨细胞核周。Kouri等判断是这些改变导致了OA软骨细胞形态与正常软骨细胞的不同,故认为微丝骨架破坏是导致关节软骨退化的重要因素之一。Fioravaniti等[25]学者也指出,OA软骨细胞的微丝骨架较正常软骨细胞分布得更为分散、不易被确认或是局限在细胞周边,并由此推断可能是由于软骨细胞的微丝骨架不能被正确组装,导致软骨细胞的新陈代谢以及其对应力负荷或细胞因子的应答受到影响,从而促进OA的发生发展。但有趣的是,Fioravaniti等[26]随后的研究却得出相反的结论,将OA软骨细胞置于循环压力下,微丝骨架的分布并未发生改变。对该现象分析表明,可能是OA的发生引起了软骨细胞的微丝骨架不可逆的改变。因此,微丝骨架在OA中到底扮演着什么角色,这一问题还需进一步探讨。
微丝骨架是如何参与OA发病机制的?是微丝骨架的改变导致了OA?还是OA引起了微丝骨架的改变?亦或是两者均有?至今这一点还未明确,有待进一步探讨。显然,我们还需做更多的研究去了解微丝骨架与OA的确切关系;去证明微丝骨架的改变会对OA的发生、发展带来什么影响;去求证药物干预或/和理疗是否可以改变,甚至逆转这些影响。毫无疑问,对软骨细胞微丝骨架进行更深入的研究有望对骨关节炎的治疗带来新思路与新指导。
[1]薛荣亮, 李思远. 细胞骨架与机械信号传导:椎间盘突出机制研究的新靶点. 中国疼痛医学杂志, 2016,22(5):326 ~ 328.
[2]Ono S. Mechanism of Depolymerization and Severing of Actin Filaments and Its Signi fi cance in Cytoskeletal Dynamics. Int Rev Cytol, 2007, 258:1 ~ 82.
[3]Benya PD, Shaffer JD. Dedifferentiated chondrocytes reexpress the differentiated collagen phenotype when cultured in agarose gels. Cell, 1982, 30:215 ~ 224.
[4]Brown PD, Benya PD. Alterations in Chondrocyte Cytoskeletal Architecture during Phenotypic Modulation by Retinoic Acid and Dihydrocytochalasin B-Induced Reexpression. J Cell Biol, 1988, 106:171 ~ 179.
[5]Nofal GA, Knudson CB. Latrunculin and cytochalasin decrease chondrocyte matrix retention. J Histochem Cytochem, 2002, 50:1313 ~ 1324.
[6]Hayes AJ, Benjamin M, Ralphs JR. Role of actin stress fibres in the development of the intervertebral disc:cytoskeletal control of extracellular matrix assembly.Dev Dynam, 1999, 215:179 ~ 189.
[7]Cai D, Martyroix R, Hsu HP,et al. Lapine and canine bone marrow stromal cells contain smooth muscle actin and contract a collagen-glycosaminoglycan matrix.Tissue Eng, 2001, 7:829 ~ 841.
[8]Mizuhashi K, Kanamoto T, Moriishi T,et al. Filamininteracting proteins, Cfm1 and Cfm2, are essential for the formation of cartilaginous skeletal elements. Hum Mol Genet, 2014, 23:2953 ~ 2967.
[9]Trickey WR, Vail TP, Guilak F. The role of the cytoskeleton in the viscoelastic properties of human articular chondrocytes. J Orthopaed Res, 2004, 22:131 ~ 139.
[10]Chen C, Xie J, Rajappa R,et al. Interleukin-1beta and tumor necrosis factor-alpha increase stiffness and impair contractile function of articular chondrocytes. Acta Bioch.Biophys. Sin, 2015, 47: 121 ~ 129.
[11]Dowling EP, Ronan W, Ofek G,et al. The effect of remodelling and contractility of the actin cytoskeleton on the shear resistance of single cells: a computational and experimental investigation. J R Soc Interface,2012, 9:3469 ~ 3479.
[12]Schmidt TA, Schumacher BL, Klein TJ,et al. Synthesis of proteoglycan 4 by chondrocyte subpopulations in cartilage explants, monolayer cultures, and resurfaced cartilage cultures. Arthritis Rheumatol, 2004, 50:2849 ~2857.
[13]Klein TJ, Schumacher BL, Blewis ME,et al. Tailoring secretion of proteoglycan 4 (PRG4) in tissue-engineered cartilage. Tissue Eng, 2006, 12:1429 ~ 1439.
[14]Mcnary S, Athanasiou K, Reddi AH. Transforming Growth Factor beta-Induced Superficial Zone Protein Accumulation in the Surface Zone of Articular Cartilage is Dependent on the Cytoskeleton. Tissue Eng, 2014, 20:921 ~ 929.
[15]Blain EJ. Involvement of the cytoskeletal elements in articular cartilage homeostasis and pathology. Int J Exp Pathol, 2009, 90:1 ~ 15.
[16]Knight MM, Toyoda T, Lee DA,et al. Mechanical compression and hydrostatic pressure induce reversible changes in actin cytoskeletal organisation in chondrocytes in agarose. J Biomech, 2006, 39:1547 ~ 1551.
[17]Chao PH, West AC, Hung CT. Chondrocyte intracellular calcium, cytoskeletal organization, and gene expression responses to dynamic osmotic loading. Ajp Cell Physiology, 2006, 291:718 ~ 725.
[18]Aleshcheva G, Wehland M, Sahana J,et al. Moderate alterations of the cytoskeleton in human chondrocytes after short-term microgravity produced by parabolic fl ight maneuvers could be prevented by up-regulation of BMP-2 and SOX-9. Faseb J, 2015, 29: 2303 ~ 2314.
[19]Joos H, Albrecht W, Laufer S,et al. IL-1beta regulates FHL2 and other cytoskeleton-related genes in human chondrocytes. Mol Med, 2008, 14:150 ~ 159.
[20]Pascarelli NA, Collodel G, Moretti E,et al. Changes in Ultrastructure and Cytoskeletal Aspects of Human Normal and Osteoarthritic Chondrocytes Exposed to Interleukin-1β and Cyclical Hydrostatic Pressure. Int J Mol Sci,2015, 16:26019 ~ 26034.
[21]Noriega S, Hasanova G, Subramanian A. The Effect of Ultrasound Stimulation on the Cytoskeletal Organization of Chondrocytes Seeded In 3D Matrices. Cells Tissues Organs, 2013, 197:14 ~ 26.
[22]Yu SM, Cho H, Kim GH,et al. Berberine induces dedifferentiation by actin cytoskeleton reorganization via phosphoinositide 3-kinase/Akt and p38 kinase pathways in rabbit articular chondrocytes. Exp Biol Med (Maywood),2016, 241: 800 ~ 807.
[23]Li YY, Choy TH, Ho FC,et al. Scaffold composition affects cytoskeleton organization, cell-matrix interaction and the cellular fate of human mesenchymal stem cells upon chondrogenic differentiation. Biomaterials, 2015,52:208 ~ 220.
[24]Kouri JB, Lavalle C. Do chondrocytes undergo "activation" and "transdifferentiation" during the pathogenesis of osteoarthritis? A review of the ultrastructural and immunohistochemical evidence. Histol Histopathol,2006, 21:793 ~ 802.
[25]Fioravanti A, Nerucci F, Annefeld M,et al. Morphological and cytoskeletal aspects of cultivated normal and osteoarthritic human articular chondrocytes after cyclical pressure: a pilot study. Clin Exp Rheumatol, 2003, 21:739 ~ 746.
[26]Fioravanti A, Benetti DG, Collodel G. Effect of continuous high hydrostatic pressure on the morphology and cytoskeleton of normal and osteoarthritic human chondrocytes cultivated in alginate gels. Clin Exp Rheumatol, 2005, 23:847 ~ 853.
10.3969/j.issn.1006-9852.2017.05.012
国家自然科学基金(81560366)
△通讯作者 张小梅 xm6408@hotmail.com ;张源 zhhyya@163.com