先兆子痫动物模型的制备

李冬冬, 朱 敏, 庞琴霞, 丁佩芳

(同济大学附属杨浦医院妇产科, 上海 200090)

·综 述·

先兆子痫动物模型的制备

李冬冬, 朱 敏, 庞琴霞, 丁佩芳

(同济大学附属杨浦医院妇产科, 上海 200090)

先兆子痫(PE)是以高血压、蛋白尿、水肿为主要临床特征的妇产科疾病，并常伴有全身多个脏器损害， 是严重威胁母婴安全、导致孕、产妇及围生儿发病及死亡的重要原因，其病因及发病机制至今尚未完全明确。借助PE动物模型开展相关研究，是阐明该疾病的发病机制或药物疗效的重要手段。目前，该疾病的造模方法主要分为环境刺激法、化学药物干扰法、手术干预法、基因干预法四类。所选择的动物主要有大鼠、小鼠。此外，家兔、犬、猕猴、狒狒、羊等在手术干预法中也有应用。在PE发病机制的研究中，动物模型起着重要作用，本文对PE动物模型制备方法进行综述，并进一步介绍了各种方法制备的动物模型的评价标准及其特点。

先兆子痫(PE); 动物模型; 制备; 综述

先兆子痫(pre-eclampsia, PE)是妇产科中常见的以妊娠妇女在妊娠20周以后出现高血压、蛋白尿等临床特征的一种综合征[1]。据统计, PE发病率约占所有妊娠妇女的3%～5%, 该病除引发患者血压升高、蛋白尿和水肿外, 还可能会导致胎盘早剥、弥漫性血管内凝血、子痫, 出现以溶血(hemolysis)、肝酶升高(elevated liver enzyme)和血小板减少(low platelets)为特点的HELLP 综合征，并且可能出现肾功能衰竭、脑血管意外等严重并发症，重者可发展为子痫及多个脏器功能衰竭，该病是导致孕、产妇及围生儿死亡的重要原因[1,2]。

关于PE发生机制目前尚不十分清楚，其主要发病机制观点包括: 氧化应激学说、遗传学说和血管内皮损伤学说、胎盘或滋养细胞缺血缺氧学说、免疫调节异常学说等[3]，这些学说能够从某个角度解释该病的发病过程[4]，但是很难全面的揭示PE疾病的本质。为进一步揭示或验证人类PE发生发展的详细机制，早日解释该病本质，需要进行更加深入全面的研究。其中借助人类疾病动物模型开展相关研究是重要手段。目前，尚没有动物发生与人类相似的自发性子痫及PE的报道[5,6]，因此深入研究PE动物模型制备方法，制备理想的PE模型具有非常重要意义。本文对目前研究中常用的动物模型制备综述如下。

1 环境刺激法

目前主要采用寒冷刺激法。

1.1 模型复制方法

Kanayama等[7]研究表明，连续2周对妊娠大鼠进行足底局部寒冷刺激，可诱发妊娠高血压综合征样改变。随后诸多学者[8,9]对该方法进行了改进，将成年 Wistar 大鼠，自妊娠 1 d至妊娠14～19 d每日定时置于4 ℃寒冷环境中(4 h/次)，其余时间饲养在室温 25 ℃环境中，约14 d即可成模。

1.2 成模标准及其特点

连续2周寒冷刺激后，如检测到妊娠鼠收缩压及尿蛋白浓度均显著低于正常值，即可证明模型制备成功。该模型制备不经历任何药物干预及手术损伤过程，对动物损伤较小，比较接近人类妊娠高血压的发病过程及病理状态，其出现红细胞压积升高、胎鼠宫内发育迟缓等症状，与人类妊娠高血压的表现较为相似。模型动物肾小球基底膜增厚，同时系膜细胞出现增生，可以观察到肾小管上皮广泛的浊肿或者空泡样变病变，胎盘蜕膜带与基带均呈现增厚，迷路带血间膜增厚常伴随出现纤维蛋白沉积等病变[8,9]，这与人类妊娠高血压综合征的肾脏、胎盘的病理改变相一致。同时寒冷刺激方式也符合人类在寒冷环境中的生活习惯。因此该方法制备的动物模型是比较理想的研究人类PE等妊娠期高血压的材料。

2 化学药物干扰法

2.1 内毒素(LPS)诱导

2.1.1 模型复制方法 Fass 等[10]早在1994年就已经尝试采用内毒素(LPS)构建大鼠的PE动物模型，方法是选用雌性Wistar大鼠，在妊娠14 d沿鼠尾静脉缓慢注入LPS(1.0 μg/kg体质量)，可成功制备该模型[11]。选用SD大鼠按照此方法亦可成功制备该模型[12,13]。

2.1.2 成模标准及其特点 妊娠14 d起每日测量1次大鼠尾动脉收缩压。如果妊娠鼠动脉压升高超过16 kPa(正常血压值为14.5±0.5 kPa)，同时尿蛋白水平显著升高，出现胎盘炎性改变，则认为妊娠鼠处于PE期，模型制备成功[10-14]。此外，内毒素处理大鼠的肾小球出现血小板凝血及纤维蛋白原沉积。本方法制备的大鼠PE模型成功率较高，可产生持续的高血压、尿蛋白升高。此外，该疾病模型胎盘所表现的慢性炎症反应，如：蜕膜带肿胀增厚，迷路带可见组织核碎裂、纤维蛋白沉积，基带呈现出炎性细胞浸润等症状与人PE表现非常相似[15,16]。因此，该模型是研究人类PE的常用动物模型。

2.2 血管内皮生长因子诱导

2.2.1 模型复制方法 亚硝基左旋精氨酸甲酯(LNAME)是NO合成酶抑制剂，可以竞争性抑制体内NO的合成，具有抑制血管内皮生长因子(VEGF)的作用。1997年，Shi等[7]首次报道给妊娠大鼠静脉注射L-NAME可以产生典型的PE症状，并且不会影响妊娠期，随后该模型得到大量应用[17,18]。目前，用L-NAME制备该模型的方法较多，如给成年雌性Wistar大鼠在妊娠15 d起，连续5 d每日腹腔注射L-NAME 300 mg/kg，即可制备大鼠PE模型[19]。Shi等[20]选择妊娠9～19 d大鼠连续腹腔注射L-NAME(250 mg·kg-1·d-1)的方式制备该模型。给妊娠12 d(或14 d) Wistar大鼠皮下连续注射7 d L-NAME (125 mg·kg-1·d-1), 或者妊娠14～21 d静脉注射L-NAME(50 mg·kg-1·d-1)亦可制备该模型[21,22]。Liu等[23]选用SD大鼠, 妊娠13 d 起, 连续4 d皮下注射L-NAME (200 mg·kg-1·d-1)也得到了症状典型的PE模型。此外, 研究证实[24,25]可溶性血管内皮生长因子受体-1(sFlt-1)在人类PE发生中起重要作用，如给妊娠9～16 d ICR小鼠连续腹腔注射重组小鼠sflt-1-fc，或者用微型渗透泵给向妊娠13 d SD大鼠注射sFlt-1，均可得到症状典型的PE模型。

2.2.2 成模标准及其特点 血压和24 h尿蛋白是评价该动物模型成功的关键指标。注射L-NAME 或者sFlt-1后24 h，妊娠鼠尾动脉收缩压及尿蛋白如果显著升高，提示模型制备成功。该方法诱导的动物模型可以导致肾脏功能损伤，产生尿蛋白增多, 肾小球结构性病变、肾小管出现蛋白管型[21]，这些病变与人类该疾病的肾脏病变特别相似[26]。此外，该方法造模可以导致妊娠鼠胎盘血液注入量减少，使妊娠鼠胎盘面积减少，出现炎性细胞浸润、组织坏死增生、出血性梗死等胎盘病理性变化[27]。因此，该方法具有操作简单、成模率高、症状更加准确可靠等特点。需要注意的是该方法有可能导致子代发育畸形。

2.3 阿霉素诱导

2.3.1 模型复制方法 以5 mg/kg体质量的阿霉素，对成年雌性Wistar大鼠进行腹腔注射，4周后与雄性大鼠交配，使其妊娠，即可制备该模型[28]。

2.3.2 成模标准及其特点 阿霉素注射后可引起大鼠蛋白尿和高血压，妊娠后，其尿蛋白、高血压进一步升高[28-31]，说明模型制备成功。由于阿霉素模型在妊娠前有肾脏基础疾病,而且肾脏疾病是PE发病的危险因素之一, 因此，阿霉素模型在研究PE与肾脏损害方面有其特有作用。同时，该模型造成大鼠肾脏长期损伤，大鼠妊娠后肾脏继续遭受持续性损害, 因此, 该模型应用有较大局限性。

2.4 磷脂酰丝氨酸(PS)/磷脂酰胆碱(PC)诱导

2.4.1 模型复制方法 给妊娠5.5～16.5 d ICR小鼠，每日尾静脉注射1 mg含20%磷脂酰丝氨酸(PS)和80%磷脂酰胆碱(PC)混合液，即可诱导小鼠PE样症状[32,33]。

2.4.2 成模标准及其特点 该模型主要评价指标为血压、尿蛋白。此外，肾组织和胎盘病理学变化也可用于该模型的评价。注射数日后便可导致妊娠鼠血压显著升高，尿蛋白水平上升，肾小球毛细血管处胶原纤维增生，胎盘出现广泛纤维蛋白沉积和微血栓形成，引起一系列人类PE样改变[32,34,35]。该模型适用于PE发生中胎盘病理和抗凝治疗PE疾病的研究。

2.5 Toll样受体9激动剂诱导

2.5.1 模型复制方法 目前研究[36,37]显示, PE母体循环过程中增加的线粒体DNA与胎儿DNA是Toll样受体9(toll-like receptor 9, TLR9)内源性配体, 它能够刺激TLR9引起免疫反应, 进而导致系统性炎症以及引发血管功能性障碍。针对该机制, 徐鑫等[38]在C57BL/6J小鼠妊娠7.5 d, 腹腔注射TLR9激动剂ODN1826(5 mg/kg)，成功构建了PE小鼠模型。

2.5.2 成模标准及其特点 注射后3 d可检测到模型小鼠血压与尿蛋白均显著升高，证明模型制备成功。与对照组相比, 模型小鼠除了高血压、蛋白尿等PE样症状外, 还伴有胎鼠子宫内发育迟缓，并可诱发人类患者相似的胎盘病变, 例如: 胎盘迷走带滋养细胞增生, 形成微血栓, 绒毛间质水肿纤维素样坏死以及梗死钙化灶增多[38]。该方法主要是干预免疫系统, 诱发小鼠产生人类PE样症状, 造模简单, 是研究炎症反应在PE发病中作用的良好方法。

2.6 白细胞介素、TNF-α等细胞因子诱导

2.6.1 模型复制方法 研究证实[39,40]给妊娠14～19 d SD大鼠, 用微渗透泵恒量灌注重组大鼠白细胞介素-6(IL-6, 5 ng/d), 能够引发妊娠大鼠妊娠高血压症状。肿瘤坏死因子α(TNF-α)是胎盘缺血和人类PE血压升高的重要关联因素[41,42]，采用上述同样方法给妊娠大鼠注射TNF-α(50 ng/d)也可引起妊娠鼠血压升高[43,44]。

2.6.2 成模标准及其特点 IL-6灌注大鼠妊娠19 d能够检测到血压较正常对照组升高3倍以上，血管紧张素II型受体(AT1-AA)、IL-6水平亦显著上升，证明模型制备成功[39,40]，可用于相关实验研究。TNF-α灌注也能够产生显著的血压升高和AT1-AA水平上升。此外，研究[45-48]显示人类妊娠期血浆中也会出现IL-6、TNF-α水平的显著上升，因此，

该方法较好验证了单一因素对PE发生的影响，是研究IL-6、TNF-α在PE发生中作用的良好材料。但是单一的细胞因子并不是影响孕妇血压及参与胎盘缺血损伤胎儿灌注和增长的唯一因素，这种模型的应用有很大的局限性。另有研究[49]证实, 给予妊娠14～19 d SD大鼠IL-17(150 ng/d)，可引起大鼠血压明显升高，胎盘氧化应激反应升高，AT1-AA水平上升。 妊娠10～17 d给C57BL/6J小鼠连续腹腔注射IL-11(500 μg·kg·d-1)或者激活素A，妊娠鼠可产生血压升高、尿蛋白升高等PE症状[50,51]。

2.7 糖皮质激素诱导

2.7.1 模型复制方法 地塞米松是一种长效糖皮质激素，给妊娠7～13 d SD大鼠每日皮下注射地塞米松磷酸钠(2.5 mg/kg)，可成功诱发大鼠产生PE样疾病症状[52]。

2.7.2 成模标准及其特点 地塞米松处理后，妊娠鼠与对照组相比，收缩压和尿蛋白量显著升高，说明该模型制备成功。此外，胎盘和肾脏有明显的结构异常，如子宫血管壁增厚，交界处有炎性白细胞浸润，肾小球内皮增生等[52,53]。该方法证实了胎盘早期给予糖皮质激素可以诱发PE的发生，产生一系列典型的PE症状。但是该方法可导致胎盘和胎鼠体质量降低，其胎儿死亡率也显著提升，这提示胎盘和胎鼠宫内生长受到限制。

3 手术干预法

3.1 动脉结扎

3.1.1 模型复制方法 早在1940年, Ogden等[54]就尝试通过动脉结扎诱导血压升高的方法, 他们采用部分钳夹妊娠犬肾动脉和子宫动脉间腹主动脉的方法,使妊娠犬腹主动脉狭窄, 数分钟后血压升高。随后研究者采用双侧子宫卵巢动脉狭窄及肾动脉收缩导致妊娠犬产生高血压、蛋白尿和肾小球内皮增生等症状[55,56]。目前在肾动脉以下子宫动脉以上腹主动脉完全或部分结扎或者子宫动脉双侧或单侧结扎的造模方法已经成功应用于家兔[57]、犬[58,59]、猕猴[60]、狒狒[61]、羊[62]、大鼠[63-66]等不同物种动物。

3.1.2 成模标准及其特点 该方法制备的动物模型会出现高血压、蛋白尿、肾小球内皮增生等人类PE样病理或生理改变[67]，这是判断该模型的标准。这种采用动物手术造模的方法虽然有独特优势，但是模型涉及的动物，特别是灵长类动物价格昂贵、不易获得，并且手术操作繁琐，部分操作还受到法律和道德伦理的约束，因此该模型制备方法目前应用较少。

3.2 合体滋养细胞微绒毛膜模型

3.2.1 模型复制方法 取妊娠18 d C57BL/6小鼠，麻醉后于无菌条件下剖宫取出胎盘，制备合体滋养细胞微绒毛膜(STBM)富集沉淀，进一步制备成STBM 制剂，然后将制备的STBM 制剂稀释至蛋白浓度为 0.14 mg/mL, 将其经尾静脉注射妊娠10 d 的C57BL/6小鼠，即可成功制备该模型[68,69]。

3.2.2 成模标准及其特点 妊娠18 d检测, 出现血压、尿蛋白量显著升高，证明模型制备成功。此外，肾脏和胎盘会出现与人类 PE 疾病的临床及病理相似的表现，例如肾小球系膜细胞增生显著，基底膜增厚，肾小球内红细胞量明显减少。胎盘蜕膜带出现细胞水肿，进一步出现炎性细胞浸润，迷路带与基带出现大量的滋养叶巨细胞增生，迷路带局部出现纤维蛋白沉积，血供减少，甚至可以看到部分滋养细胞坏死等[68,69]。该方法构建的动物模型有助于研究 STBM 在体内的致病环节及其对主要脏器及各功能系统的影响，有助于阐明其在PE发病中的作用及相应机制等。

4 基因干预法

4.1 缺氧诱导因子1α(HIF-1α)干预

4.2.1 模型复制方法 Reshef 等[70]构建了能够稳定持续表达HIF-1α的腺病毒(Ad-CMV-HIF), 并进一步通过尾静脉注射将该病毒注入妊娠8 d的C57BL/6J小鼠体内，剂量为8×1010PFU，成功制备了PE小鼠模型。此外，有学者报道[71]携带人血管紧张素原基因(hAogen)的雌性SD大鼠与携带人肾素基因(hRen)的雄鼠交配可产生PE症状。

4.2.2 成模标准及其特点 模型小鼠妊娠17 d即可产生高血压、蛋白尿、胎盘重量下降、肾小球硬化、胎盘病理改变等一系列人类PE关键表型[70]。该类方法构建的动物模型, 机制较为单一, 适合于研究相关基因在人类PE发生发展的作用研究。

4.2 基因敲除法

4.2.1 模型复制方法 基因敲除技术是目前较为活跃和成熟的分子生物学技术, 特别是TALEN、ZFN 和CRISPR/Cas等技术的发展, 极大推动了基因敲除

技术在生物医学领域的应用。目前，已经构建的PE动物模型有COMT敲除大鼠[72-73]、ApoE基因敲除小鼠[74,75]、P57 kip2杂合子小鼠[76]等。

4.2.2 成模标准及其特点 这类模型构建成功后会产生高血压、蛋白尿等人类PE临床症状，例如COMT缺陷大鼠出现血压上升、尿蛋白增多，肾小球损伤、胎盘形成血栓等PE样表型。ApoE基因敲除小鼠、P57 kip2杂合子小鼠在妊娠过程中也会出现高血压、蛋白尿、血小板计数减少等PE样的表现。需要注意的是敲除某个基因可能会对机体其他机能产生影响，甚至可能干扰正常的PE发生发展过程，因此该类模型比较适合于揭示或者验证某些基因对PE的影响。

5 结语

综上所述，PE动物模型的制备为该病的发生发展等相关研究提供了良好研究材料, 目前所制备的多种动物模型各有特色, 有助于从多个角度推进PE

疾病的研究。同时, 也应该看到该动物模型制备中存在的不足, 例如化学药物诱导法虽然研究方法较多, 但造模所用动物主要是大鼠和小鼠, 其母体子宫小动脉血管重塑与人类有一定差别[77]。犬、猕猴、狒狒、羊等大动物仅用于手术造模, 其他造模方法研究较少, 同时当前手术造模方法复杂, 成功率不高, 并且对动物损伤较大。基因干预法造模因素较为单一, 适合于研究相应的基因功能, 其应用有很大局限性。此外, 尚未见啮齿类动物自发性PE的模型报道。这些都是制约动物模型用于PE研究的因素，因此，研究更加接近人类临床症状的PE动物模型的制备方法，仍然是今后的重要课题。

[1] Mustafa R, Ahmed S, Gupta A, et al. A comprehensive review of hypertension in pregnancy[J]. J Pregnancy, 2012, 2012: 105918.

[2] Garovic VD, August P. Preeclampsia and the future risk of hypertension: the pregnant evidence[J]. Curr Hypertens Rep, 2013, 15(2):114-121.

[3] 刘翔, 任红旗. 先兆子痫肾损害发病机制的研究进展[J]. 中华临床医师杂志(电子版), 2015(13):2577-2582.

[4] Das UN. Cytokines, angiogenic, and antiangiogenic factors and bioactive lipids in preeclampsia[J]. Nutrition, 2015, 31(9): 1083-1095.

[5] Falcao S, Bisotto S, Gutkowska J, et al. Hyperhomocysteinemiais not sufficient to cause preeclampsia in an animal model: the importance of folate intake[J]. Am J Obstet Gynecol, 2009, 200(2):198.e1-5.

[6] Kasawara KT, Surita FG, Pinto ESJL. Translational studies for exercise in high-risk pregnancy: Pre-eclampsia model[J]. Hypertens Pregnancy, 2016, 35(3):265-279.

[7] Kanayama N, Tsujimura R, She L, et al. Cold-induced stress stimulates the sympathetic nervous system, causing hypertension and proteinuria in rats[J]. J Hypertens, 1997, 15(4): 383-389.

[8] 俞丽丽, 李力, 陈鸣, 等. 寒冷刺激诱发孕鼠妊娠高血压综合征动物模型研究[J]. 第三军医大学学报, 2001, 23(4): 419-421.

[9] 刘远芳, 张红. 黄芪皂苷甲对妊娠高血压大鼠模型的治疗作用及其对胎盘中血管内皮生长因子表达的影响[J]. 中国妇幼保健, 2013, 28(26):4361-4362.

[10] Faas MM, Schuiling GA, Baller JF, et al. A new animal model for human preeclampsia: ultra-low-dose endotoxin infusion in pregnant rats[J]. Am J Obstet Gynecol, 1994, 171(1): 158-164.

[11] Wang LL, Yu Y, Guan HB, et al. Effect of human umbilical cord mesenchymal stem cell transplantation in a rat model of preeclampsia[J]. Reprod Sci, 2016, 23(8):1058-1070.

[12] Hu BH, Yang JY, Huang Q, et al. Cyclosporin A significantly improves preeclampsia signs and suppresses inflammation in a rat model[J]. Cytokine, 2016, 81:77-81.

[13] Fu L, Liu Y, Zhang D, et al. Beneficial effect of human umbilical cord-derived mesenchymal stem cells on an endotoxininduced rat model of preeclampsia[J]. Exp Ther Med, 2015, 10(5):1851-1856.

[14] 王志坚, 余艳红. 抗细胞间黏附分子-1单克隆抗体对大鼠子痫前期的治疗作用[J]. 现代妇产科进展, 2007, 16(9): 661-663.

[15] Hawfield A, Freedman BI. Pre-eclampsia: the pivotal role of the placenta in its pathophysiology and markers for early detection[J]. Ther Adv Cardiovasc Dis, 2009, 3(1):65-73.

[16] Faas MM, Broekema M, Moes H, et al. Altered monocyte function in experimental preeclampsia in the rat[J]. Am J Obstet Gynecol, 2004, 191(4):1192-1198.

[17] 王忠民, 王波, 叶萍, 等. 精氨酸对大鼠妊娠高征的治疗作用及其机制的探讨[J]. 上海实验动物科学, 2003, 23(3): 148-150.

[18] Alexander BT, Llinas MT, Kruckeberg WC, et al. L-arginine attenuates hypertension in pregnant rats with reduced uterine perfusion pressure[J]. Hypertension, 2004, 43(4): 832-836.

[19] 金娅, 孙成娟, 张为远. AKR1C3对子痫前期大鼠肾损伤的影响[J]. 中华医学杂志, 2015, 95(1):30-33.

[20] Shi X, Chen P, Liu H, et al. Decitabine improves the clinical manifestations of rats with l-NAME-induced pre-eclampsia: a potential approach to studying pre-eclampsia[J]. Hypertens Pregnancy, 2015, 34(4):464-473.

[21] 卢敏, 龚护民, 施蕾, 等. 大鼠子痫前期动物模型的建立[J].海南医学, 2012, 23(16):21-23.

[22] Li H, Ohta H, Tahara Y, et al. Artificial oxygen carriers rescue placental hypoxia and improve fetal development in the rat pre-eclampsia model[J]. Sci Rep, 2015, 5:15271.

[23] Liu Q, Yang J. Expression and significance of miR155 and vascular endothelial growth factor in placenta of rats with preeclampsia[J]. Int J Clin Exp Med, 2015, 8(9):15731-15737.

[24] Jiang Z, Zou Y, Ge Z, et al. A role of sFlt-1 in oxidative stress and apoptosis in human and mouse pre-eclamptic trophoblasts[J]. Biol Reprod, 2015, 93(3):73.

[25] Bridges JP, Gilbert JS, Colson D, et al. Oxidative stress contributes to soluble fms-like tyrosine kinase-1 induced vascular dysfunction in pregnant rats[J]. Am J Hypertens, 2009, 22(5):564-568.

[26] Grujic I, Milasinovic L. Hypertension, pre-eclampsia and eclampsia-monitoring and outcome of pregnancy[J]. Med Pregl, 2006, 59(11-12):556-559.

[27] Neerhof MG, Synowiec S, Khan S, et al. Impact of endothelin A receptor antagonist selectivity in chronic nitric oxide synthase inhibition-induced fetal growth restriction in the rat [J]. Hypertens Pregnancy, 2010, 29(3):284-293.

[28] Pedrycz A, Wieczorski M, Czerny K. Secondary preeclampsia in rats with nephrotic syndrome-experimental model[J]. Reprod Toxicol, 2005, 19(4):493-500.

[29] Yousif MH, Adeagbo AS, Kadavil EA, et al. Acetylcholineinduced vasodilation in the uterine vascular bed of pregnant rats with adriamycin-induced nephrosis[J]. Med Princ Pract, 2002, 11(2):57-64.

[30] Podjarny E, Losonczy G, Baylis C. Animal models of preeclampsia[J]. Semin Nephrol, 2004, 24(6):596-606.

[31] Podjarny E, Baylis C, Losonczy G. Animal models of preeclampsia[J]. Semin Perinatol, 1999, 23(1):2-13.

[32] Omatsu K, Kobayashi T, Murakami Y, et al. Phosphatidylserine/ phosphatidylcholine microvesicles can induce preeclampsia-like changes in pregnant mice[J]. Semin Thromb Hemost, 2005, 31(3):314-320.

[33] 郝莎, 李鹏飞, 李若天, 等. 子痫前期小鼠动物模型的NK细胞和细胞因子的变化[J]. 中国免疫学杂志, 2009, 25(8): 708-712.

[34] 张焱, 胡娅莉, 孟奎, 等. 胎盘广泛性微血栓在子痫前期发病中的作用 一种新的子痫前期动物模型评价[J]. 现代妇产科进展, 2007, 16(9):679-683.

[35] 张焱, 胡娅莉, 华子春, 等. 肝素钠和低分子肝素钙对子痫前期模型小鼠抗凝治疗的效果[J]. 中华围产医学杂志,2015, 18(2):123-126.

[36] Dai SJ, Liang DD, Ren Y, et al. New neo-clerodane diterpenoid alkaloids from Scutellaria barbata with cytotoxic activities [J]. Chem Pharm Bull (Tokyo), 2008, 56(2):207-209.

[37] Dai SJ, Peng WB, Shen L, et al. Two new neo-clerodane diterpenoid alkaloids from Scutellaria barbata with cytotoxic activities[J]. J Asian Nat Prod Res, 2009, 11(5):451-456.

[38] 徐鑫, 杨星宇, 何碧薇, 等. TLR9激动剂诱导建立小鼠子痫前期动物模型的研究[J]. 现代妇产科进展, 2015, 24(4): 266-272.

[39] Gadonski G, LaMarca BB, Sullivan E, et al. Hypertension produced by reductions in uterine perfusion in the pregnant rat: role of interleukin 6[J]. Hypertension, 2006, 48(4):711-716.

[40] Lamarca B, Speed J, Ray LF, et al. Hypertension in response to IL-6 during pregnancy: role of AT1-receptor activation [J]. Int J Interferon Cytokine Mediat Res, 2011, 2011(3): 65-70.

[41] Gilbert JS, Ryan MJ, LaMarca BB, et al. Pathophysiology of hypertension during preeclampsia: linking placental ischemia with endothelial dysfunction[J]. Am J Physiol Heart Circ Physiol, 2008, 294(2):H541-550.

[42] LaMarca BB, Bennett WA, Alexander BT, et al. Hypertension produced by reductions in uterine perfusion in the pregnant rat: role of tumor necrosis factor-alpha[J]. Hypertension, 2005, 46(4):1022-1025.

[43] LaMarca B, Wallukat G, Llinas M, et al. Autoantibodies to the angiotensin type I receptor in response to placental ischemia and tumor necrosis factor alpha in pregnant rats[J]. Hypertension, 2008, 52(6):1168-1172.

[44] Bobek G, Surmon L, Mirabito KM, et al. Placental Regulation of Inflammation and Hypoxia after TNF-alpha Infusion in Mice[J]. Am J Reprod Immunol, 2015, 74(5):407-418.

[45] Conrad KP, Benyo DF. Placental cytokines and the pathogenesis of preeclampsia[J]. Am J Reprod Immunol, 1997, 37(3): 240-249.

[46] Benyo DF, Smarason A, Redman CW, et al. Expression of inflammatory cytokines in placentas from women with preeclampsia[J]. J Clin Endocrinol Metab, 2001, 86(6):2505-2512.

[47] Xia Y, Ramin SM, Kellems RE. Potential roles of angiotensin receptor-activating autoantibody in the pathophysiology of preeclampsia[J]. Hypertension, 2007, 50(2):269-275.

[48] Dechend R, Homuth V, Wallukat G, et al. Agonistic antibodies directed at the angiotensin II, AT1 receptor in preeclampsia [J]. J Soc Gynecol Investig, 2006, 13(2):79-86.

[49] Dhillion P, Wallace K, Herse F, et al. IL-17-mediated oxidative stress is an important stimulator of AT1-AA and hypertension during pregnancy[J]. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol, 2012, 303(4):R353-358.

[50] Winship AL, Koga K, Menkhorst E, et al. Interleukin-11 alters placentation and causes preeclampsia features in mice[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2015, 112(52):15928-15933.

[51] Lim R, Adhikari S, Gurusinghe S, et al. Inhibition of activin A signalling in a mouse model of pre-eclampsia[J]. Placenta, 2015, 36(8):926-931.

[52] Zhang D, Liu H, Zeng J, et al. Glucocorticoid exposure in early placentation induces preeclampsia in rats via interfering trophoblast development[J]. Gen Comp Endocrinol, 2016, 225: 61-70.

[53] Laszlo KD, Liu XQ, Svensson T, et al. Psychosocial stress related to the loss of a close relative the year before or during pregnancy and risk of preeclampsia[J]. Hypertension, 2013, 62(1):183-189.

[54] Ogden E, Hildebrand GJ, Page EW. Rise of blood pressure during ischemia of the gravid uterus[J]. Exp Biol Med, 1940, 43:49-51.

[55] Hodari AA. Chronic uterine ischemia and reversible experimental "toxemia of pregnancy"[J]. Am J Obstet Gynecol, 1967, 97(5):597-607.

[56] Abitbol MM, Pirani CL, Ober WB, et al. Production of experimental toxemia in the pregnant dog[J]. Obstet Gynecol, 1976, 48(5):537-548.

[57] Losonczy G, Brown G, Venuto RC. Increased peripheral resistance during reduced uterine perfusion pressure hypertension in pregnant rabbits[J]. Am J Med Sci, 1992, 303(4): 233-240.

[58] Woods LL, Brooks VL. Role of the renin-angiotensin system in hypertension during reduced uteroplacental perfusion pressure[J]. Am J Physiol, 1989, 257(1 Pt 2):R204-209.

[59] Abitbol MM. A simplified technique to produce toxemia in the pregnant dog[J]. Am J Obstet Gynecol, 1981, 139(5): 526-534.

[60] Combs CA, Katz MA, Kitzmiller JL, et al. Experimental preeclampsia produced by chronic constriction of the lower aorta: validation with longitudinal blood pressure measurements in conscious rhesus monkeys[J]. Am J Obstet Gynecol, 1993, 169(1):215-223.

[61] Cavanagh D, Rao PS, Tsai CC, et al. Experimental toxemia in the pregnant primate[J]. Am J Obstet Gynecol, 1977, 128(1): 75-85.

[62] Ke C. [Reconstruction of the urethra with a transposed pedicle skin-tube from the labium majus][J]. Zhonghua Wai Ke Za Zhi, 1983, 21(6):364.

[63] Bauer AJ, Banek CT, Needham K, et al. Pravastatin attenuates hypertension, oxidative stress, and angiogenic imbalance in rat model of placental ischemia-induced hypertension[J]. Hypertension, 2013, 61(5):1103-1110.

[64] Alexander BT, Kassab SE, Miller MT, et al. Reduced uterine perfusion pressure during pregnancy in the rat is associated with increases in arterial pressure and changes in renal nitric oxide[J]. Hypertension, 2001, 37(4):1191-1195.

[65] 周晶, 严国锋, 罗章源, 等. 子痫前期大鼠模型建立及相关指标监测[J]. 实验动物与比较医学, 2015, 35(6):448-452.

[66] Spradley FT, Tan AY, Joo WS, et al. Placental growth factor administration abolishes placental ischemia-induced hypertension[J]. Hypertension, 2016, 67(4):740-747.

[67] Fraser GM, Morton JS, Schmidt SM, et al. Reduced uterine perfusion pressure decreases functional capillary density in skeletal muscle[J]. Am J Physiol Heart Circ Physiol, 2015, 309(12):H2002-2007.

[68] 李怡琳. 合体滋养细胞微绒毛膜制备子痫前期动物模型的研究[D]. 重庆: 第三军医大学, 2013.

[69] 刘晓洁. 合体滋养细胞微绒毛膜在子痫前期发病中作用的研究[D]. 重庆：第三军医大学, 2014.

[70] Tal R, Shaish A, Barshack I, et al. Effects of hypoxia-inducible factor-1alpha overexpression in pregnant mice: possible implications for preeclampsia and intrauterine growth restriction [J]. Am J Pathol, 2010, 177(6):2950-2962.

[71] Haase N, Golic M, Herse F, et al. Relaxin treatment in an ang-II-based transgenic preeclamptic-rat model[J]. PLoS One, 2016, 11(3):e0150743.

[72] Kanasaki K, Palmsten K, Sugimoto H, et al. Deficiency in catechol-O-methyltransferase and 2-methoxyoestradiol is associated with pre-eclampsia[J]. Nature, 2008, 453(7198): 1117-1121.

[73] Stanley JL, Sulek K, Andersson IJ, et al. Sildenafil therapy normalizes the aberrant metabolomic profile in the Comt(-/-) mouse model of preeclampsia/fetal growth restriction[J]. Sci Rep, 2015, 5:18241.

[74] Mao L, Zhou Q, Zhou S, et al. Roles of apolipoprotein E (ApoE) and inducible nitric oxide synthase (iNOS) in inflammation and apoptosis in preeclampsia pathogenesis and progression[J]. PLoS One, 2013, 8(3):e58168.

[75] 毛路一. ApoE和iNOS敲除小鼠子痫前期动物模型的建立和胎盘功能异常的研究[D]. 上海: 复旦大学, 2011.

[76] Kanayama N, Takahashi K, Matsuura T, et al. Deficiency in p57Kip2 expression induces preeclampsia-like symptoms in mice[J]. Mol Hum Reprod, 2002, 8(12):1129-1135.

[77] Mess A, Zaki N, Kadyrov M, et al. Caviomorph placentation as a model for trophoblast invasion[J]. Placenta, 2007, 28 (11-12):1234-1238.

Preparation of Pre-eclampsia Animal Model

LI Dong-dong, ZHU Min, PANG Qin-xia, Ding Pei-fang
(Department of Obstetrics and Gynecology, Yangpu Hospital of Tongji University, Shanghai 200090, China)

Pre-eclampsia (PE) is a common obstetrical and gynecological disease with the hypertension, proteinuria and edema as the main clinical symptom, and accompanying with multiple organ damages. The disease is a serious threat to maternal and child safety and the leading cause of maternal and perinatal morbidity. However, the etiology and pathogenesis of PE is not clarified yet. Using animal models of PE to research human diseases is an important mean to clarify the pathogenesis of the disease or drug efficacy. There are four methods of PE animal modeling: environmental stimulation, chemical drug interference, surgical intervention and gene intervention. Rats and mice are mainly selected to prepare animal models of the PE. In addition, rabbits, dogs, rhesus monkeys, baboons and sheep are also commonly used for preparing the animal models by surgical intervention. In this paper, the preparation methods of PE animal models were reviewed, and the evaluation standards and characteristics of these animal models were introduced.

Pre-eclampsia(PE); Animal model; Preparation; Review

R711 Q95-33

A

1674-5817(2016)06-0466-07

10.3969/j.issn.1674-5817.2016.06.013

2016-08-08

上海市卫生局课题(No.2013SY071)

李冬冬(1987-), 女, 硕士, 研究方向: 子宫肌瘤发病机制及治疗。E-mail: best_ldd@sina.com

丁佩芳, 主任医师, 研究方向: 妊娠期高血压的预防及治疗。E-mail: d-pf18@hotmail.com