熊婧 张兆辉
农药与帕金森病的相关性研究进展
熊婧 张兆辉
帕金森病是人类常见的神经变性疾病,至今病因未明。目前认为帕金森病是遗传因素、年龄老化以及环境因素等多因素共同作用的结果。农药作为一种常见的环境毒素,其与帕金森病发病的相关性业已得到证实。本文将从流行病学调查、临床观察以及实验动物模型三个方面对农药与帕金森病发病的相关性进行综述。
帕金森病;农药;流行病学;临床病例;实验研究
帕金森病(Parkinson’s disease,PD)是人类常见的神经变性疾病,65岁以上人群的发病率超过1%[1],现已成为影响老年人健康的第二大神经变性疾病。中脑黑质多巴胺能神经元进行性丢失伴残存神经元胞浆中嗜酸性包涵体——路易小体(Lewy bodies,LB)形成是PD最典型的病理学特征。然而,多巴胺能神经元选择性丢失的机制至今未明,目前认为PD发病是遗传因素、年龄老化及环境因素共同作用的结果。农药是一种常见的环境毒素,其与PD发病的相关性已经得到证实,而且通过农药制备的PD模型也为PD的病因学及发病机制研究提供了重要的依据。本文对农药与PD之间的关系进行综述。
农药是农业生产中常见的制剂,用于杀虫、杀菌、杀灭有害动物及植物,以保障、促进农作物的生长。随着科技进步,越来越多的农药应用于农业生产和生活中。人群的农药暴露可以分为职业暴露(从事农药生产及喷洒)和非职业暴露(不从事农药相关职业,但从各种途径接触农药)情况。
Van der Mark等[2]通过对农药暴露与PD相关性的39个病例对照研究、4个队列研究以及3个横断面研究进行分析发现:农药职业暴露人群与非职业暴露人群的PD发病风险相似,农药职业暴露组发病危险比(sRR)为1.69(95%CI为1.38~2.06),非职业暴露组sRR为1.52(95%CI为1.23~1.89),二者差异不具有统计学差异,当不考虑职业因素时,农药暴露与PD的sRR为1.62(95%CI为1.40~1.88)。在农药的各个亚类中,除草剂和杀虫剂的暴露可以增加PD的发病风险,sRR分别为1.40(95%CI为1.08~1.81)和1.50(95%CI为1.07~2.11),而除菌剂暴露与PD的发病无明显关联(sRR=0.99,95%CI为0.71~1.40)。Freire等[3]对2000年至2011年中8个PD与农药相关性的流行病学前瞻性研究结果进行回顾性分析发现,其中7个研究的结果均提示农药暴露可以增加PD发病的风险,最高者PD发病的风险可增加至非暴露的两倍以上。
线粒体功能损伤和氧化应激是PD的两个重要发病机制,有研究者对干扰线粒体功能或诱发氧化应激损伤的两类农药的暴露与PD的相关性进行了研究[4],结果显示抑制线粒体呼吸链复合物Ⅰ的农药(如鱼藤酮、苄氯菊酯)和诱发氧化应激损伤的农药(如百草枯、苄氯菊酯)暴露均与PD的发病相关,其患病风险比值比(odds ratio,OR)分别为1.7(95%CI为1.0~2.8)和2.0(95%CI为1.2~3.6),其中鱼藤酮暴露与PD发病的OR为2.5(95%CI为1.3~4.7),百草枯暴露的OR为2.5(95%CI为1.4~4.7),这与Van der Mark等[2]的研究中杀虫剂和除草剂暴露与PD发病具有关联性的研究结果一致。
农药中毒后诱发的神经毒性较常见,其中PD样症状是其中的一种。常见的可诱发PD样症状的农药包括有机磷农药、百草枯等多种药物。
有机磷农药是目前世界上使用量最大的一类农药,它通过抑制胆碱酯酶活性发挥杀虫作用,也能作用于人类的神经系统并引起损伤,曾有多篇病例报道称有机磷农药中毒能引起短暂的PD样症状[5-7],这些症状大多数出现于中毒后10 d以内,无需经特殊的抗PD治疗,一般2~8个月后可以完全缓解,其中1例杀螟硫磷中毒后的患者在中毒后第19天行SPECT检查发现双侧壳核呈高灌注现象,当两个月后临床症状完全好转时,该影像学改变也完全消失[7]。这提示有机磷农药急性中毒对锥体外系神经细胞的损伤是可逆性的,出现PD样临床症状可能与其干扰锥体外系乙酰胆碱酯酶活性有关。然而,Davis等[8]报道了1例经反复有机磷农药职业暴露(约2~3次/周,每次出现有机磷中毒症状后均自行使用阿托品治疗)后于48岁罹患PD的病例,这提示长期有机磷农药暴露可能有诱发PD的风险。
百草枯是目前应用比较广泛的一种除草剂,也是一种常用的制作PD动物模型的环境毒素,它与人类发现的第一个引起PD症状的毒物1-甲基-4-苯基-1,2,3,6-四氢吡啶(MPTP)的代谢产物1-甲基-4-苯基吡啶(MPP+)具有相似的化学结构。但是目前有研究者对百草枯急性中毒的病例报道进行统计分析,这些病例观察时间最长为中毒后10年,并未发现百草枯急性中毒可以诱发人类PD样症状[9]。
此外,还有多种药物在动物研究中均发现与PD发病相关,如拟除虫菊酯类农药、有机氯农药、狄氏剂等,但目前并无这些农药急性中毒后短期出现PD样症状的病例报道[10-11]。
目前用于PD动物模型制作的农药在动物中虽然不能复制出与人类PD完全一致的临床和病理表现,但是可以模拟与多巴胺能神经元选择性丢失相关的发病机制,包括氧化应激、线粒体功能损伤、蛋白质聚集和降解异常等。这些动物模型的建立为人类PD的病因和发病机制的研究提供了重要依据。下文将对各种常用于诱导PD动物模型的农药及其诱导的PD动物模型特点进行概括介绍。
3.1 百草枯 百草枯与人类发现的第一个引起PD症状的毒物MPTP的代谢产物MPP+具有相似的化学结构,它可以透过鼠的血-脑脊液屏障,在中脑中的半衰期可以长达4周,并且在脑组织中的含量具有蓄积效益[12],脑内浓度与外周给药浓度成正比。百草枯可以通过多巴胺能神经元突触末梢的多巴胺转运体(DAT)转运至多巴胺能神经元内[13],代谢过程中产生大量的活性氧(ROS),从而增加氧化应激反应,引起多巴胺能神经元选择性损伤。McCormack等[14]研究发现百草枯暴露之后可以引起黑质多巴胺能神经元选择性丢失20%~30%,并且在体外试验中可以增加α-突触核蛋白(α-synuclein)纤维形成,同时可以增加在体动物中黑质多巴胺能神经元中α-synuclein聚集体的表达,而对皮层、海马神经元无明显影响[15]。百草枯引起黑质多巴胺能神经元选择性损伤的机制可能与黑质多巴胺能神经元对百草枯引起的氧化应激反应比其他脑区神经元敏感有关。Prasad等[16]的研究组发现按体重给予小鼠10 mg/kg百草枯一次性腹腔注射,7 d后小鼠黑质区脂质过氧化水平可高达生理盐水对照组的250%,并且明显高于同一个体的纹状体(200%)和额叶(150%)水平,而且给予小鼠不同剂量的百草枯暴露可以浓度依赖性的增加百草枯在黑质区的含量,但不能增加黑质区的脂质过氧化水平。另外,McCormack等[17]通过对不同剂量百草枯暴露后小鼠的黑质区神经元氧化应激产物4羟基壬烯醛(4-HNE)染色也证实了这个结果。因此百草枯引起的黑质区多巴胺神经元选择性损伤可能与黑质区神经元对氧化应激损伤的反应性较强有关,而不是由于百草枯在细胞中的毒性蓄积作用引起。
3.2 鱼藤酮 鱼藤酮是一种天然的酮复合体,其杀虫机制主要是抑制线粒体呼吸链复合体I导致氧化磷酸化障碍。研究发现散发型PD患者体内线粒体呼吸链复合体I的活性大约下降15%~30%[18],提示鱼藤酮可以部分模拟PD的发病机制。
鱼藤酮具有疏水性和较强的亲脂性,可以自由的跨过血-脑脊液屏障和各种细胞膜,进入脑组织并在亚细胞器中聚集。有研究者使用了不同的给药方式观察鱼藤酮对不同动物黑质多巴胺能神经元的损伤,发现鱼藤酮大鼠模型较小鼠模型更能复制出PD样损伤表现。Betarbet等[19]经颈静脉连续36d按体质量给予雄性大鼠3 mg/kg的鱼藤酮注射可以引起黑质多巴胺能神经元选择性损伤,并且可以诱发动作减少及静止性震颤等症状。Feng等[20]通过连续4周背部皮下注射鱼藤酮诱发了大鼠活动减少、肌张力增高等表现,并出现黑质区神经元选择性丢失,伴有多个脑区尤其是黑质和纹状体中α-synuclein聚集体增多,模拟了人PD的部分临床表现和病理学表现。同样,Cannon等[21]通过对不同年龄段的雄性Lewis大鼠按体质量2.75 mg/(kg·d)或3 mg/(kg·d)腹腔注射6-9d鱼藤酮成功的建立了一个比较稳定的鱼藤酮大鼠模型,几乎每只大鼠都表现出PD样行为改变,包括动作缓慢、强直、姿势步态异常,这些症状经阿扑吗啡治疗后可以缓解,同时这些动物在组织学上出现黑质TH阳性的神经元选择性丢失伴有残存神经元中α-synuclein和泛素表达阳性的包涵体,并且纹状体区多巴胺水平下降。这个模型几乎模拟了PD的所有行为学及病理学改变。人们在建立鱼藤酮诱导的PD动物模型的过程中,发现鱼藤酮除了通过抑制线粒体呼吸链复合体I的功能引起黑质多巴胺能神经元损伤外,还可以诱发细胞凋亡、炎性反应、胶质细胞增生以及蛋白质聚集和降解异常[22]。可见,鱼藤酮建立的大鼠模型能较好的模拟PD发病的行为学、病理学以及发病机制改变,虽然目前尚无鱼藤酮直接导致人类PD发病的报道,在鱼藤酮使用过程中仍需警惕。
3.3 代森锰 代森锰是是一种杀菌剂,含有金属元素锰离子,而金属锰中毒可以引起PD样症状,因此代森锰也被应用于PD的动物模型研究。Thiruchelam等[23]给予不同年龄段的小鼠按体质量30 mg/kg代森锰腹腔注射(2次/周,共2周),末次给药后可引起小鼠纹状体多巴胺水平和自主活动能力下降,并且这种损伤在末次给药后3个月的老年小鼠模型(18月龄)中表现更为明显,不能完全恢复。此研究还发现代森锰可以增加其他毒素的毒性作用,代森锰与百草枯联合作用,可以引起动物的活动能力下降,降低纹状体多巴胺水平和多巴胺代谢能力,减少纹状体中酪氨酸羟化酶和多巴胺转运体的表达,同时可以增加突触囊泡中多巴胺含量,这种效应明显强于单独使用百草枯或代森锰[23]。该作者团队推测引起这种效应的原因可能与代森锰能够减少多巴胺的释放从而增加突触囊泡中多巴胺的含量有关[24],因此当其与百草枯等引起氧化应激反应的药物同时使用时,这些胞浆中含有大量多巴胺的神经元更容易受到氧化应激损伤。
3.4 拟除虫菊酯类农药 拟除虫菊酯类农药是一类由天然除虫菊酯的结构衍生而成的农药,具有神经毒性,主要是通过延长位于神经细胞表面的钠离子通道的开放时间,引起细胞膜去极化而引起神经细胞损伤。目前已有多项关于拟除虫菊酯类农药对黑质多巴胺神经系统作用的研究。溴氰菊酯可以明显减少大鼠纹状体和海马中多巴胺及多巴胺转运体的含量[25],并且抑制酪氨酸羟化酶的表达,从而减少内源性多巴胺的合成[26],提示溴氰菊酯可能与PD发病相关。另外Singh等[27-28]发现氯氰菊酯可以透过血-脑脊液屏障,对该药的长期暴露将增加黑质纹状体系统氧化应激水平,减少小泡单胺转运蛋白表达及多巴胺含量,最终引起大鼠多巴胺能神经元变性死亡,尤其在神经元发育期暴露过氯氰菊酯的大鼠在成年后再次暴露将明显增加氯氰菊酯对黑质纹状体系统的损伤[29]。甲氰菊酯体外作用于多巴胺能细胞可以模拟氧化应激、细胞凋亡及α-synuclein和泛素蛋白异常聚集等与PD相关的发病机制,并且长期低剂量的甲氰菊酯暴露也可以诱发大鼠黑质多巴胺能神经元丢失以及多巴胺转运体表达增加[30]。以上研究结果均提示拟除虫菊酯类农药可能通过干扰黑质纹状体系统功能增加PD的发病风险。目前苄氯菊酯的相关研究较少,相关结局尚不明确。
3.5 有机磷农药 有机磷农药主要通过抑制乙酰胆碱酯酶活性发挥作用。虽然有机磷农药急性中毒的患者可以表现出可逆性PD样症状,但是在动物模型中有机磷农药并不能复制出典型的PD症状及病理学改变。氯螨硫磷腹腔注射的小鼠表现出在旷野试验中的活动能力下降以及DAT对多巴胺的摄取能力降低,但是并无PD相关的病理改变出现[31]。在锥体外系统中,多巴胺系统和乙酰胆碱系统是一对相互拮抗的系统,当两者失衡时就会出现相应的锥体外系症状,因此有机磷农药引起的PD样症状可能与其打破了两个系统之间的平衡有关。
3.6 有机氯农药 有机氯农药是一类用于防治植物病、虫害的含有有机氯元素的化合物,具有很强的脂溶性,可以透过各种细胞膜,其性质稳定、不易挥发,容易持续存在于环境中并可以在生物体内聚集。因为有机氯对环境的影响,在很多地方已被禁用。有机氯农药分为以苯为原料和以环戊二烯为原料的两类,其中以环戊二烯为原料的一类与PD的发病存在相关性,其代表农药为狄氏剂。狄氏剂暴露的小鼠可以出现α-synuclein表达增高,多巴胺系统内多巴胺合成代谢异常以及氧化应激反应增强,还会引起多巴胺神经细胞DAT和囊泡单胺转运蛋白(VMAT2)的表达异常,与MPTP共同使用时可以增加MPTP的毒性作用。但是目前尚无研究发现狄氏剂可以直接引起多巴胺能神经元数目减少。根据有机氯农药易在环境中残存的特点,有机氯农药长期蓄积对人体的损害还有待继续观察。
综上所述,农药可能是PD发病的重要危险因素,虽然目前尚未找到某一种或某一类农药与PD的发病具有直接关系,但是很多农药在实验室研究模型中模拟了PD的行为学、病理学以及发病机制的特征,为PD的病因学和发病机制研究提供重要的依据,同时也提出了警示需进一步规范农药的使用,从而减少PD的发病风险。
[1]Zhang ZX, Roman GC, Hong Z, et al. Parkinson’s disease in China: prevalence in Beijing, Xian, and Shanghai[J]. Lancet, 2005, 365(9459): 595-597.
[2]van der Mark M, Brouwer M, Kromhout H, et al. Is pesticide use related to Parkinson disease? Some clues to heterogeneity in study results[J]. Environ Health Perspect, 2012, 120(3): 340-347.
[3]Freire C, Koifman S. Pesticide exposure and Parkinson’s disease: Epidemiological evidence of association[J]. Neurotoxicology, 2012, 33(5): 947-971.
[4]Tanner CM, Kamel F, Ross GW, et al. Rotenone, paraquat, and Parkinson’s disease[J]. Environ Health Perspect, 2011, 119(6): 866-872.
[5]Hashim HZ, Wan Musa WR, Ngiu CS, et al. Parkinsonism complicating acute organophosphate insecticide poisoning[J]. Ann Acad Med Singapore, 2011, 40(3): 150-151.
[6]Shahar E, Bentur Y, Bar-Joseph G, et al. Extrapyramidal parkinsonism complicating acute organophosphate insecticide poisoning[J]. Pediatr Neurol, 2005, 33(5): 378-382.
[7]Nakamagoe K, Watanabe M, Takeda T, et al. Parkinsonism with organophosphate poisoning[J]. BMJ Case Rep, 2009, 2009.
[8]Davis KL, Yesavage JA, Berger PA. Single case study. Possible organophosphate-induced parkinsonism[J]. J Nerv Ment Dis, 1978, 166(3): 222-225.
[9]Brent J, Schaeffer TH. Systematic review of parkinsonian syndromes in short- and long-term survivors of paraquat poisoning[J]. J Occup Environ Med, 2011, 53(11): 1332-1336.
[10]Bradberry SM, Cage SA, Proudfoot AT, et al. Poisoning due to pyrethroids[J]. Toxicol Rev, 2005, 24(2): 93-106.
[11]Moses V, Peter JV. Acute intentional toxicity: endosulfan and other organochlorines[J]. Clin Toxicol (Phila), 2010, 48(6): 539-544.
[12]Prasad K, Tarasewicz E, Mathew J, et al. Toxicokinetics and toxicodynamics of paraquat accumulation in mouse brain[J]. Exp Neurol, 2009, 215(2): 358-367.
[13]Shimizu K, Matsubara K, Ohtaki K, et al. Paraquat induces long-lasting dopamine overflow through the excitotoxic pathway in the striatum of freely moving rats[J]. Brain Res, 2003, 976(2): 243-252.
[14]McCormack AL, Thiruchelvam M, Manning-Bog AB, et al. Environmental risk factors and Parkinson’s disease: selective degeneration of nigral dopaminergic neurons caused by the herbicide paraquat[J]. Neurobiol Dis, 2002, 10(2): 119-127.
[15]Manning-Bog AB, McCormack AL, Li J, et al. The herbicide paraquat causes up-regulation and aggregation of alpha-synuclein in mice: paraquat and alpha-synuclein[J]. J Biol Chem, 2002, 277(3): 1641-1644.
[16]Prasad K, Winnik B, Thiruchelvam MJ, et al. Prolonged toxicokinetics and toxicodynamics of paraquat in mouse brain[J]. Environ Health Perspect, 2007, 115(10): 1448-1453.
[17]McCormack AL, Atienza JG, Johnston LC, et al. Role of oxidative stress in paraquat-induced dopaminergic cell degeneration[J]. J Neurochem, 2005, 93(4): 1030-1037.
[18]Schapira AH, Cooper JM, Dexter D, et al. Mitochondrial complex I deficiency in Parkinson’s disease[J]. J Neurochem, 1990, 54(3): 823-827.
[19]Betarbet R, Sherer TB, MacKenzie G, et al. Chronic systemic pesticide exposure reproduces features of Parkinson’s disease[J]. Nat Neurosci, 2000, 3(12): 1301-1306.
[20]Feng Y, Liang ZH, Wang T, et al. alpha-Synuclein redistributed and aggregated in rotenone-induced Parkinson’s disease rats[J]. Neurosci Bull, 2006, 22(5): 288-293.
[21]Cannon JR, Tapias V, Na HM, et al. A highly reproducible rotenone model of Parkinson’s disease[J]. Neurobiol Dis, 2009, 34(2): 279-290.
[22]Xiong N, Long X, Xiong J, et al. Mitochondrial complex I inhibitor rotenone-induced toxicity and its potential mechanisms in Parkinson’s disease models[J]. Crit Rev Toxicol, 2012, 42(7): 613-632.
[23]Thiruchelvam M, McCormack A, Richfield EK, et al. Age-related irreversible progressive nigrostriatal dopaminergic neurotoxicity in the paraquat and maneb model of the Parkinson’s disease phenotype[J]. Eur J Neurosci, 2003, 18(3): 589-600.
[24]Barlow BK, Thiruchelvam MJ, Bennice L, et al. Increased synaptosomal dopamine content and brain concentration of paraquat produced by selective dithiocarbamates[J]. J Neurochem, 2003, 85(4): 1075-1086.
[25]Tayebati SK, Di Tullio MA, Ricci A, et al. Influence of dermal exposure to the pyrethroid insecticide deltamethrin on rat brain microanatomy and cholinergic/dopaminergic neurochemistry[J]. Brain Res, 2009, 1301: 180-188.
[26]Liu GP, Shi N. The inhibitory effects of deltamethrin on dopamine biosynthesis in rat PC12 cells[J]. Toxicol Lett, 2006, 161(3): 195-199.
[27]Tiwari MN, Singh AK, Ahmad I, et al. Effects of cypermethrin on monoamine transporters, xenobiotic metabolizing enzymes and lipid peroxidation in the rat nigrostriatal system[J]. Free Radic Res, 2010, 44(12): 1416-1424.
[28]Singh AK, Tiwari MN, Dixit A, et al. Nigrostriatal proteomics of cypermethrin-induced dopaminergic neurodegeneration: microglial activation-dependent and-independent regulations[J]. Toxicol Sci, 2011, 122(2): 526-538.
[29]Singh AK, Tiwari MN, Upadhyay G, et al. Long term exposure to cypermethrin induces nigrostriatal dopaminergic neurodegeneration in adult rats: postnatal exposure enhances the susceptibility during adulthood[J]. Neurobiol Aging, 2012, 33(2): 404-415.
[30]Xiong J, Zhang X, Huang J, et al. Fenpropathrin, a Widely Used Pesticide, Causes Dopaminergic Degeneration[J]. Mol Neurobiol, 2016, 53(2): 995-1008.
[31]Karen DJ, Li W, Harp PR, et al. Striatal dopaminergic pathways as a target for the insecticides permethrin and chlorpyrifos[J]. Neurotoxicology, 2001, 22(6): 811-817.
(本文编辑:邹晨双)
10.3969/j.issn.1006-2963.2016.06.012
国家自然科学基金青年基金项目(815011077)
430060 武汉大学人民医院神经科
熊婧,Email:lala23658@163.com
R742.5
A
1006-2963(2016)06-0438-05
2016-04-11)