张学林王瑞元
1曲阜师范大学体育科学学院(山东曲阜273165)
2北京体育大学运动人体科学学院
过度使用性损伤(overuse injuries)是一种常见的运动和/或职业骨骼-肌肉系统疾病,源于组织长期受到重复应力、没有足够时间恢复造成慢性损伤(chronic injuries)的结果[1-4]。 患者通常存在疼痛、麻木、无力等疾病症状[1],严重干扰了日常生活与工作。因此,如何预防和治疗过度使用性损伤一直是医学界的研究重点、难点。普遍认为过度使用性损伤是组织重复性微损伤的结果,但其形成机制仍不十分清楚。依据近年来骨骼肌组织结构与功能的研究成果[5-9],本研究把骨骼-肌肉系统作为一个张力整合复合体研究过度使用性损伤的成因,从整体上探讨过度使用性损伤的发病机制。
“过度使用性损伤”概念最早由澳大利亚的Fry提出,试图用“过度使用症候群”(overuse syndrome)一词解释音乐人手臂无力和疼痛症状的原因[10]。但过度使用性损伤症状不仅发生在音乐人身上,它是一种常见的职业疾病,过度使用身体任何部位都会诱发过度使用性损伤的不适症状。鉴于过度使用性损伤对职业劳动者的危害性,美国劳工部职业安全和健康管理局 (The Occupational Safety and Health Administration)于2000年把由职业劳动引起的肌肉、神经、肌腱、韧带、关节、软骨、血管和椎间盘疾病定义为工作性骨骼-肌肉疾病 (work-related musculoskeletal disorders,MSD),其风险因素包括重复性工作、长久单一的固定姿势工作[11]。过度使用性损伤也是常见的运动性损伤,最早采用“过度使用症候群”解释运动性损伤的研究可以追溯到1967年[12]。鉴于过度使用性损伤对运动员的危害性,国际足球联合会医学评价和研究中心于2006年发表了运动损伤评价“共识文件(consensus statement)”,首次明确提出竞技运动“overuse injuries”概念,定义为重复性微损伤(repeated microtrauma)造成的损伤[13]。
综上所述,过度使用性损伤是竞技运动和职业劳动共有的现象。目前,过度使用性损伤已经被定性为病理性变化,包括骨骼肌细胞周围过度的胶原纤维沉积、纤维化、细胞死亡、炎症因子浸润、增加的细胞因子表达,以及肌腱和神经损伤、慢性炎症反应、残余性纤维化(residual fibrosis,是指不可吸收的纤维化组织或瘢痕组织)等症状[14],普遍认为是组织重复性微损伤累积的结果。
目前,过度使用性损伤发病机制仍不十分清楚,主要学说包括组织重复性微损伤学说[15,16]、慢性炎症反应学说[1,16]。
组织重复性微损伤导致了过度使用性损伤症状。诸多学者从研究过度使用性损伤患者的组织结构变化入手,探讨其发生机制[15,16]。 Dennett和Fry[17]研究手腕部骨骼肌过度使用性损伤症状组织结构变化,募集了29名患有手腕部慢性疼痛劳损症状的女性,并对第一骨间背侧肌进行活检采样,发现Ⅰ型肌纤维增加而Ⅱ型肌纤维减少、肥大,肌纤维内侧核增加,肌纤维内线粒体异常、肌膜下线粒体聚积,定性为严重的临床病理性变化。Kadi等[18]募集了10名患有肩颈部不适症状的男性做肌肉活检检查,研究结果支持了Dennett和Fry[17]的观点。 Glazebrook等[19]采用过度使用性损伤动物模型,研究了跟腱过度使用性损伤组织结构变化,让大鼠在10°的跑台上以17m/min、每周5次的上坡跑运动负荷训练12周(选择上坡跑运动的原因是:与下坡跑运动相比较,上坡跑运动更能造成跟腱离心运动性微损伤),发现跟腱结构出现病理性变化,胶原纤维排列次序紊乱、胶原纤维增生。Clark等[20]研究了过度使用性损伤对神经的影响,采用过度使用性损伤动物模型研究神经炎症反应,通过特殊的设计,让大鼠获取食物时前肢做重复性抓握动作,训练12周,发现其正中神经传导速度下降,且正中神经组织周围出现大量ED1巨噬细胞,表明神经组织受到损伤。Larsson等[21]研究了组织重复性微损伤与疼痛的关系,试图寻找过度使用性损伤疼痛机制,募集了17名患有慢性斜方肌疼痛的患者(16名女性,1名男性),发现肌疼与减少的肌肉内血流、破碎的红细胞 (也称蓬毛样红纤维,ragged red fibers,是指线粒体功能异常后,在大多数情况下出现线粒体数量增加和形态学改变,冷冻切片的HE染色呈青紫色,用改良的Gomori染色技术显色最好,是红色,有时异常的线粒体内含有大量脂肪滴或糖原,在冷冻切片时成破裂状,形成小空泡,给人以破碎的感觉,所以命名为“ragged”,即破碎的,因是染成红色,定义为破碎的红色细胞)有关。这提示组织重复性微损伤导致了过度使用性损伤症状。然而,这些研究仅关注组织病变本身,而忽视病变组织发病机制与周围组织的关系,即没有从整体角度探讨过度使用性损伤发病机制,具有一定的局限性。
骨骼肌病理性变化必然造成慢性炎症反应。Barbe等[1]认为这些慢性炎症反应进而会形成残余性瘢痕(residual scarring,是指不可吸收的瘢痕组织或纤维化组织),造成肌肉、神经功能障碍,其试图以慢性炎症反应作为主线,把骨骼-肌肉系统作为整体,解释过度使用性损伤的成因。随后,Barbe等[1]围绕此观点展开了研究,采用过度使用性损伤动物模型(特殊的实验设计,让大鼠获取食物时前肢作重复性抓握动作,训练8周),发现ED1巨噬细胞在前肢肌肉、肌腱尤其是疏松结缔组织部位数量增加,在第5、6周达到峰值,第8周数量减少;ED2巨噬细胞在疏松结缔组织、肌腱、肌腱-肌肉接头部位8周内数量持续增加,而在肌腹部位没有增加。研究者认为,组织持续增加巨噬细胞数量是慢性炎症反应的标志,慢性炎症反应阻碍了组织损伤修复,即过度使用性损伤机制是慢性炎症反应的结果。研究者试图用慢性炎症反应解释过度使用性损伤发生机制。然而,Barbe等[1]的研究仍存在局限性,原因是ED2吞噬细胞在过度使用性损伤的骨骼肌肌腹数量没有变化,Glazebrook等[19]发现过度使用性损伤的跟腱也没有炎症因子浸润,与Barbe等[1]的观点相矛盾。提示慢性炎症反应学说同组织重复性微损伤学说一样,具有一定的局限性。
虽然慢性炎症反应学说存在一定局限性,但其研究理念给我们很大启发,即从众多的劳损因素中找出一条主线,寻找过度使用性损伤的成因。卢鼎厚[22]研究发现,骨骼肌结构变化形成的硬条索能导致腰部、膝关节疼痛,硬条索软化后,附带的腰疼、膝关节疼痛症状消失。这表明在骨骼-肌肉系统中,一种组织结构的变化可以诱发另一组织结构变化,这支持了在众多的过度使用损伤因素中存在一条主线的观点,这为研究过度使用性损伤机制提供了新的思路。以往对过度使用损伤的机制研究仅关注损伤部位本身而忽视损伤部位与周围其他组织结构的关系,这可能掩盖了过劳性损伤发病起因。故提示应该从骨骼-肌肉系统整体的角度研究过度使用性损伤成因的主线,打破孤立研究某一局部问题的常规思维方法。依据近来骨骼肌组织结构与功能的研究结果[5-9],骨骼肌细胞的超微结构变化可能是骨骼-肌肉系统过度使用性损伤的成因主线。
Bolgla等[23]研究了髌骨疼痛症候群(patello femoral pain syndrome)的发生机制,认为其与股四头肌无力、膝关节软组织过分僵硬等原因有关。Brown等[24]研究了多裂肌超微结构损伤与椎间盘退变的关系,发现椎间盘退变与多裂肌硬度增加有关,推测是多裂肌的胶原纤维增生所致。Carpenter等[25]研究表明,肌腱周围的组织结构张力变化等因素能导致肌腱劳损。Langevin等[26]通过超声成像观察腰痛患者背部结缔组织结构变化,发现腰痛患者背部结缔组织结构不正常、厚度增加。这提示骨骼肌组织结构变化能造成远端的肌腱、关节、韧带、骨等组织结构发生变化。Barbe等[1]的研究结果在某种意义上支持了此观点,采用8周过度使用性损伤动物模型研究炎症反应,发现ED2巨噬细胞在肌腹部位没有增加,而在疏松结缔组织、肌腱、肌腱-肌肉接头部位持续增加。ED2巨噬细胞在肌腹部位没有增加,有两种可能性:(1)过度使用性损伤没有导致骨骼肌细胞损伤;(2)取材时间是在3~6周,猜测错过了ED2巨噬细胞增加高峰的1~2周,很可能在3~6周ED2巨噬细胞数量已经下降。第一种可能性不大,因为大量研究表明,过度使用性损伤导致骨骼肌损伤。仅有第2种可能性存在,ED2巨噬细胞在1~2周数量增加,3~6周ED2巨噬细胞由于某种原因数量减少。表明肌腹与疏松结缔组织、肌腱、肌腱-肌肉接头部位过度使用性损伤发生时间存在先后。假性软骨发育不全(Pseudoachondroplasia:PSACH)和多发性骨骺发育不良(multiple epiphyseal dysplasia:MED)均为骨发育不良性疾病的家族成员之一。这些病人经常存在血清肌酸激酶增加、肌纤维大小不一,并伴随少量肌萎缩。怀疑骨发育不良与骨骼肌结构变化有关。Piróg等[27]采用PSACH基因突变小鼠证实了此观点,发现基因突变小鼠肌肉力量逐渐减弱,肌束膜和肌肉-肌腱接头周围肌细胞出现内侧核(损伤指标),肌腱和韧带胶原纤维直径增加。其作者认为骨发育不良症与肌腱传递力量变化有关,直接造成韧带结构损伤,诱发了骨疾病。Piróg等[27]研究结果证明骨骼-肌肉系统疾病与张力传递变化有关,间接支持了过度使用性损伤源于骨骼肌结构变化的观点,即骨骼肌组织结构变化能造成远端的肌腱、关节、韧带、骨等组织结构发生变化。近来研究表明,骨骼肌肌节存在张力感受器,而肌束膜是骨骼肌张力传递的枢纽[6]。结合以上研究结果,提示骨骼肌组织结构变化是张力变化的结果,过度使用性损伤与骨骼肌组织张力变化有关。
骨骼肌肌节正常状态呈非常规律的横纹状。然而,离心运动极易导致骨骼肌肌节结构改变,如Z线呈水纹状变化,Z线断裂、消失等。通常认为这些超微结构变化是肌节损伤的结果,近来研究表明,这不是损伤而是骨骼肌细胞超微结构适应机械张力的结果[6]。大量研究表明,骨骼肌肌节存在许多机械感受器,能感受外来机械应激,使骨架蛋白结构发生变化以抵消外来机械张力,如Z线上的蛋白依据机械应激、细胞外信号,有时锚靠在Z线上,有时出现在胞浆中,具有惊人的动态交换能力,这些蛋白包括以前被称为Z线静态结构成分的α-actinin或myotilin蛋白;不仅如此,Z盘、M带上许多蛋白及肌联蛋白titin具有机械感受器功能,能感受肌节、M带的张力变化,及时调节肌节的结构形状以适应环境的要求[6];肌膜外基质膜同样存在机械感受器,Urso等[28]发现离心运动导致了骨骼肌IV型胶原纤维蛋白合成增加,而骨骼肌制动(Immobilization)仅48 h造成IV型胶原纤维蛋白降解。另外,跨膜(肌膜)蛋白整合素α7β1 integrin一方面与细胞外基质成分成纤维细胞结合,使成纤维细胞黏附于基质;另一方面把肌膜内外机械信号转换为化学信号的双向调节作用,起到稳定肌膜、肌节结构的作用[29]。近来的实证研究支持了骨骼肌机械张力受体对肌细胞的保护作用。Costa等[30]采用免疫组化染色骨骼肌纤连蛋白 (fibronectin)和结蛋白(desmin),分析肌膜损伤程度,研究长期离心运动对人体骨骼肌肌膜完整性的影响,结果发现肌膜的完整性不受影响。Piitulainen等[31]让受试者在特殊的雪橇功率仪上做单腿SSC (stretch-shortening cycle)跳跃运动至力竭,同样发现肌膜完整性没有破坏。通常认为离心运动高机械张力导致骨骼肌细胞超微结构损伤,但高机械张力在使肌细胞内超微结构受到损伤的同时,也应该撕裂肌膜和基质膜,但事实并非如此。这提示单独的机械张力学说不能解释骨骼肌细胞超微结构损伤而肌膜没有损伤的矛盾现象。这支持了骨骼肌具有机械张力受体的观点,骨骼肌细胞内超微结构与细胞外基质膜是动态结构,通过肌膜上的机械张力受体交换细胞内外机械张力变化信息,使得肌节、肌膜与基质膜形成一个整体,当骨骼肌受到机械应激时,肌细胞骨架蛋白作为机械受体,感受细胞内外张力变化,骨架蛋白结构改变,避免骨骼肌细胞遭受机械性损害。
Passerieux等[32,33]采用NaOH 6N消化肌肉技术,部分地除去包裹邻近肌纤维的肌内膜,以便能直接观察肌束膜的网络结构和与肌纤维表面接合的部位,发现肌束膜由相互缠绕的胶原纤维构成,相互缠绕的胶原纤维网络由与肌细胞平行的部分和与肌细胞呈60°角方向的末端弯曲部分组成的许多分枝丛(a plexus of thin branches)构成,分枝丛再分成若干小枝。平行部分结合在一起形成蜂窝状(honeycomb structures)管状结构包裹肌纤维,管状结构末端与肌腱衔接在一起,而末端弯曲部分于空间任何方位通过肌束膜连接板(perimysial junctional plate)与肌细胞大概成60°的角度附着于肌细胞表面。归纳肌束膜结构有4个部分:(1)肌束膜连接板(把每个肌束膜分枝附着于肌细胞表面的部位称为肌束膜连接板),构成了肌束膜与肌内膜之间的粘附点;(2)粘附相邻肌细胞的胶原纤维分枝丛;(3)交互缠绕的疏松胶原纤维网络;(4)连接肌腱的蜂窝管。依据肌束膜的空间排列结构,骨骼肌是由肌束膜为枢纽的从肌细胞到肌腱、相邻肌纤维之间的横向张力传导复合体。这提示肌束膜通过连接板与肌内膜结合、通过管状结构与肌腱结合,把骨骼肌组织连结为一个整体,是机械张力传递的枢纽。近来的研究结果支持了此观点。Ramaswamy等[34]研究了骨骼肌结缔组织传递张力的机制,发现肌节收缩产生的张力能通过位于肋状体(costameres) 的 DGC (the dystrophin-associated glycoprotein complex)横向传递至肌内膜,进而通过肌内膜、肌束膜、肌外膜把张力传递至肌腱。另有研究发现,骨骼肌受到不习惯的机械张力应激时,在骨骼肌超微结构变化的同时,DGC复合体dystrophin丢失[35],致使骨骼肌横向传递张力的机制受到限制[34];与此同时,骨骼肌α7 integrin表达增加,且过表达α7β1 integrin转基因小鼠骨骼肌较野生型肌膜结构完整性更好[36]。依据骨骼肌肌节长度不均一理论,离心运动时,由于肌节被动拉长的长度不均一,极易导致较弱肌节被撕裂或撕断[6]。然而,离心运动时,dystrophin丢失,切断了DGC横向传递肌节收缩张力的通道,进而增加了肌膜的顺应性,起到防止肌膜撕裂的作用。为了加强保护顺应性增强的肌膜,α7β1 integrin表达增加,用于保持肌膜内外信号转导通路。这解释了为何离心运动极易导致dystrophin丢失,而α7β1 integrin表达增加的研究结果,也证实了骨骼肌可以横向传递肌节收缩张力的观点。Heinemeier等[37]采用电刺激(50 Hz)大鼠坐骨神经方式,让大鼠做离心运动、等长运动和向心运动,取腓肠肌内侧和跟腱,发现三种类型训练导致了腓肠肌内侧和跟腱TGF-β1(transforming growth factor-β1,转化生长因子-β1),Ⅰ、Ⅲ型胶原纤维蛋白基因表达增加,但与等长运动和向心运动相比,离心运动(不习惯的骨骼肌机械张力应激)组腓肠肌内侧基因表达量最大。这表明骨骼肌遭受机械张力应激时,肌内膜、肌束膜、肌腱由于承担机械张力导致Ⅰ、Ⅲ型胶原纤维蛋白浓度增加,证实肌束膜衔接肌内膜、肌外膜和肌腱,是骨骼肌组织机械张力传递枢纽。骨骼肌受到不习惯的机械张力应激时,肌腹的肌内膜、肌束膜和肌外膜首先承受张力,以减轻肌膜高机械张力的应激,避免肌膜遭受机械撕裂损伤。
归纳4.1和4.2研究结果,骨骼肌以肌束膜为主线构成了一个张力整合复合体,把骨骼肌细胞内骨架蛋白、肌膜、肌内膜、肌束膜、肌外膜和肌腱紧密连接成为一个整体,肌束膜是传递骨骼肌细胞与肌腱之间张力的桥梁[32,33],而整合素integrin是维持张力整合复合体的跨膜机械信号转导受体。在这个体系中,骨骼肌细胞内骨架蛋白产生的预张力是唯一产生内在张力的因素,骨骼肌受到机械张力应激时,肌细胞内骨架蛋白结构改变,辅之以dystrophin丢失,切断DGC横向传递肌节收缩张力的通道,二者共同作用,以维持骨骼肌张力整合复合体的稳定性。如果连续的机械张力导致骨骼肌细胞骨架蛋白结构长期处于变化之中,将导致骨骼肌张力整合复合体失衡,过度使用性损伤发生。这提示过度使用性损伤与骨骼肌张力整合复合体失衡有关。
骨骼肌组织是一个张力整合复合体。在这个张力整合复合体中,肌束膜通过连接板(perimysial junctional plate)与肌内膜结合,通过蜂窝管(管状结构)与肌腱结合,而后通过位于肌膜肋状体(costameres) 的 DGC (the dystrophin-associated glycoprotein complex)把肌节收缩产生的张力横向传递至肌内膜、肌束膜、肌外膜,最后把肌节收缩的张力传递至肌腱,即肌束膜在肌腹衔接每一孔肌内膜,在两末端与肌腱衔接,是骨骼肌张力传递的枢纽。骨骼肌受到机械应激时,肌节机械感受器把肌膜外机械信号转换为化学信号,及时调节肌节的结构形状以适应环境的要求,同时骨骼肌DGC复合体dystrophin丢失,肌节顺应性增加,进而防止肌膜撕裂,而肌膜α7β1 integrin代偿性表达增加,进一步保护dystrophin丢失后肌膜的完整性。这解释了不习惯运动尤其是离心运动极易造成骨骼肌超微结构变化的原因。
然而,骨骼肌细胞内骨架蛋白变化后,由于细胞内部对抗应激能力不能匹配外界的应激,导致细胞对外界刺激的敏感性下降[38]。这提示如果骨骼肌长期受到不习惯的姿势或机械张力应激时,变化的肌细胞内骨架蛋白由于不能重新组装而会降解,由结构主动变化的良性适应阶段转变为结构损伤累积的不良适应阶段。 Dennett和Fry[17]研究了过度使用性损伤的骨骼肌细胞超微结构变化,发现患有骨骼肌慢性疼痛劳损症状的患者,骨骼肌肌原纤维降解,出现肌原纤维降解的电子密度小体 (降解的肌原纤维被溶酶体自噬后的产物)和线粒体异常,出现肌膜下线粒体聚集、肌原纤维内晶格状样线粒体。患有严重疲劳症状(严重疲劳症状表现为肌肉僵硬、无力、酸痛、获得性耐力耐受能力下降、慢性疲劳等症状)的耐力项目运动员骨骼肌出现了同样的病理性变化,Z线水纹状、肌原纤维降解、线粒体肿胀且横跨两个Z线、肌膜下线粒体聚积[39]。以上的研究结果表明,过度使用性骨骼肌出现了超微结构损伤累积的不良性适应现象。另有研究发现,膝关节炎患者股外肌p65 NF-κB(nuclear factor κB,核因子κB)浓度大幅度增加[40],且NF-κB上调了泛素-蛋白酶体系统 (the ubiquitinproteasome system)、下调了生肌调节因子MyoD[41]。这提示过度使用性损伤患者肌细胞超微结构损伤累积,其机制可能与肌膜内外信号转导通路紊乱,造成NF-κB过度激活,使得分解代谢增强。 Crane等[42]间接研究了骨骼肌受到不习惯的机械应激后NF-κB过度激活的机制,让受试者进行功率自行车运动,采用85%VO2peak峰值有氧工作能力(peak aerobic capacity)运动2 min,间歇期采用60%VO2peak峰值有氧工作能力运动2 min,交替进行直至力竭。运动后即刻,一条腿股四头肌按摩10 min,另一条腿作为对照。按摩后在股外肌活检取样,发现被按摩的股外肌与对照组比较,p65 NF-κB浓度显著下调,但机械转导信号通路粘着斑激酶 (focal adhesion kinase,FAK)和细胞外调节激酶1/2(extracellular signal–regulated kinase 1/2,ERK1/2)酶活性(磷酸化程度)显著增加。另有研究表明,骨骼肌肌膜跨膜蛋白α7β1 integrin能被机械应激激活,激活的α7β1 integrin反过来又激活其下游信号通路FAK和ERK1/2[43]。依据Crane等[42]研究结果,没有按摩的运动腿股外肌FAK和ERK1/2酶活性显著下调,而p65 NF-κB浓度显著上调。这提示骨骼肌受到一次不习惯的机械张力应激后,其跨膜蛋白α7β1 integrin活性部分受到抑制。这解释了急性离心运动后骨骼肌跨膜蛋白α7β1 integrin表达增加的原因,一方面是代偿性弥补dystrophin丢失;另一方面是为了弥补其活性部分受到抑制,意欲恢复肌膜内外正常的信号转导通路。然而,骨骼肌长期受到机械张力应激时,代偿性增加的α7β1 integrin表达量可能不能匹配活性抑制的α7β1 integrin,导致NF-κB过度激活,结构改变的肌细胞内骨架蛋白降解速度加快,由结构主动变化的良性适应阶段转变为结构损伤累积的不良适应阶段,骨骼肌张力复合体的内在调节因素受到限制,这将影响张力复合体的稳态。
骨骼肌每受到一次机械张力应激,dystrophin丢失,切断传递肌节的收缩力至肌内膜的中间通路,起到减轻肌膜的机械张力的作用。然而,骨骼肌是一张力整合复合体。推测骨骼肌每受到一次机械张力应激,都会调整一次张力复合体,以维持张力整合复合体平衡。 Koskinen等[44]让Wistar大鼠单侧腿胫骨前肌进行240次离心运动,发现运动后肿胀和再生的肌细胞周围collagenⅠ、Ⅲ、Ⅳ浓度增加;Mackey等[45]电刺激受试者腓肠肌30 min(60 Hz刺激、300 μs脉宽),发现刺激后48 h collagenⅠ、Ⅲ的mRNA浓度增加,30 d后达到最大值。该研究者认为,骨骼肌受到不习惯的机械张力应激后,结缔组织浓度增加是为了保护骨骼肌,避免其进一步受到损伤。这提示骨骼肌每受到一次机械张力应激后,为了维持由于肌细胞超微结构变化导致的张力整合复合体失衡,需增加骨骼肌结缔组织浓度重新调整张力整合复合体稳态。
Maas等[46]研究了骨骼肌在不同机械张力应激环境中结缔组织传递张力的作用,发现强直性收缩的骨骼肌中,结缔组织在张力传递中占有主要地位,而在随意收缩骨骼肌中,结缔组织在张力传递中作用较小。这表明在特定的机械张力环境中,骨骼肌结缔组织在传递张力过程中占有主要地位,目的可能是为了维持张力整合复合体稳态。近来的研究支持了此观点。Stauber等[47]让大鼠在麻醉状态下、电刺激踝跖肌的同时,在大鼠踝关节正常的移动范围内,强行牵拉大鼠后肢背侧的主动收缩肌,4周后肌内膜、肌束膜厚度增加,胶原纤维沉积,肌细胞死亡被胶原纤维替代,呈纤维化症状,这与Willems等[48]研究结果类似。 Willems等[48]采用电刺激(70 Hz,0.2 ms串长)雌性大鼠跖屈肌,让踝关节在40°~140°范围内做离心运动,每天1次,每次50次,训练6周,发现跖屈肌肌纤维面积减少,而结缔组织包括肌束膜面积增加。Langevin等[26]通过超声成像观察腰疼患者背部结缔组织结构变化,发现腰疼患者背部结缔组织结构不正常、厚度增加。Brown等[24]研究了多裂肌超微结构损伤与椎间盘退变的关系,发现椎间盘退变与多裂肌硬度增加有关,推测是多裂肌的胶原纤维增生所致。张学林等[49]研究了长期离心运动对骨骼肌结缔组织结构的影响,让大鼠进行4周下坡跑离心运动(动物跑台、-16°、16~20 m/min、60~90 min/d,5 d/wk),结果发现4周离心运动造成骨骼肌肌束膜厚度大幅度增加、胶原纤维沉积,呈纤维化症状。这表明骨骼肌连续受到不习惯的机械张力应激时,骨骼肌结缔组织浓度增加用于维持张力整合复合体稳态。然而,骨骼肌结缔组织尤其是肌束膜含有高密度的肌成纤维细胞(myofibroblasts),其具有平滑肌样蛋白收缩特性,能够进行主动收缩,其收缩力量足以能够影响骨骼肌的收缩能力,且肌束膜能匹配机械张力应激程度使其硬度逐渐增加[50]。如果不习惯的机械张力应激过分地施加于骨骼肌结缔组织 (肌束膜),将使骨骼肌结缔组织(肌束膜)硬度过度增加,导致其主动收缩能力增加,由于两侧末端与肌腱衔接,造成肌肉-肌腱接头、肌腱反复被强力牵拉,进而造成肌腱附着的关节、韧带微损伤累积;与此同时,由于结缔组织(肌束膜)包埋丰富的神经束和血管[46],硬度增加的结缔组织(肌束膜)反复挤压、牵拉神经和血管,造成神经、血管微损伤累积。张学林等[49]研究支持了此观点,让大鼠进行4周下坡跑离心运动后,发现骨骼肌肌束膜纤维化的同时,骨骼肌内神经束膜被破坏,胶原纤维增生、纤维化,神经纤维圆柱体形状变形,轴突和髓鞘结构改变;骨骼肌组织内血管闭锁,血管壁皱缩,厚度增加,管腔变小,被红细胞堵塞,血管壁周围被胶原纤维包裹、纤维化。这提示骨骼肌结缔组织浓度增加到一定程度时,张力复合体的自调节能力丧失,骨骼-肌肉组织微损伤累积。
大量研究表明,巨噬细胞对骨骼肌损伤修复至关重要。通常认为,骨骼肌损伤后,ED1巨噬细胞首先吞噬死亡的肌细胞,之后ED2巨噬细胞移位至损伤部位进行修复。协调这一过程的是内血管监控单核细胞机制(endovascular-patrolling monocytes)。 然而,Brigitte等[51]的研究结果出乎意料,巨噬细胞的调控机制是由肌外膜和肌束膜协调调控。Brigitte等[51]对C57BL/6小鼠胫骨前肌和竖脊肌注射虎蛇毒素notexin,诱发肌肉损伤,观察髓系细胞反应,并采用骨髓移植方法(Bone marrow transplantation)辨别常驻巨噬细胞(resident macrophages,源于骨骼肌)和渗出巨噬细胞(exudate macrophages,源于循环血中单核细胞)。研究发现,虎蛇毒素诱发肌肉损伤后,肌外膜和肌束膜显示了强大的常驻巨噬细胞群,包括CD11b+F4/80+CD11c-Ly-6C-CX3CR1。这些常驻巨噬细胞是趋化循环血中白细胞的向心迁移通路,选择性释放两种趋化因子:细胞因子诱导的中性粒细胞趋化蛋白和单核细胞趋化蛋白1,从循环血中募集中性粒细胞和单核细胞。中性粒细胞首先出现在肌外膜和肌束膜中静脉血管周围 (损伤后约30 min),单核/巨噬细胞内流稍微滞后,损伤后90 min首先出现在肌外膜和肌束膜,损伤后6 h才出现在肌内膜中,损伤后12 h,深层损伤部位出现大量巨噬细胞聚积。这提示骨骼肌肌外膜和肌束膜常驻巨噬细胞协调了骨骼肌损伤后的先天免疫反应。骨骼肌损伤后巨噬细胞到达损伤部位具有严格的秩序性,首先出现在肌外膜和肌束膜,而后出现在肌内膜,最后大量出现在深层损伤部位,结合骨骼肌结缔组织构成情况,肌束膜衔接每一肌内膜,而肌内膜衔接基质膜和肌膜,表明巨噬细胞可能是首先通过肌束膜与肌内膜的连接板衔接点把巨噬细胞输送到肌内膜,之后肌内膜再通过与基质膜的衔接点将其输送到基质膜,最后到达肌细胞。如果环节衔接点出现问题,那么巨噬细胞的输送通路将受到妨碍,意味着骨骼肌损伤修复能力下降,损伤加剧。
归纳5.1、5.2和5.3的研究结果,过度使用性损伤与骨骼肌张力整合复合体失衡有关。如果骨骼肌长期受到不习惯机械张力应激,变化的骨骼肌超微结构没有足够的时间重塑,势必造成肌束膜承受更大的机械张力应激,导致胶原纤维沉积。肌束膜胶原纤维沉积导致两方面负面影响,一方面是肌束膜硬度增加、弹性减少,使远端的肌腱及附带的韧带、关节、骨受力改变,机械微损伤累积;另一方面是肌束膜胶原纤维增生影响了骨骼肌先天免疫调节系统,妨碍了骨骼肌超微结构损伤修复过程,这更加重了肌束膜的受力程度,进而形成骨骼肌细胞超微结构损伤→肌束膜微损伤→肌束膜胶原纤维沉积→骨骼肌先天免疫系统调节能力下降→骨骼肌超微结构损伤修复能力减弱→肌束膜微损伤加重→骨骼肌细胞超微结构损伤加剧的恶性循环,最终形成骨骼-肌肉系统过度使用性损伤症状。
骨骼肌以肌束膜为主线构成了一个张力整合复合体,把骨骼肌细胞内骨架蛋白、肌膜、肌内膜、肌束膜、肌外膜和肌腱紧密连接成为一体,其中肌束膜是传递骨骼肌细胞与肌腱之间张力的桥梁,而整合素是维持张力整合复合体的跨膜机械信号转导受体。在这个体系中,骨骼肌细胞内骨架蛋白产生的预张力是唯一的产生内在张力的因素,骨骼肌受到机械应激时,肌细胞内骨架蛋白结构改变,用以维持张力整合复合体的稳态。连续的机械张力应激导致骨骼肌细胞骨架蛋白结构长期处于变化之中,致使肌束膜承受更大的张力,进而导致肌束膜胶原纤维沉积、硬度增加,其主动收缩能力增加,由于两侧末端与肌腱衔接,造成肌肉-肌腱接头、肌腱反复被强力牵拉,进而造成肌腱附着的关节、韧带微损伤累积。肌束膜也包埋丰富的神经束和血管,硬度增加的肌束膜也造成神经、血管反复被挤压、牵拉,进而造成神经、血管微损伤累积,最终形成骨骼-肌肉系统过度使用性损伤症状。过度使用性损伤与骨骼肌张力整合复合体失衡有关。
[1]Barbe MF,Barr AE,Gorzelany I,et al.Chronic repetitive reaching and grasping results in decreased motor performance and widespread tissue responses in a rat model of MSD.J Orthop Res,2003,21(1):167-176.
[2]Soprano JV.Musculoskeletal injuries in the pediatric and adolescent athlete.Curr Sports Med Rep,2005,4 (6):329-334.
[3]Bahr R.No injuries,but plenty of pain? On the methodology for recording overuse symptoms in sports.Br J Sports Med,2009,43(13):966-972.
[4]d’Hemecourt P.Overuse injuries in the young athlete.Acta Paediatr,2009,98(11):1727-1728.
[5]Rowe RWD.Collagen fibre arrangement in intramuscular connective tissue. Changes associated with muscle shortening and their possible relevance to raw meat toughness measurements.J Fd Technol,1974,9(4):501–508.
[6]张祥,张学林,许寿生.运动与骨骼肌结构变化.中国运动医学杂志,2010,29(1):109-113.
[7]McQuibban GA,Gong JH,Wong JP,et al.Matrix metalloproteinase processing of monocyte chemoattractant proteins generates CC chemokine receptor antagonists with anti-inflammatory properties in vivo.Blood,2002,100(4):1160-1167.
[8]Brigitte M,Schilte C,Plonquet A,et al.Muscle resident macrophages control the immune cell reaction in a mouse model of notexin-induced myoinjury.Arthritis Rheum,2010,62(1):268-279.
[9]Chazaud B,Brigitte M,Yacoub-Youssef H,et al.Dual and beneficial roles of macrophages during skeletal muscle regeneration.Exerc Sport Sci Rev,2009,37(1):18-22.
[10]Semple JC. Tenosynovitis,repetitive strain injury,cumulative trauma disorder,and overuse syndrome,et cetera.J Bone Joint Surg Br,1991,73(4):536-538.
[11]OSHA.Ergonomics Program;Final Rule:29 CFR Part 1910,Department of Labor,Occupational Safety and Health Administration.Inflammation,2000,64 (Part II):68262–68870.
[12]Corrigan AB.The overuse syndrome in athletes.Med J Aust,1967,22;2(4):148-153.
[13]Fuller CW,Ekstrand J,Junge A,et al.Consensus state ment on injury definitions and data collection procedures in studies of football (soccer) injuries.Br J Sports Med,2006,40(3):193-201.
[14]Rani S,Barbe MF,Barr AE,Litvin J.Induction of periostin-like factor and periostin in forearm muscle,tendon,and nerve in an animal model of work-related musculoskeletal disorder.J Histochem Cytochem,2009,57(11):1061-1073.
[15]Barr AE,Barbe MF.Pathophysiological tissue changes associated with repetitive movement:a review of the evidence.Phys Ther,2002,82(2):173-187.
[16]Barbe MF,Barr AE.Inflammation and the pathophysiology of work-related musculoskeletal disorders.Brain Behav Immun,2006,20(5):423-429.
[17]Dennett X,Fry HJ.Overuse syndrome:a muscle biopsy study.Lancet,1988,1(8591):905-908.
[18]Kadi F,Hagg G,Hakansson R,et al.Structural changes in male trapezius muscle with work-related myalgia.Acta Neuropathol,1998,95(4):352-360.
[19]Glazebrook MA,Wright JR Jr,Langman M,et al.Histological analysis of achilles tendons in an overuse rat model.J Orthop Res,2008,26(6):840-846.
[20]Clark BD,Barr AE,Safadi FF,et al.Median nerve trauma in a rat model of work-related musculoskeletal disorder.J Neurotrauma,2003,20(7):681-695.
[21]Larsson SE,Bodegard L,Henriksson KG,et al.Chronic trapezius myalgia.Morphology and blood flow studied in 17 patients.Acta Orthop Scand,1990,61(5):394-398.
[22]卢鼎厚.人体运动功能和肌肉损伤.体育与科学,2006,27(5):65-70.
[23]Bolgla LA,Boling MC.An update for the conservative management of patellofemoral pain syndrome:a systematic review of the literature from 2000 to 2010.Int J Sports Phys Ther,2011,6(2):112-125.
[24]Brown SH,Gregory DE,Carr JA,et al.Adaptations to the Multifidus Muscle in Response to Experimentally Induced Intervertebral Disc Degeneration.Spine (Phila Pa 1976),2011,36(21):1728-1736.
[25]Carpenter JE,Flanagan CL,Thomopoulos S,et al.The effects of overuse combined with intrinsic or extrinsic alterations in an animal model of rotator cuff tendinosis.Am J Sports Med,1998,26(6):801-807.
[26]Langevin HM,Stevens-Tuttle D,Fox JR,et al.Ultrasound evidence of altered lumbar connective tissue structure in human subjects with chronic low back pain.BMC Musculoskelet Disord,2009,10:151-159.
[27]Piróg KA,Jaka O,Katakura Y,et al.A mouse model offers novel insights into the myopathy and tendinopathy often associated with pseudoachondroplasia and multiple epiphyseal dysplasia.Hum Mol Genet,2010,19 (1):52-64.
[28]Urso ML,Scrimgeour AG,Chen YW,et al.Analysis of human skeletal muscle after 48 h immobilization reveals alterations in mRNA and protein for extracellular matrix components.J Appl Physiol,2006,101(4):1136-1148.
[29]Perkins AD,Ellis SJ,Asghari P,et al.Integrin-mediated adhesion maintains sarcomeric integrity.Dev Biol,2010,338(1):15-27.
[30]Costa A,Orosz Z,Apor P,et al.Impact of repeated bouts of eccentric exercise on sarcolemma disruption in human skeletal muscle.Acta Physiol Hung,2009,96 (2):189-202.
[31]Piitulainen H,R,Komi P,et al. Molecular adaptations of voltage-gated sodium ion channel related proteins after fatiguing stretch-shortening cycle exercise.Scand J Med Sci Sports,2008,18(5):636-642.
[32]Passerieux E,Rossignol R,Chopard A,et al.Structural organization of the perimysium in bovine skeletal muscle:Junctional plates and associated intracellular subdomains.J Struct Biol,2006,154(2):206-216.
[33]Passerieux E,Rossignol R,Letellier T,et al.Physical continuity of the perimysium from myofibers to tendons:involvement in lateral force transmission in skeletal muscle.J Struct Biol,2007,159(1):19-28.
[34]Ramaswamy KS,Palmer ML,van der Meulen JH,et al.Lateral transmission of force is impaired in skeletal muscles of dystrophic mice and very old rats.J Physiol,2011,589(Pt 5):1195-1208.
[35]Zhang BT,Whitehead NP,Gervasio OL,et al.Pathways of Ca2+entry and cytoskeletal damage following eccentric contractions in mouse skeletal muscle.J Appl Physiol,2012,112(12):2077-2086.
[36]Boppart MD,Burkin DJ,Kaufman SJ.Alpha7beta1-integrin regulates mechanotransduction and prevents skeletal muscle injury.Am J Physiol Cell Physiol,2006,290(6):C1660-1665.
[37]Heinemeier KM,Olesen JL,Haddad F,et al.Expression of collagen and related growth factors in rat tendon and skeletal muscle in response to specific contraction types.J Physiol,2007,582(Pt 3):1303-1316.
[39]Grobler LA,Collins M,Lambert MI,et al.Skeletal muscle pathology in endurance athletes with acquired training intolerance.Br J Sports Med,2004,38(6):697-703.
[40]Levinger P,Caldow MK,Feller JA,et al.Association between skeletal muscle inflammatory markers and walking pattern in people with knee osteoarthritis.Arthritis Care Res (Hoboken),2011,63(12):1715-1721.
[41]Judge AR,Powers SK,Ferreira LF,et al. Meeting synopsis:advances in skeletal muscle biology in health and disease (gainesville,Florida,february 22nd to 24th 2012) -day 2:"muscle diseases and regeneration"and"clinical/translational research".Front Physiol,2012,3:201.
[42]Crane JD,Ogborn DI,Cupido C,et al.Massage therapy attenuates inflammatory signaling after exercise-induced muscle damage.Sci Transl Med,2012,4(119):119ra13.
[43]Carson JA,Wei L.Integrin signaling’s potential for mediating gene expression in hypertrophying skeletal muscle.J Appl Physiol,2000,88(1):337-343.
[44]Koskinen SO,Ahtikoski AM,Komulainen J,et al.Shortterm effects of forced eccentric contractions on collagen synthesis and degradation in rat skeletal muscle.Pflugers Arch,2002,444(1-2):59-72.
[45]Mackey AL,Brandstetter S,Schjerling P,et al.Sequenced response of extracellular matrix deadhesion and fibrotic regulators after muscle damage is involved in protection against future injury in human skeletal muscle.FASEB J,2011,25(6):1943-1959.
[46]Maas H,Sandercock TG.Force transmission between synergistic skeletal muscles through connective tissue linkages.J Biomed Biotechnol,2010,2010:575672.
[47]Stauber WT,Knack KK,Miller GR,Grimmett JG.Fibrosis and intercellular collagen connections from four weeks of muscle strains.Muscle Nerve,1996,19(4):423-430.
[48]Willems ME,Miller GR,Stauber FD,et al.Effects of repeated lengthening contractions on skeletal muscle adaptations in female rats.J Physiol Sci,2010,60 (2):143-50.
[49]张学林,高晓娟,史冀鹏,等.离心运动引起的骨骼肌过度使用损伤的机理研究.中国运动医学杂志,2012,31(12):1064-1074.
[50]Schleip R,Naylor IL,Ursu D,et al.Passive muscle stiffness may be influenced by active contractility of intramuscular connective tissue.Med Hypotheses,2006,66(1):66-71.
[51]Brigitte M,Schilte C,Plonquet A,et al.Muscle resident macrophages control the immune cell reaction in a mouse model of notexin-induced myoinjury.Arthritis Rheum,2010,62(1):268-279.