猪瘟病毒非结构蛋白功能研究进展

闫红岩 姬 伟 牛丹丹 司红丽 何成强

山东师范大学生命科学学院，济南 250014

Yan Hongyan，Ji Wei，Niu Dandan，Si Hongli，He Chengqiang

School of Life Science，Shandong Normal University，250014，Jinan，China

猪瘟是由猪瘟病毒感染引起的一种严重的病毒性动物传染病，猪瘟暴发是困扰世界养猪业的一大难题。猪瘟病毒基因组包括5′UTR、3′UTR和一个开放阅读框，后者分别编码4种结构蛋白：C、Erns、E1、E2；8种非结构蛋白：Npro、P7、NS2、NS3、NS4A、NS4B、NS5A和NS5B。在病毒复制过程中，NS3、NS4A、NS4B、NS5A、NS5B必需参与，而其余3种非结构蛋白即NP、P7和NS2是非必需的。本文从CSFV非结构蛋白着手来阐述最近几年有关CSFV非结构蛋白功能的研究进展。

1 Npro

Npro，是ORF编码的多聚蛋白的N端,具有水解酶活性，能以自催化的方式从正在翻译的多聚蛋白上断裂并成熟。早在1998年，Tratschin等已证实CSFV Npro对培养细胞中病毒的复制是非必要的[1]。当SK-6细胞被CSFV感染时，在poly(IC)诱导条件下，病毒抵抗细胞凋亡的能力将增加100倍[2]。2007年，Bauhofer等也研究证实Npro能够阻碍由IFN-α/β诱导的抗病毒效应[3]。

2 P7

P7是一种小的疏水蛋白,两端含有信号肽酶剪切位点,在定位于宿主细胞内膜上的信号肽酶作用下从多聚蛋白上断裂下来。研究发现在细胞抽提物中，P7部分与E2相连，在IRES作用下，E2与P7基因的分离可导致有活性的病毒的产生。Yi等利用嵌合基因组在HCV中研究证实蛋白P7和NS2有助于病毒感染性颗粒的形成[4]。

3 NS2

NS2蛋白最保守，是一种疏水性蛋白，定位于内质网膜上。早在1999年，就有研究发现，缺失NS2基因并不影响感染性RNA在细胞中的复制，但是该缺失毒株能够引起细胞病变[5]。2007年，Moulin等研究表明，缺失NS2的CSFV无法完成病毒颗粒的包装[6]。2011年, Tang等研究证明CSFV NS2蛋白表达能够保护细胞抵御MG132诱导的细胞凋亡，从而在炎症反应以及CSFV持续感染过程中发挥作用[7]。最新研究表明CSFV NS2蛋白包含两个内在的信号肽序列，这两个序列对NS2蛋白转位到内质网上发挥作用，NS2蛋白还可能存在至少四个跨膜结构域[8]。

4 NS3

NS3蛋白的氨基酸序列在黄病毒科中高度保守，具有丝氨酸蛋白酶活性[9], 核苷三磷酸酶活性(NTPase)[10], RNA激活的解旋酶活性(RNA helicase)。

5 NS2-NS3

一般来讲，自然界分离到的CSFV毒株属于非病变型(ncp型)。研究发现，在ncp型病毒中NS2和NS3蛋白以二聚体的形式存在，且不能被剪切。而在致细胞病变病毒中，NS2和NS3形成的二聚体较少，多以单体存在。因此，非结构蛋白NS3可作为cp型瘟病毒的分子标记。

6 NS4A NS4B

NS4A主要作为辅助因子，协助NS3在其下游多聚蛋白加工处理中发挥作用。2007年， Moulin等通过得出结论：CSFV非结构蛋白NS4A可作为辅助因子，通过与NS2-3或NS3相互关联，从而在病毒颗粒形成中发挥功能[6]。NS4B和NS4A蛋白可以抑制宿主细胞的翻译，在一定程度上可以减弱机体对抗病毒药物干扰素α(INF～α)的反应，同时使病毒逃避宿主的免疫作用。

7 NS5A

NS5A基因在CSFV中比较保守，氨基酸的同源性更高于核苷酸的同源性。NS5A是一种磷酸化蛋白，且是病毒复制复合物中唯一一个可以在翻译中被补充的蛋白。NS5A 可以和NS5B结合，形成RNA聚合酶复合体，使之能识别自己特异的基因组RNA，完成病毒复制。

8 NS5B

对CSFV、BVDV和HCV的NS5B蛋白的研究发现，它们均具有依赖RNA的RNA聚合酶(RdRp)活性。除RdRp活性外,NS5B还具有末端核苷酸转移酶活性。

9 展望

近年来，对CSFV的研究已取得了显著的进展，但是对CSFV的了解还不透彻。诸如在非结构蛋白P7 NS2 NS4B等的功能,NS2亚细胞定位的分子机制，非结构蛋白之间相互作用的调控机制，病毒复制的调控机制以及致病机理等方面都需要不断探索。对病毒非结构蛋白的功能的了解，有助于深入理解病毒的复制过程及病毒持续感染的分子机制，从而可以为疫苗研制、抗病毒药物研发等开辟新途径。

[1]Tratschin, J.D., et al., Classical swine fever virus leader proteinase Npro is not required for viral replication in cell culture. Journal of virology, 1998.72(9): p. 7681-7684.

[2]Ruggli, N., et al., Classical swine fever virus interferes with cellular antiviral defense: evidence for a novel function of Npro. Journal of virology,2003. 77(13): p. 7645-7654.

[3]Bauhofer, O., et al., Classical swine fever virus Npro interacts with interferon regulatory factor 3 and induces its proteasomal degradation. Journal of virology, 2007. 81(7): p. 3087-3096.

[4]Yi, M.K., et al., Compensatory mutations in E1, p7, NS2, and NS3 enhance yields of cell culture-infectious intergenotypic chimeric hepatitis C virus. Journal of virology, 2007. 81(2): p. 629-638.

[5]Moser, C., et al., Cytopathogenic and noncytopathogenic RNA replicons of classical swine fever virus. Journal of virology, 1999. 73(9): p.7787-7794.

[6]Moulin, H.R., et al., Nonstructural proteins NS2-3 and NS4A of classical swine fever virus:essential features for infectious particle formation.Virology, 2007. 365(2): p. 376-389.

[7]Tang, Q., et al., Classical swine fever virus NS2 protein promotes interleukin-8 expression and inhibits MG132-induced apoptosis. Virus genes,2011. 42(3): p. 355-362.

[8]Guo, K., et al., Identification of two internal signal peptide sequences: critical for classical swine fever virus non-structural protein 2 to trans-localize to the endoplasmic reticulum. Virology, 2011. 8: p.236.

[9]Wiskerchen, M. and M.S. Collett, Pestivirus gene expression: protein p80 of bovine viral diarrhea virus is a proteinase involved in polyprotein processing.Virology, 1991. 184(1): p. 341-350.

[10]Tamura, J.K., P. Warrener and M.S. Collett,RNA-stimulated NTPase activity associated with the p80 protein of the pestivirus bovine viral diarrhea virus. Virology, 1993. 193(1): p. 1-10.